0 次观看 • 4:31 分钟 • July 8th, 2025
线粒体靶向抗癌药物（Mitocans）是一类选择性影响癌细胞线粒体功能并诱导细胞凋亡的药物。
为确定线粒体靶向抗癌化合物（mitocan）的细胞毒性，将含有半贴壁癌细胞的细胞悬液接种至多孔板中。加入目标线粒体靶向抗癌化合物溶液处理，并进行孵育。
mitocan进入癌细胞以破坏其线粒体活性，最终导致对mitocan敏感的癌细胞死亡。用含有Hoechst染料和碘化丙啶混合物的染色液处理细胞。
Hoechst 是一种可穿透细胞膜的荧光染料，能够进入所有细胞并与DNA的AT富集区结合，使活细胞和死细胞的细胞核均呈现蓝色荧光。
相比之下，碘化丙啶是一种不能穿透细胞膜的荧光染料，只能通过死细胞膜的破损区域进入细胞内部。该染料可插入DNA碱基对之间，使死细胞呈现额外的红色荧光。这两种染料同时存在于细胞核中时，使死细胞呈现紫色。
以低速离心培养板，使细胞沉降，以提高成像过程中的准确性。在荧光显微镜下观察，可见两种不同的细胞群体。计数两种细胞类型的数量。
紫色细胞占总细胞群体的百分比代表了死细胞比例，表明了测试用线粒体靶向抗癌化合物的细胞毒性潜力。
首先配制所需浓度的目标化合物溶液。务必通过充分涡旋混匀化合物。
若要测定单一化合物的细胞毒性，请将化合物配制为终浓度的2倍；若要测定化合物组合的细胞毒性，请将化合物组合配制为终浓度的4倍。
通过将相同量的溶剂与适当的培养基混合，制备仅含溶剂的对照组。将细胞收集到15毫升锥形管中，并取10微升细胞悬液用于台盼蓝染色。向该份样品中加入10微升0.4%台盼蓝溶液，使用血细胞计数板或细胞计数仪对活细胞和非活细胞进行计数。
在15毫升离心管中以200 × g 离心5分钟收集细胞，然后吸除或倾倒上清液。用适合检测的培养基重悬细胞沉淀，调整细胞密度为每毫升3×105个细胞。使用多通道移液器将50微升细胞悬液接种至96孔板的每个孔中。
对于单个化合物检测，向每个孔中加入50微升2倍浓度的化合物溶液。对于溶剂对照孔，加入50微升含有2倍浓度溶剂的检测培养基。对于联合检测，向每个孔中加入各25微升的4倍浓度化合物溶液。对于单个化合物对照孔，分别加入25微升4倍浓度的化合物溶液和25微升检测培养基。确保DMSO的最终浓度不超过0.5%。
为确保可重复性，使用移液枪加药时应将枪头接触孔板侧壁，并注意将药物加至不同的位置。此步骤应迅速完成，最好每块板不超过30分钟。
轻轻敲击培养板以混匀各孔中的内容物，并在37摄氏度和5%二氧化碳条件下孵育。
当准备用 Hoechst 33342 和碘化丙啶对细胞进行染色时，配制新鲜的 10 倍染色液，并向每孔加入 10 微升。轻轻敲击培养板，于 37 摄氏度孵育 15 分钟。
以 200 × g 离心 4 分钟，使所有细胞沉降至板底。然后，用湿润的实验室擦拭纸小心擦拭板的底部，去除可能干扰成像的碎屑。离心后 15 分钟内对板进行成像。