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通过准备血液餐开始蚊子摄食实验,将所需浓度的活性测试化合物加入去纤维蛋白兔血中。该血液餐不含纤维蛋白,以防止血液凝固。
将该血液餐注入膜饲喂装置的输送口。将其连接至加热装置,保持血液处于最佳温度。用乳酸溶液涂抹膜表面。
将该装置置于含有成年、饥饿处理过的雌性蚊虫的笼中,以提高吸血成功率。在黑暗条件下孵育。乳酸可吸引蚊虫靠近饲喂装置,黑暗环境可促进其吸血行为。
将吸血后的蚊子转移至培养室。在血液餐消化后,活性测试化合物进入蚊子体内,影响其多种器官并导致部分蚊子死亡。
统计死亡蚊虫的数量并计算死亡率。通过在容器中放入一个产卵杯,评估测试化学品对存活蚊虫生殖系统的影响。
雌性蚊子利用血液餐中的蛋白质产卵,卵会收集在杯内。统计卵的数量,估算其繁殖力(产卵能力)的下降程度。
高死亡率和低繁殖力对应于该化合物的杀虫能力。
用吸虫器收集约150只4至5日龄的成年雌性蚊子,并将其转移至单独的笼子中。在喂养实验前1至24小时移除糖源。
将待测化合物溶于水中,配制80毫摩尔的储备液。然后用水进行系列稀释,得到所需浓度的工作储备液。
为获得所需的测试浓度,取每种稀释液40微升加入含有960微升脱纤维兔血的1.5毫升离心管中,用移液器吹打混匀。将膜滤器置于喂饲装置上,并用橡胶圈密封。
接下来,使用移液器将1毫升血液与测试溶液通过饲喂单元背面的输送口转移。将饲喂单元连接至加热装置。然后,用新配制的10%乳酸溶液轻轻擦拭膜表面。
将饲喂装置放入蚊笼中。用深色布料覆盖蚊笼,让蚊子饲喂一小时。蚊子吸血后,将蚊笼置于4摄氏度的冰箱中冷藏5分钟,以麻醉蚊子。随后,统计并记录蚊笼中蚊子的总数。
通过检查腹部,统计并记录完全吸血和部分吸血的雌蚊总数。每个剂量组应至少获得50只吸血雌蚊。移除未吸血的蚊虫。随后,将笼子转移至培养室,并使用评分表在相应时间点记录死亡蚊虫的数量。
在吸血后第3天,将一个产卵杯放入笼中,持续72小时。使用解剖显微镜统计每种处理条件下产生的卵的总数。