Name: 体外骨骼肌微血管制备离体血管反应性的调查 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-04-28T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min
Description: 学习离体微血管制备技术，通过手术分离和双插管法研究阻力小动脉的血管反应性。该方法可评估血管对药理刺激的反应，揭示血管功能与功能障碍的内在机制，为心血管健康研究提供可靠实验手段。

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本工作得到美国心脏协会（EIA 0740129N）和美国国立卫生研究院 T32 HL90610 项目的资助。

1. 实验前准备
<ol>
 <li>实验前一日，使用适当尺寸的玻璃毛细管（可采用水平或垂直拉制仪）拉制成微吸管。尖端直径可根据所分离的血管进行调整，但通常使用50–150 μm的直径范围。随后在丁烷火焰上加热，将微吸管弯折成适用于微血管实验装置的合适构型。使用精细镊子手动折断微吸管尖端至目标血管所需的近似直径，并可根据具体应用需要将其研磨或抛光至合适形状。有关这些操作的详尽且出色的综述，可参考Davis et al.16。然后将两个微吸管相对安装至微血管腔室的吸管夹持器中，必须调整其方向，使尖端位于血管腔室内的同一垂直和水平平面上。 
本文所用的微血管腔室（图1和图2）由威斯康星医学院生理学系的David Eick先生定制制造（<a href="http://www.phys.mcw.edu/">http://www.phys.mcw.edu/</a> 和 <a href="http://www.eicktech.com">www.eicktech.com</a>）。然而，市面上也有多种其他构型的微血管腔室可供选择，其中Living Systems Instrumentation（<a href="http://www.livingsys.com/">http://www.livingsys.com/</a>）和IonOptix（<a href="http://www.ionoptix.com/">http://www.ionoptix.com/</a>）开发的系统尤为常见。使用这些其他系统时，可能必须采用倒置显微镜而非传统的直立显微镜，尽管具体选择取决于实验和设备需求。对于需要荧光或共聚焦成像的实验方案，建议使用倒置显微镜。</li>
 <li>配制生理盐溶液（PSS；如下所述），并确保其pH值调节至特定实验条件下的适当水平（通常为7.38–7.42，处于生理范围内）。PSS溶液可预先配制并冷藏保存，但在使用前必须在适当温度下检测pH值。若实验人员或特定实验方案有要求，PSS溶液中可添加白蛋白，但此步骤并非普遍必需。</li>
 <li>用于测量血管直径的数字视频测径器应使用血细胞计数板或显微镜载物台微尺进行校准。为确保准确校准，必须将微尺置于与血管腔室中流入/流出微吸管相同的平面上。</li>
 <li>应预先制备用于将微血管固定于吸管上的结扎环，并确保其便于后续使用。结扎环可由8-0或更细的眼科缝线制成。单个结扎环可提前制备，并在需要前存放于培养皿中，置于载玻片周围反向粘贴的小段胶带上并加盖保存（以防止丢失）。（图3）。</li>
</ol>
2. 实验当天
<ol>
 <li>应开启所有辅助设备并检查其功能是否正常。包括防振/浮动台、循环加热水浴（设定温度以使浴槽内液体温度保持在适宜水平，通常为 37 °C）、所有压力传感器以及血管浴槽的排水泵（图 1A 和 1B）。开启血管浴槽以及灌流液和灌注液储液瓶中的平衡气体。</li>
 <li>用 PSS 溶液填充所有储液瓶、管道和腔室。通向流入端移液管的灌流液管路必须完全充满，以避免管路中存在气泡，这些气泡可能脱落并损伤血管内皮（图 1C）。如有需要，可使用注射器轻轻推动 PSS 溶液完全通过移液管，确保其完全充满且无任何可能阻碍灌流液流动的堵塞。流入压力应保持在合理范围内，以避免损坏压力传感器。</li>
</ol>
3. 微血管采集
<ol>
 <li>在获取微血管前，应先对供体动物进行麻醉，随后根据所研究血管系统的特性，采用最适宜的方法分离目标血管。在某些情况下，可能需要摘除器官本身（如脑部或冠状微血管），而在其他情况下，则可直接从麻醉动物体内取出血管（如肌肉组织中的血管）。图中展示了股薄肌内血管走向的一个示例。 图4. 估算血管的长度 体内 在使用镊子或小型卡尺移除前。在将血管从动物/器官上取下之前，进行最后一次检查以确保血管腔室已准备就绪并正常运行（包括所有结扎环均已就位）会非常有帮助。</li>
 <li>用精细镊子夹住血管一端的外侧，从动物或器官上取下血管，沿血管长轴剪开，直至完全游离，操作过程中需格外小心，避免对血管产生任何牵拉。游离后立即将其放入盛有PSS的1.7 mL离心管中，但不要松开镊子，以保持血管原有方向，确保灌注时灌流液在浴槽中的流动方向与动物体内血流方向一致。</li>
</ol>
4. 血管插管
<ol>
 <li>将血管置于盛满液体的浴槽中，并将近端套接到流入端移液管上。此操作最好在导管内维持适度的灌注压力（约50 mmHg）的情况下进行，同时使用一对精细镊子夹住血管近端管腔壁的两侧（即每只手各持一把镊子）。在本实验室中，我们使用来自Fine Science Tools的精细镊子。<a href="http://www.finescience.com/Home.aspx">http://www.finescience.com/Home.aspx</a>），尽管任何结构合适的镊子均可有效使用。将血管套入套管尖端，并沿尖端推进血管，直至可使用两根结扎线固定血管为止。</li>
 <li>将灌注压力升高至约75 mmHg，以进一步扩张血管并便于在远端移液管尖端进行插管。通过血管的灌注可在血管远端流出处的灌流液储液池中观察到液体的形变（在显微镜下）。将血管远端插管至流出端移液管，并用两个结扎环固定（这两个最终的结扎环必须在插管前预先就位）； 图5).</li>
 <li>调整套管针至所需的 XYZ 坐标，直至血管变形最小，且血管接近 体内 长度。升高流入压，直至接近该血管段通常所承受的平均动脉压的百分比（本实验室对股薄肌的大阻力小动脉采用平均动脉压的80%）8).</li>
 <li>将一个小型曝气石（可提供适当气体混合物）放入浴液中，并在灌流 chamber 上覆盖塑料薄膜或玻璃盖，以防止液体溅到显微镜镜头。我们使用的曝气石在普通宠物店或水族用品店均可购得，直径约为 1 cm，但更小尺寸的同样有效。曝气石的存在可确保血管始终获得充足的气体供应，从而延长血管的存活时间。在所有测量期间，应移除曝气石（或暂时中断通过曝气石的气流），以避免图像失真。松开流出端移液管上的夹子，使液体流经血管 30 分钟。应定期夹闭流出端管道，以判断血管是否正在建立静息张力。此时必须检查所有血管是否存在压力泄漏。通过向血管内施加已知压力（通常为 100–120 mmHg），随后夹闭流出端和流入端管道，若管腔内压力保持稳定，则表明无明显泄漏；若压力开始下降，则存在显著泄漏，必须予以封闭。流入端或流出端移液管处的泄漏通常可通过在移液管上血管周围增加一个结扎环来修复。 alternatively，若血管存在小的侧支导致泄漏，则会影响血管有效维持压力的能力，并可能引入额外误差来源。一旦发现此类泄漏，通常可用 10-0 眼科缝线单圈结扎封闭。 alternatively，使用从 6-0 缝线中分离出的单股纤维制作结扎环也同样高效。若无法定位泄漏点或无法有效结扎（例如侧支无主干，仅为血管壁上的孔洞），则可能导致实验提前终止，需更换其他血管（通常选用动物对侧肢体——必要时为对侧——的相同血管）。 
 
 应让血管在无灌流条件下平衡至少30分钟。所有实验均在无灌流条件下进行。当血管已形成满意的张力，并符合该实验的纳入标准时，即可用于后续研究。 
 
 这些纳入标准可能因具体的实验方案和研究者而异。在我们的实验室中，通常采用以下标准：
 <ol class="lalpha">
 <li>主动语调 &gt;30%（计算方式为 ΔD/D）最大 x 100，其中 ΔD 是指小动脉内壁直径在平衡压力基础上暴露于 Ca 后的增加值2+无 PSS 和 D最大值 是在 Ca 的平衡压力下测得的最大直径2+无PSS的</li>
 <li>以肌源性激活（即腔内压力升高时，微动脉直径维持不变或更优地出现减小）作为血管平滑肌层功能完好的指标。</li>
 <li>具有活性的内皮细胞层，可通过乙酰胆碱（10-6 浴液中的 M）。</li>
 <li>可根据具体实验方案的需要增加其他纳入标准，包括对肾上腺素能激动剂（如苯肾上腺素，10-7 M），对其他刺激物（如腺苷（10-5 M）或缺氧（0% O₂条件下的降低）2 在平衡气体中）。</li>
 </ol>
 </li>
 <li>以下部分是一个“模拟实验”的示例。所有所需溶液均按要求配制，并注意计算血管腔室内生理盐溶液（PSS）的稀释因子。例如，对于部分实验设备，血管腔室的容积为20 ml。因此， 20 μl 10 的-2 M 储备液得到的有效浓度为 10-5 将血管置于含 M 溶液的浴槽中。在完成上述的血管取出、套管插入、平衡及验证步骤后，实验即可开始。具体细节（如处理分组的随机化及有效性）因实验而异，详细描述将占用过多篇幅，因此此处不作详述。 
 
 初始对照反应的测定。以肌源性激活（压力诱导的血管收缩）这一生理刺激为例，将管腔内压力在目标范围内随机改变，并给予血管足够的反应时间（本实验中为5-7分钟）。以乙酰胆碱刺激为例的药理学刺激，则按照随机顺序从储备液中将药物加入浴槽后方。本实验中，通常采用的浓度范围为10⁻⁹ M至10⁻⁴ M。-9 至 10-5 浴液中乙酰胆碱的浓度通常为 M，冲洗效果的定义为平衡直径的恢复。由于乙酰胆碱是一种作用迅速的试剂，仅需数秒即可达到最大舒张反应。而其他试剂（如肽类）则需要更长时间才能引发最大反应，因此必须充分考虑达到最大反应所需的时间以及有效冲洗所需的时间。在获取对照反应数据后，可对系统施加特定干预措施，包括将血管与受体激动剂/拮抗剂、作用于特定离子通道的试剂共同孵育，改变管腔内压力，调整平衡气体成分，或使用靶向特定酶系统的药理学试剂等，以上仅为最常见的干预方式举例。 
 
 在干预措施达到预期作用时间后（该时间应经过适当验证），可开始下一轮数据采集。根据具体的实验方案，可对血管施加后续干预措施，或移除首次干预（可行时通过洗脱，或简单地撤除生理刺激）。待血管恢复至平衡状态后（应予以确认），可根据需要施加进一步的干预措施，并继续收集数据。该通用流程将持续进行，直至实验结束，或血管制备质量下降至先前设定的阈值标准以下（例如对激动剂的反应能力或产生足够主动张力的能力）。此时，实验可宣告结束；或者研究者也可选择采集与离体血管反应性无关的数据（例如血管壁力学特性，此类检测可采用与肌源性激活相同的实验流程，仅需使用完全无主动张力的血管即可）。14).</li>
 <li>定期清洁所有设备对于去除盐分沉积以及防止任何不需要的生物体生长至关重要。每次实验结束后，至少应使用大量蒸馏水或去离子水彻底冲洗所有管路和腔室，并使其完全干燥。每使用2-3天后，还需用乙醇清洗一次，并让设备完全干燥。每周连续使用结束后，所有管路和腔室均需注入0.1 M盐酸，静置“孵育”30分钟，然后如上所述用大量水彻底冲洗。最后，在连续使用2-3周后，所有管路段均应更换为新的，腔室和储液槽则用1.0 M HCl清洗，随后用蒸馏水或去离子水进行充分冲洗。若发现管路出现变色，或在管路、腔室/储液槽任何部件中出现可见的生物生长，应视情况予以更换或彻底清洁。通过定期清洁和常规维护，设备可长期使用。撰写本文时，我们的血管腔室均已使用超过8年th 或 9th 常规使用一年以来，我们未遇到任何显著困难。</li>
</ol>
5. 代表性结果
<img alt="显微镜和气体分析的实验室设置；包括显微镜、气体钢瓶、控制单元。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig1A.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1A"> 
图1A. 本图展示了基本的微血管实验站设置。A = 用于观察血管的电视机；B = 数字卡尺；C = 注射器，用于在需要时推动灌流液通过进液移液管；D = 静水柱，用于调节灌流液入口压力；E = 显微镜；F = 微血管腔室；G = 灌流液储液罐；H = 压力监测仪（可根据需要添加多个）；I = 微血管腔室灌流液排水泵；J = 平衡气体混合气罐；K = 废液容器（用于收集灌流液）；L = 循环水加热器；M = 抗振/浮动台。
<img alt="显微镜辅助的电生理实验装置；用于测量离子通道活性；科研实验室设备。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig1B.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1B"> 
图1B. 本图展示了微血管腔室装置的更详细视图。图中，E = 显微镜；F = 微血管腔室；H = 压力监测器（为简化起见仅显示一个，但可根据需要在不同位置添加多个）；I = 微血管腔室排水泵；N = 连接至灌流液流入微管起始端的管路（自图1A中“D”处延续而来）；O = 连接至灌流液流出微管的管路。
<img alt="电泳装置；蛋白质分离，凝胶室，标注部件，提取方法，实验设备。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig1C.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1C"> 
图1C. 本图展示了微血管腔室的最接近视图。图中，N = 灌注液管路（即直接连接至灌注液流入移液管的管道）；O = 直接连接至灌注液流出移液管的管道；P = 流入移液管的水平与垂直位置控制装置；Q = 水浴的灌流液排出管（连接至图1A和图1B中的“I”）；R = 来自储液器的水浴流入管（连接至图1A中的“G”）。
<img alt="电泳装置；流体流动路径；凝胶放置；DNA分离过程；实验室实验。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 本图展示了系统中流体和气体流动的示意图。图中，A = PSS灌流液进液管路；B = 通向进液移液管的PSS灌流液管路；C = 从浴槽排出至废液容器的PSS灌流液；D = 从出液移液管排出的PSS灌流液；E = 加热水进入腔室夹套的入口；F = 加热水从腔室夹套流出的出口。
<img alt="纺织纤维的显微镜分析；左侧：单根纤维结构，右侧：纤维排列示意图。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 3"> 
图3. 本图展示了用于我们实验准备的单个结扎环，由眼科缝线制成（通过解剖显微镜观察，目镜放大倍数为10倍，变焦放大倍数可调至4.5倍；图A），以及将多个8-0和10-0缝线结扎环缠绕在倒置的胶带上的储存方式，胶带固定于载玻片周围，并将载玻片置于加盖的培养皿中保存（以防丢失；图B）。
<img alt="股薄肌小动脉显微图像；血管解剖学研究；股静脉分支、闭孔神经。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 4"> 
图 4. 本图显示了股薄肌阻力小动脉在手术分离和切除前通过标准解剖显微镜观察的图像，以提供适当的空间方位参考。
<img alt="根尖显微镜图像；植物细胞研究显示细胞结构细节和生长分析。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 5"> 
图 5. 本图展示了一个插管微血管的代表性图像。图 A 显示了血管的全长，包括流入端（A）和流出端（B）移液管，以及结扎环（C）。图 B 为高倍放大图像，清晰显示了使用数字卡尺测定小动脉内径的过程（本例中直径为 112 μm）。
<img alt="流体动力学实验；高速摄像机捕捉物体周围的流动；速度分析。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图6"> 
图6. 本图展示了平衡后套管化微血管的代表性图像。上方图像为微血管在平衡压力下处于对照、未刺激状态时的图像，中间图像为同一血管经乙酰胆碱（浴液中浓度为10-6 M）刺激后发生舒张的图像，下方图像为该血管经去氧肾上腺素（浴液中浓度为10-7 M）刺激后发生收缩的图像。
<img alt="动脉反应图：氧含量、乙酰胆碱浓度、管腔内压力的影响。" src="/files/ftp_upload/3674/3674fig7.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 7"> 
图 7. 本图总结了离体微血管在以下刺激条件下的反应：低氧（图 A，本系统中灌流液和灌注液的 PO2 从约 135 mmHg 降至约 40 mmHg）、乙酰胆碱浓度梯度增加（图 B）、在对照条件下以及血管经无钙 PSS 孵育后血管内压力的变化（图 C）。

<ol><li>Goodwill, A. G., Frisbee, S. J., Stapleton, P. A., James, M. E., Frisbee, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+Chronic+Anticholesterol+Therapy+on+Development+of+Microvascular+Rarefaction+in+the+Metabolic+Syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Microcirculation%22%5BJournal%5D)">Impact of Chronic Anticholesterol Therapy on Development of Microvascular Rarefaction in the Metabolic Syndrome.</a> Microcirculation. , 1-18 (2009).</li>
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</ol>

未声明利益冲突。

本文所述方案介绍了骨骼肌微血管的分离、摘除和双重套管技术，尽管该通用技术可 readily 应用于大多数组织。在本论文中，作者使用“微动脉”一词来描述一种在静息活性张力状态下直径介于 70–120 μm 的阻力血管，这种血管也是调节器官或组织灌注阻力的主要因素。
经过一些改进后，该系统可适用于特定研究者的多种应用，并可轻松整合其他技术，以开展更深入的实验（例如，使用跨膜电极测定膜电位17）。基本制备中的关键步骤始终是确保用于插管血管的流入和流出移液管匹配良好、保持通畅，并能方便地维持灌注流量和压力。当移液管被微小碎屑堵塞时，可能需要折断管尖极小部分以恢复液体流动。如果操作谨慎，移液管可重复使用多次，直至其无法再通或管径过大，导致血管插管变得极为困难。然而，通过熟练掌握该手术与实验制备技术，细致关注操作细节，并根据特定条件和需求进行适当调整，研究者可轻松评估在多种生理和药理刺激下决定血管反应性的各种通路。该制备方法还可使研究者在无主动张力条件下对血管壁力学性质的改变进行基础分析14。这确实是一项非常强大且具有高度适应性的技术，可广泛应用于从...

的 离体 分离骨骼肌微血管制备用于血管反应性研究

The ex vivo Isolated Skeletal Microvessel Preparation for Investigation of Vascular Reactivity

分离的微血管制备是一种 离体 一种可用于研究调控血管直径进而影响灌注阻力的各类因素之不同作用的制备方法1-5这是一个经典的实验制备方法，很大程度上最初由 Uchida 描述。 等15 几十年前。这一最初的描述为相关技术奠定了基础，随后这些技术主要在弗吉尼亚大学Brian Duling博士的实验室中得到了广泛改进和优化。6-8，我们将在接下来的页面中介绍一种当前常用的方法。本实验方案将以大鼠的股薄肌小动脉作为微血管的典型示例，但该基本制备方法可轻松适用于跨物种的几乎所有其他组织或器官中分离出的血管。9-13机械性（即尺寸性）变化在离体微血管中可轻易评估，以响应多种生理学（如缺氧、血管内压力或剪切力）或药理学刺激，并可揭示完整生物系统中整合反应所包含的机制要素，尽管 离体，组织。该方法的意义在于，它能够简便地调控影响微血管直径整合调节的各种因素，同时还能控制来自其他多种来源的贡献，包括管内压力（肌源性）、自主神经支配、血流动力学（如剪切应力）、内皮依赖性或非依赖性刺激、激素以及实质组织的影响等。在适当的实验条件和明确的研究目标下，这种方法具有相对优势 体内 或 原位 组织/器官制备，难以便捷地调控更广泛的系统性变量。 
该制备方法的主要局限性本质上源于其优势所在。根据定义，这些血管的行为是在许多对血管阻力调节起最重要作用的因素（包括神经、体液、代谢等）均已被去除的条件下进行研究的。因此，研究人员需谨慎，避免对利用该制备方法所获得的数据进行过度解读或外推。该制备方法另一个重要的关注点在于，很容易损伤内皮层或血管平滑肌等细胞成分，从而引入可变的误差来源。强烈建议研究人员在实验开始时以及在整个实验方案进行过程中定期采用适当的检测手段，以确保制备样本的质量。

本文描述了一种ex vivo制备方法，用于分离最大的股薄肌阻力小动脉，以检测血管对血管活性刺激的反应，并通过被动管壁力学评估其基本结构特性。

分离的微血管制备是一种离体实验方法，可用于研究调控血管功能的各种因素的不同作用……

本实验的总体目标是对外周阻力动脉进行手术分离、摘除，并实施双端套管插管。为了在离体条件下进行研究，首先需在麻醉动物体内识别并手术分离出微血管。随后将微血管转移至血管灌流腔室，对微血管的近端和远端分别进行套管插管。最后，微血管会接受药理学或生理学刺激以及实验性干预，以评估血管自身内在的功能或功能障碍机制。最终，通过针对性的适当刺激和干预，结果可揭示在离体条件下血管反应性的模式及其相关机制。通常，初学者在操作该方法时会遇到困难，因为该制备过程不仅要求在显微镜下具备出色的外科技能，还需要具备足够的耐心和精细的运动控制能力，以对直径通常远小于100微米的微血管进行双插管操作。此操作必须以对血管造成最小程度的损伤为前提，否则整个操作将仅导致血管无反应，从而无法完成实验。本实验操作将由我实验室的研究生 Joshua Butcher 演示。在进行离体微血管制备之前，首先将预先准备好的玻璃微移液管置于丁烷火焰上加热，弯曲成合适的形状。然后使用精细镊子将尖端折断至合适的直径。将两支微移液器相对放置于微血管腔室的移液器架中，调整方向，使尖端位于血管腔室内的同一垂直和水平平面上。接着，配制生理盐溶液（PSS），并检查其pH值是否已调节至特定实验条件所需的适当水平。使用血细胞计数器、细胞计数板或显微镜载物台微尺，校准将用于测量血管直径的数字视频测径工具。使用8-0或更细的眼科缝线制备单尖端环，用于将微血管连接到移液管上。实验当天，将环存放在培养皿中，置于包裹在显微镜载玻片上的小段胶带处。打开血管腔室以及PERFUSE八和SUSE八储液器中的平衡气体。用PSS溶液填充所有储液器、管道和腔室。如有需要，可使用注射器轻轻推动PSS溶液，使其完全通过移液管，以确保管道畅通且充满。保持流入压力在合理范围内，避免损坏压力传感器。在麻醉动物并暴露微血管后，用精细镊子夹住血管外侧，沿血管长轴剪下微血管。操作时需格外小心，避免牵拉血管。接着，将血管置于盛满液体的浴槽中，用一对精细镊子以适当的灌注速率夹住近端血管腔壁的两侧，并将近端套入进液端移液管进行套管操作。然后将血管套在套管尖端上，并向前推进至 T 形环能够固定血管的位置。将 T 形环安置在血管远端，并将其套入流出管道，用 T 形环固定。调整套管位置，直至血管无明显变形，且血管长度接近体内实际长度。将一个释放适当气体混合物的小型鼓泡石放入浴液中。用塑料膜或玻璃盖盖住浴槽，以避免显微镜镜头被液体溅到。定期夹闭流出管，以判断血管是否出现张力升高现象。通过增加容器内的压力并夹闭流出管路，随后夹闭流入管路，检查容器是否存在泄漏。如果管腔内压力保持稳定，则表明无明显泄漏。如果血管有小的侧支且发生泄漏，在微血管插管、平衡和验证后，使用单环10-0眼科缝线结扎该侧支，然后开始实验以测定初始对照反应。例如，对于肌源性激活或压力诱导收缩等生理刺激，可在设定的压力范

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Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

“体外骨骼肌微血管制备离体血管反应性的调查

原代细胞培养是一种用于分析特定细胞群体的有用技术，尤其适用于特定发育阶段的转基因小鼠胚胎。本文中，通过分离和解离胚胎心室，利用抗体偶联磁珠识别并分离内皮细胞，以进行后续分析。...

分离胚胎心室内皮细胞

我们介绍一种用于在原生、完整的微血管内皮中观察和操控钙信号的方法。从供应骨骼肌的小阻力动脉中 freshly...

从小鼠阻力动脉中分离微血管内皮管

人类骨骼肌中的血管含有多种多能前体细胞群体，非常适合用于再生医学应用。该分离方法可同时从血管的三个结构层中分别纯化出三种多能前体细胞群体：来自内膜的肌源性内皮细胞、来自中膜的周细胞以及来自外膜的外膜细胞。...

从人骨骼肌中分离血管来源的多能前体细胞

导致内膜增生（IH）和静脉移植物失效的机制仍不甚清楚。本研究描述了一种在可控血流和压力条件下灌注人静脉的ex vivo系统，并进一步评估了外部网状加固限制IH发展的有效性。...

人体大隐静脉操作步骤 离体 灌注与外部加固

将原代人脐静脉内皮细胞（HUVECs）在微流控网络装置中培养至融合状态。展示了内皮细胞连接和F-肌动蛋白的分布，并在单细胞水平实时定量了对三磷酸腺苷（ATP）刺激响应的细胞内钙离子浓度变化和一氧化氮生成情况。...

发育与表征 体外 微血管网络及内皮细胞[Ca2+]i 和一氧化氮的产生

血管生成涉及多种细胞和多系统的相互作用，需要在生理相关的环境中进行研究。本研究的目的是展示大鼠肠系膜培养模型在血管生成过程中对完整的微血管网络进行延时比较的能力。...

一个 离体 延时成像培养大鼠肠系膜微血管网络的方法

视频显微系统可用于研究分离的脂肪组织小动脉在生理和药理刺激下的功能特性。该技术可用于检测肥胖人群中不同脂肪组织区域的微血管表型。...

利用视频显微镜评估人体脂肪组织微血管功能

许多威胁视力的眼部疾病与视网膜微血管功能障碍相关。因此，测量视网膜小动脉反应对于研究其潜在的病理生理机制具有重要意义。本文介绍了一种详细的小鼠视网膜小动脉分离与制备方案，用于评估血管活性物质对血管直径的影响。...

小鼠视网膜小动脉反应性测定前的准备步骤 离体

本文描述了一种从大鼠视网膜分离小动脉的简便方案，可用于电生理学、钙成像和压力肌动图研究。...

视网膜小动脉的分离用于 离体 细胞生理学研究

本文展示了从小鼠脑实质小动脉中大量制备完整脑微血管内皮"管状结构"的方法，用于研究脑血流调节机制。此外，我们还阐述了该内皮细胞研究模型在荧光成像和电生理学检测中的实验优势，可应用于关键细胞信号通路的分析，包括细胞内[Ca2+]浓度变化和膜电位变化。...

小鼠脑实质微动脉内皮细胞的分离与功能分析

我们描述了一种分离和培养人隐静脉内皮细胞（hSVECs）的方案。同时提供了详细的方法，用于施加剪切应力和拉伸力，以研究hSVECs中的机械应力。...

人隐静脉内皮细胞的分离及其在可控剪切应力与拉伸条件下的暴露

学习离体微血管制备技术，通过手术分离和双插管法研究阻力小动脉的血管反应性。该方法可评估血管对药理刺激的反应，揭示血管功能与功能障碍的内在机制，为心血管健康研究提供可靠实验手段。

的离体分离骨骼肌微血管制备用于血管反应性研究

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