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进行机器人细胞显微注射时,首先将预冷的、带荧光标记的生物相容性多糖溶液装入经过优化的显微注射针中。然后将装有溶液的注射针安装到可编程显微操作器的针夹上,以便在显微注射过程中精确控制针的位置。
将含有小鼠胚胎原代脑组织切片的培养皿连同培养基一起转移至加热的显微镜载物台上,以维持组织的生理条件。聚焦于包含锥体神经元的脑组织切片基底面,并将注射针浸入培养基中,使其靠近待显微注射的神经元。
调节补偿压力,以防止培养基通过毛细作用倒流进入针头。
使用软件定义注射轨迹和针头角度。将针头置于规划轨迹的起始点,启动自动显微注射程序。
针尖向目标细胞移动指定距离。施加的力使针尖压迫细胞膜,从而产生局部张力并破坏磷脂双分子层,实现穿刺。进入细胞质区域后,针尖根据设定的注射压力释放出精确控制体积的装载溶液。注射完成后,针尖回缩。
细胞膜上的穿孔会引发细胞内在的修复反应,以恢复膜的稳态。细胞膜在对神经元造成最小损伤的情况下重新封闭,将荧光标记的多糖溶液包裹在内。微注射过程持续进行,直至轨迹内的所有细胞均被注射。在脑组织切片中,成功注射的神经元会表现出荧光。
打开计算机、显微镜、显微镜相机、操纵器、压力装置和压力传感器。通过点击从 GitHub 下载的主文件夹中的文件 "launchapp.py" 来启动应用程序,并在弹出窗口中指定设备设置。
为防止发生意外堵塞,在将移液管浸入溶液之前应先建立向外的压力。将“补偿压力”滑条调节至24%至45%,然后点击“设定数值”。接着,根据压力传感器的读数,通过旋转机械压力阀旋钮,将压力调节至1至2 PSI。将组织切片转移至含有2毫升预热CIMM的3.5厘米培养皿中央。
然后,将培养皿置于已预热至 37 摄氏度的显微注射载物台上。使用长枪头塑料移液器吸取 1.4 至 1.6 µL 显微注射溶液,加入显微注射移液管中,并将该移液管插入移液管固定架内。
使用显微镜的最低放大倍数,将切片调至清晰对焦,并引导微移液管进入该视野,使其与切片目标处于同一焦平面。将显微镜的输出切换至相机,以观察视野和操作应用。
单击界面左上角的放大倍数按钮以启动设备校准。当弹出窗口提示选择放大倍数时,选择“10x”并点击“OK”。软件默认内置物镜为10倍。使用显微镜的微调旋钮重新对焦移液管尖端,并用光标单击移液管尖端。
接下来,按下“step 1.1”按钮,并在弹出窗口中按下“OK”。移液器将沿 Y 方向移动。单击移液器的尖端,然后按下“step 1.2”按钮。最后,在“Pipette Angle”输入框中输入“45”,然后按下“Set Angle”。在“Automated Microinjection Controls”面板中输入所需的参数,并将速度设置为“100%”。完成后,单击“Set Values”。
单击“绘制边缘”按钮,在弹出窗口中沿预期路径拖动光标以定义注射轨迹。进行神经元微量注射时,应以端脑的基底侧为靶点。将移液管移至轨迹线起点,单击其尖端。然后单击“运行轨迹”以开始微量注射。对每一个目标注射层面均重复此步骤。