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为了生成诱导性多能干细胞(iPSC)来源的胸腺移行细胞(iTEs),需在合适的培养基中采用经脱氧鸟苷(dGUO)处理的小鼠胚胎胸腺叶,通过三维胸腺器官培养系统将未成熟T细胞诱导为iTEs。
dGUO进入胸腺环境并破坏内源性胸腺淋巴细胞,从而在共培养过程中防止其对iPSC来源的未成熟T细胞产生干扰。
在每个胸腺叶的中心做一深切口。将胸腺叶转移至新的培养皿中,培养皿内含有添加了生长因子干细胞因子、FLT3配体和白细胞介素-7的培养基。
用移液器将含有胸腺叶的培养基加入3D培养板的孔中。加入iPSC来源的未成熟T细胞。孵育。T细胞通过切口迁移进入胸腺叶。
在胸腺环境中,生长因子FLT3配体和IL-7与其在未成熟T细胞上的相应受体结合,从而激活转录因子并促进特定基因的表达。
因此,未成熟的T细胞经历一系列变化并获得特定特征,最终成熟为CD8αβ+ T细胞,其表面表达CD8分子、T细胞受体以及MHC I类分子。
移除未能迁移至小叶中的未成熟T细胞。
成熟的iTEs会迁出胸腺小叶,在光学显微镜下可观察到围绕小叶周围形成的类似晕轮的结构。
在dGUO处理的第7天,取出四个新的10厘米培养皿。每个培养皿中加入毫升完全培养基。将带有胸腺叶的硝酸纤维素膜全部转移至其中一个10厘米培养皿中。用镊子将各个胸腺叶从膜上分离,使其浸入培养基中。
将胸腺叶在室温下孵育1小时。然后,将胸腺叶转移至含有完全培养基的新10厘米培养皿中,在室温下继续孵育1小时。重复此转移和孵育步骤额外两次。
使用镊子将胸腺叶固定在培养皿上,同时用另一只手在中央部位切开一个深度为100至200微米、长度约为叶直径一半的切口,以促进T细胞前体迁入胸腺叶内。
将胸腺叶转移至一个新的10厘米培养皿中,该培养皿内装有完全分化培养基。如果使用带有上层和下层网格的3D培养板,请向两层网格中均加入无菌PBS,以防止悬滴蒸发和干燥。
接下来,将含有一个经dGUO处理的胸腺叶的完全培养基30微升转移至3D培养板的每个孔中。收集OP9/DLL1共培养中的非贴壁T系细胞,并将细胞重悬于培养基中,密度为每20微升含2,000至5,000个T系细胞。向3D培养板中每个胸腺叶加入20微升T系细胞悬液。在37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育过夜。
第二天,将P200移液器调至30微升。反复吹打每孔中的培养基数次,以去除胸腺叶周围的所有细胞。然后吸去每孔中的培养基,并加入30微升完全培养基。重复此过程(吹打、移除和更换培养基)5至7次,以去除所有未迁移进入胸腺叶的额外未成熟T细胞。
继续孵育叶状体,并确保每天更换25至30微升培养基。在第4或第5天,使用光学显微镜确认由iPSC衍生的胸腺迁移细胞在叶状体周围形成晕状结构。通过移液收集培养基中的iTEs,注意避免破坏叶状体。每天更换培养基,并持续收集至大约第12天。
收获的iTEs可直接用于分子分析 在 体内 移植实验