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将小鼠视网膜平铺样本置于记录室内的生理溶液中。
使用显微镜将记录电极置于视网膜上方。该电极包含一个电极,并充满内液溶液。
施加正压以防止移液管堵塞,将其插入视网膜,然后降低压力以避免组织损伤。
将移液管向星爆型无长突细胞(SACs)推进,这些细胞通过突触与其他神经元相连。
接近细胞,直至其膜上形成凹陷。释放压力,使膜黏附于尖端。
使用负电流将膜片吸至移液管内。
施加负压以破裂膜片,建立电极与细胞胞质之间的连续性,该技术称为全细胞膜片钳。
为了记录突触电流,施加电压以保持 SAC 膜电位恒定。
由突触连接的神经元释放的神经递质会触发离子通过SAC突触受体流动,该过程由电极测量。
在此步骤中,通过注射器滤器将内液过滤至定制的后填充毛细管中。然后将毛细管插入新拉制的微电极中,并将内液 dispensing 至尖端附近,直至液体覆盖银电极导线超过5毫米。随后,将微电极固定在带有吸力接头的电极夹持器上,通过推动或拉动连接管的10毫升塑料注射器活塞,调节电极内部的压力。
接下来,将移液管置于物镜下方,并将其下降至距离视网膜约 100 微米的位置。在当前跟随模式下,使用直流偏移将静息的直流电压信号调零。在电流钳模式下,通过向处于浴液中的移液管注入固定幅度的方波电流,测量移液管电阻。通过调节接入电阻旋钮补偿差异,并根据旋钮上的读数计算移液管电阻。
随后,缓慢将电极移至视网膜上方约10微米处。对电极施加正压。接着,观察当电极接近视网膜时,反射光在移液管尖端的变化。
迅速但轻柔地将移液管插入内核层(GCL),并立即解除正压。将移液管朝向标记的神经元移动,避免接触其他神经元、血管以及Muller细胞的终足。如需防止电极堵塞,可施加适当正压。
接着,将移液管尖端置于标记神经元附近,直至观察到细胞膜出现凹陷。然后释放正压,使细胞膜回弹至移液管尖端。向移液管施加 20 至 120 皮安的负电流,以促进吉欧姆封接的形成。
在释放正压后让细胞膜回弹非常重要,因为细胞膜与移液管开口之间自然形成的良好封接对于记录后维持细胞形态至关重要。
如有必要,可施加轻柔的负压,使细胞膜进入移液管。封接形成后,等待五分钟再破裂细胞膜,以允许灌流清除溢出的胞内溶液。细胞膜破裂后,在电流钳模式下,打开桥平衡,并使用 R 轴旋钮进行调节。在电压钳模式下,通过将细胞钳制在反转电位,记录兴奋性和抑制性突触后电流。