0 次观看 • 4:21 分钟 • July 8th, 2025
取自然杀伤细胞,即NK细胞。加入包含病毒酶和编码荧光蛋白的经改造RNA分子的慢病毒载体。
加入阳离子聚合物并沉淀细胞和病毒。
这些聚合物可中和病毒和细胞上的负电荷,促进膜融合。
RNA被逆转录为DNA并整合到宿主基因组中,从而实现荧光蛋白的表达。
加入添加了细胞因子白细胞介素-2(interleukin-2,IL-2)的培养基。
IL-2 可触发细胞内信号传导,促进自然杀伤(NK)细胞的存活与增殖,同时维持外源基因的表达。
将混合物转移至已包被抗体的孔中,这些抗体可结合自然杀伤细胞(NK细胞)上的特异性免疫受体,从而刺激其释放抗病毒细胞因子。
定量检测释放的细胞因子,以评估该聚合物对细胞因子产生的影响。
加入荧光染料以标记坏死细胞的 DNA。
利用流式细胞术鉴定活细胞,并定量荧光蛋白信号,以测量聚合物诱导转导的效率。
将小鼠或人原代NK细胞悬浮于24孔板的孔中,每毫升培养基中细胞密度为0.5 × 105,加入MOI为5、10和20的GFP慢病毒上清液,并分别加入聚凝胺、硫酸鱼精蛋白或葡聚糖。
将培养板在1,000 × g条件下离心 g 孵育60分钟。随后,不倾倒上清液,将细胞置于含5.2%二氧化碳的37摄氏度培养箱中过夜培养。用10毫升PBS洗涤细胞后,加入2毫升含IL-2的RPMI 1640培养基重悬细胞。
在收获细胞的前一天,用每毫升含2.5微克的抗NKG2D单克隆抗体包被96孔高蛋白吸附性聚苯乙烯板,并在室温或冰箱中孵育过夜。次日,用100微升PBS每孔洗涤三次。
轻轻敲击培养板,收集转导后的NK细胞。然后将100微升细胞加入96孔板的每个孔中。激活后16至18小时,使用多通道移液器收集上清液。随后,利用ELISA试剂盒中的重组细胞因子绘制标准曲线,并定量上清液中的细胞因子(如干扰素-γ)。
为了检测NK细胞的存活率,在转导后的第四天,用10毫升冷的PBS洗涤细胞两次。然后收集细胞,并使用膜联蛋白V/7-氨基放线菌素D对细胞进行染色。通过流式细胞术确定转化后的NK细胞中坏死细胞的百分比,并根据文本方案分析数据。
本文讨论了使用慢病毒载体和阳离子聚合物对自然杀伤(NK)细胞进行转导的方法。该过程可增强NK细胞的存活和增殖能力,同时实现荧光蛋白的表达。
提高原代自然杀伤(NK)细胞中慢病毒转导效率,可解决免疫治疗开发中的一个关键瓶颈问题,即低转染率限制了对工程化受体和外源基因功能的验证。通过使用阳离子聚合物克服静电屏障,该方法提高了靶点去风险评估的预测可靠性,并支持基于NK细胞的治疗候选物的可扩展化工作流程。该策略能够定量评估外源基因表达及细胞因子功能,为免疫治疗研发管线的早期推进或终止决策提供依据。
该方法通过实现将基因稳定递送至原代自然杀伤(NK)细胞,契合了从发现到临床前研究的连续过程,这是在体内测试前验证嵌合抗原受体(CARs)或免疫调节性转基因的关键步骤。
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最后更新:22 八月 2026