Name: 的的膀胱测压小老鼠:A膀胱Chemosensation研究的使用 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-08-21T12:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 8 s
Description: 学习膀胱测压技术用于研究小鼠膀胱化学感应功能，通过植入导管测量膀胱内压和排尿量。该方法可在生理条件下分析化合物对膀胱储尿和排尿功能的影响，为神经泌尿学研究提供重要工具。

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本工作获得了比利时联邦政府（IUAP P6/28）、弗拉芒研究基金会（F.W.O.）（G.0565.07 和 G.0686.09）、2009 年安斯泰来欧洲基金会奖以及鲁汶大学研究委员会（GOA 2009/07、EF/95/010 和 PFV/10/006）资助。P.U. 和 W.E. 为弗拉芒研究基金会（FWO）博士研究员。M.B. 为玛丽·居里研究员。D.D.R. 为 FWO 基础-临床研究员。

1. 实验动物
<ol>
 <li>动物（小鼠、大鼠）饲养在具有12小时明暗循环的专用动物设施中，并可自由获取水和标准饲料颗粒。动物的年龄和性别是重要的参数，应根据实验需求进行标准化。我们通常在10–12周龄的雌性动物中进行膀胱压力测定5,6。</li>
 <li>所有动物实验均按照欧盟共同体理事会指南进行，并经当地伦理委员会批准。</li>
</ol>
2. 麻醉
<ol>
 <li>异氟烷麻醉常用于实施小型手术，因其半衰期短，易于控制剂量。使用异氟烷时，必须配备适当的废气清除装置。
 <ol class="lalpha">
 <li>将动物置于密闭箱中，以5%异氟烷（纯氧流速1 l/min）进行麻醉诱导。</li>
 <li>诱导完成后，通过小型面罩（如剪去前端的10 ml注射器）以0.8 - 1 l/min的氧气流速并含1 - 1.5%异氟烷维持适当麻醉深度。</li>
 </ol>
 </li>
 <li>在小鼠的功能记录过程中（参见下文），采用乌拉坦麻醉。乌拉坦被用于功能记录，是因为与其他大多数麻醉剂不同，该麻醉剂不会抑制排尿反射4。乌拉坦按1.2 g/kg体重剂量于记录开始前60分钟皮下注射（s.c.）。如有必要，可通过追加皮下注射（0.1 g/kg）滴定所需乌拉坦剂量以达到适当麻醉深度。但需注意，追加麻醉可能改变排尿效率，从而影响排尿频率7,8。因此，膀胱测压记录应密切监测，一旦观察到与对照状态显著偏离的情况，应舍弃该数据。在施用待测化合物期间不应给予麻醉剂，以避免对实验结果产生误判。</li>
</ol>
3. 手术操作——膀胱导管植入
<ol>
 <li>手术器械在使用前需在高压灭菌器中进行灭菌。剃除动物腹部毛发，用70%乙醇消毒，并行低位正中腹切口以暴露膀胱。</li>
 <li>在手术显微镜下，使用不可吸收单丝缝线（6-0规格）在膀胱顶部缝制荷包缝合。</li>
 <li>在荷包缝合内进行小膀胱造口（我们优先使用18 G针头），并通过该孔插入带有末端小套管的PE 50聚乙烯导管（通过小心加热导管制成）。据我们经验，较细的导管（如PE 10）具有更高且更不稳定的阻力。导管可通过置于70%乙醇溶液中进行消毒，或在高压灭菌器中灭菌。植入前，应先用生理盐水冲洗导管。</li>
 <li>用外科结将荷包缝合固定在导管周围。轻柔地向外牵拉导管，直至其钟形末端正好位于缝合线下方。将一段18 G导管推向缝合处，以防止渗漏。</li>
 <li>缓慢注入少量生理盐水（100–200 μl）以检查是否渗漏。若发现渗漏，应加缝一针。</li>
 <li>使用单丝缝线缝合腹肌，在切口上部为导管留出通路。</li>
 <li>使用空心金属棒将导管从体内隧道引至肩胛间区域，以防止动物在实验期间咬到导管。</li>
 <li>皮肤使用不可吸收单丝缝线缝合。植入后的导管应以生理盐水冲洗，以检查其通畅性。</li>
 <li>在动物苏醒前，皮下注射镇痛药（布托啡诺，0.05 mg/kg）。</li>
</ol>
4. 装置设置与膀胱压力测定
<ol>
 <li>根据实验目的（及所用物种），膀胱测压术可在清醒（束缚或非束缚）或乌拉坦麻醉的动物中进行。尽管在清醒大鼠中进行膀胱测压完全可行（大鼠在束缚环境中通常保持安静），但在使用小鼠时，我们通常在乌拉坦麻醉（1.2 mg/kg，皮下注射）下进行该操作3,5,6,9。</li>
 <li>在麻醉的小鼠中，通过温度探针和加热灯持续监测并维持体温在 36.5 °C ± 0.2 °C。</li>
 <li>每次实验前均需根据制造商说明对装置进行校准。</li>
 <li>通过鲁尔接头将植入导管连接至三通阀，三通阀一侧连接压力传感器（Edwards Lifesciences），另一侧连接输注泵（Harvard Apparatus）。压力传感器通过放大器（78534c monitor，Hewlett Packard）连接至数据采集系统（DI-730-USB，Dataq Instruments）和计算机。可使用 Windaq/Lite 软件进行记录。</li>
 <li>启动输注泵，以例如 100 μl/min（大鼠）或 20 μl/min（小鼠）的速度输注生理盐水或 PBS。由此以恒定速率充盈膀胱，同时记录膀胱内压力。</li>
 <li>图5展示了一条典型的压力曲线：在液体输注过程中，膀胱内压力缓慢上升，直至达到某一特定体积/压力，即排尿阈值。一旦达到该阈值，膀胱将发生收缩，随后尿道括约肌开放，使尿液经尿道排出。膀胱由此排空，收缩停止，压力再次下降至“基础”水平。</li>
 <li>由于大鼠被置于代谢笼中并放置于电子天平上方，排尿量可被同步测量，从而获得排尿体积信息。然而，由于小鼠排尿量极小，使用该系统测量极具挑战性。因此，通常采用称重法测定排尿量，即使用小型滤纸在排尿前后分别称重以计算差值。</li>
 <li>通常，我们让系统平衡 30 分钟，随后进行 30 分钟的记录。之后可系统性或膀胱内给予药物，并继续记录 30 分钟。</li>
 <li>记录的数据可导出为 .csv 文件，导入专用软件进行定量分析。我们通常使用 Origin（OriginLab Corporation，MA，USA）。</li>
 <li>实验结束后，小鼠通过颈椎脱位处死，大鼠通过 CO2 中毒处死。</li>
</ol>
5. 代表性结果
<img alt="显示生殖器官发育阶段及鉴定的小鼠解剖示意图。" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 1"> 
图 1. 剖腹手术概述。A) 将大鼠置于仰卧位。B) 剃毛并进行手术部位的无菌准备。C) 切开皮肤。D) 切开腹肌并暴露膀胱。
<img alt="气球静电示意图；静电荷可视化；实验装置。" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 2"> 
图 2. 荷包缝合。
<img alt="显示穿刺、插入、缝合和密封步骤的膀胱导管插入示意图" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 3"> 
图3. 导管植入。
<img alt="啮齿类动物手术流程图：导管植入、肌肉缝合、导管穿引、皮肤缝合。" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 4"> 
图4. 导管穿引。
清醒大鼠和麻醉小鼠在膀胱内灌注生理盐水期间获得的压力测量示例示于 图5可以从压力信号中提取多个参数（例如 收缩间期、基线压力和阈值压力）。有关这些参数的详细描述，请参见 Andersson 等 （参考文献4）和Yoshiyama 等 （参考文献10）。
我们最近使用膀胱压力测定法鉴定了芥子油（MO）的分子靶点。芥子油是一种高反应性化合物，长期以来被用于尿路膀胱等内脏器官炎症和内脏痛觉过敏的实验模型11,12。在野生型小鼠中，膀胱内灌注10 mM MO可显著增加排尿频率（收缩间期缩短）（图6A、B），并减少排尿量6。有趣的是，在缺乏MO受体TRPA1的小鼠中，MO诱导的变化与野生型小鼠相似。相比之下，Trpv1基因敲除小鼠在膀胱压力测定参数上的变化明显弱于野生型小鼠，而在Trpa1/Trpv1双基因敲除小鼠中，MO则完全无效应。结合降钙素基因相关肽（CGRP）释放的测定结果6，这些数据表明TRPV1可能在芥子油引起的内脏刺激中发挥关键作用。
<img alt="清醒大鼠，麻醉小鼠膀胱压力分析；图表显示两次收缩间期。" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 5"> 
图 5. 在清醒雌性大鼠（A）和麻醉雌性小鼠（B）中记录的膀胱内压力的代表性曲线。最低压力定义为“基础压力”（红色箭头）。充盈期末的压力用蓝色箭头标记。两点之间灌注的液体体积除以压力差，可用于计算膀胱壁的顺应性（顺应性 = 灌注体积 /（阈值压力 - 基础压力））。"两次收缩间期"（ICI）指两次排尿收缩之间的时间间隔。
 
<img alt="基因表达分析；Trpa1、Trpv1、野生型比较图；随时间变化的相对频率。" src="/files/ftp_upload/3869/3869fig6.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 6"> 
图 6. 膀胱内灌注芥子油对野生型及Trpa1、Trpv1和Trpa1/Trpv1基因敲除小鼠膀胱测压模式的影响。（A）野生型（WT）、Trpa1基因敲除（KO）、Trpv1基因敲除（KO）和Trpa1/Trpv1双基因敲除（KO）小鼠在生理盐水和10 mM芥子油（MO）灌注期间膀胱内压力变化的代表性记录。（B）膀胱内灌注MO前后平均瞬时排尿频率随时间的变化。所有小鼠的数据均以生理盐水灌注期间获得的平均频率为基准进行归一化处理。本图数据经Elsevier许可改编自Everaerts et al.（参考文献6）。

<ol><li>Everaerts, W., Gevaert, T., Nilius, B., De Ridder, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+origin+of+bladder+sensing%3A+Tr%28i%29ps+in+urology%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">On the origin of bladder sensing: Tr(i)ps in urology.</a> Neurourol. Urodyn. 27, 264-2673 (2008).</li>
<li>Fry, C. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+and+their+use+in+understanding+lower+urinary+tract+dysfunction%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Animal models and their use in understanding lower urinary tract dysfunction.</a> Neurourol. Urodyn. 29, 603-608 (2010).</li>
<li>Gevaert, T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Deletion+of+the+transient+receptor+potential+cation+channel+TRPV4+impairs+murine+bladder+voiding%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Deletion of the transient receptor potential cation channel TRPV4 impairs murine bladder voiding.</a> J. Clin. Invest. 117, 3453-3462 (2007).</li>
<li>Andersson, K. E., Soler, R., Fullhase, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+urodynamic+investigation%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Rodent models for urodynamic investigation.</a> Neurourol. Urodyn. 30, 636-646 (2011).</li>
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<li>Yoshiyama, M., Roppolo, J. R., de Groat, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+MK-801+on+the+micturition+reflex+in+the+rat--possible+sites+of+action%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Pharmacol.+Exp.+Ther%22%5BJournal%5D)">Effects of MK-801 on the micturition reflex in the rat--possible sites of action.</a> J. Pharmacol. Exp. Ther. 265, 844-850 (1993).</li>
<li>Boudes, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Functional+Characterization+of+a+Chronic+Cyclophosphamide-Induced+Overactive+Bladder+Model+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Functional Characterization of a Chronic Cyclophosphamide-Induced Overactive Bladder Model in mice.</a> Neurourol. Urodyn. , (2011).</li>
<li>Yoshiyama, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sex-related+differences+in+activity+of+lower+urinary+tract+in+response+to+intravesical+acid+irritation+in+decerebrate+unanesthetized+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Sex-related differences in activity of lower urinary tract in response to intravesical acid irritation in decerebrate unanesthetized mice.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 295, R954-R960 (2008).</li>
<li>McMahon, S. B., Abel, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+model+for+the+study+of+visceral+pain+states%3A+chronic+inflammation+of+the+chronic+decerebrate+rat+urinary+bladder+by+irritant+chemicals%5BTitle%5D)+AND+%22Pain%22%5BJournal%5D)">A model for the study of visceral pain states: chronic inflammation of the chronic decerebrate rat urinary bladder by irritant chemicals.</a> Pain. 28, 109-127 (1987).</li>
<li>Du, S., Araki, I., Yoshiyama, M., Nomura, T., Takeda, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Transient+receptor+potential+channel+A1+involved+in+sensory+transduction+of+rat+urinary+bladder+through+C-fiber+pathway%5BTitle%5D)+AND+%22Urology%22%5BJournal%5D)">Transient receptor potential channel A1 involved in sensory transduction of rat urinary bladder through C-fiber pathway.</a> Urology. 70, 826-831 (2007).</li>
<li>Streng, T., Santti, R., Talo, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Similarities+and+differences+in+female+and+male+rat+voiding%5BTitle%5D)+AND+%22Neurourol.+Urodyn%22%5BJournal%5D)">Similarities and differences in female and male rat voiding.</a> Neurourol. Urodyn. 21, 136-141 (2002).</li>
<li>Igawa, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cystometric+findings+in+mice+lacking+muscarinic+M2+or+M3+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Cystometric findings in mice lacking muscarinic M2 or M3 receptors.</a> J. Urol. 172, 2460-2464 (2004).</li>
<li>Schroder, A., Newgreen, D., Andersson, K. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detrusor+responses+to+prostaglandin+E2+and+bladder+outlet+obstruction+in+wild-type+and+Ep1+receptor+knockout+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Detrusor responses to prostaglandin E2 and bladder outlet obstruction in wild-type and Ep1 receptor knockout mice.</a> J. Urol. 172, 1166-1170 (2004).</li>
<li>Chen, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Function+of+the+lower+urinary+tract+in+mice+lacking+alpha1d-adrenoceptor%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Function of the lower urinary tract in mice lacking alpha1d-adrenoceptor.</a> J. Urol. 174, 370-374 (2005).</li>
<li>May, V., Vizzard, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bladder+dysfunction+and+altered+somatic+sensitivity+in+PACAP-%2F-+mice%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Urol%22%5BJournal%5D)">Bladder dysfunction and altered somatic sensitivity in PACAP-/- mice.</a> J. Urol. 183, 772-779 (2010).</li>
<li>Thorneloe, K. S., Meredith, A. L., Knorn, A. M., Aldrich, R. W., Nelson, M. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Urodynamic+properties+and+neurotransmitter+dependence+of+urinary+bladder+contractility+in+the+BK+channel+deletion+model+of+overactive+bladder%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Renal.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Urodynamic properties and neurotransmitter dependence of urinary bladder contractility in the BK channel deletion model of overactive bladder.</a> Am. J. Physiol. Renal. Physiol. 289, 604-610 (2005).</li>
</ol>

无利益冲突声明。

本文介绍的膀胱测压技术可用于在动物模型中进行膀胱功能的体内测量。大鼠可能是最常用的动物模型。小鼠操作难度较高，但其优势在于可使用基因修饰动物。由于清醒小鼠活动频繁，容易导致植入导管松动以及腹内压变化，从而影响膀胱内压，因此在技术上存在较大难度；为此，我们建议在整个膀胱测压过程中均使用乌拉坦对小鼠进行麻醉。当然，使用镇静小鼠所带来的益处需与其所用麻醉剂的影响进行权衡。例如，乌拉坦可能对排尿后残余尿量产生显著影响7,8。因此，我们在开始记录和干预操作前，会等待动物达到稳定的麻醉状态。
	研究人员应考虑雄性和雌性啮齿类动物排尿功能之间的差异13。此外，动物的年龄也极为重要。我们通常在10至12周龄的动物中进行膀胱测压。所有实验均应在安静的环境中进行，尤其是在使用清醒动物时。针对我们的动物模型，已有多种灌注速率被报道。我们通常对小鼠采用20 μl/min的灌注速率，对大鼠采用100 μl/min的灌注速率。
	如上所述，人类与啮齿类动物的排尿过程存在显著差异。例如，三磷酸腺...

<table><tbody><tr><td>氨基甲酸乙酯</td><td>Urethane, Sigma-Aldrich</td><td>315419</td><td>2B类致癌物</td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Isoba, Schering-Plough Animal Health</td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚乙烯导管</td><td>Intramedic Polyethylene tubing PE50, Becton Dickinson</td><td>427411</td><td></td></tr><tr><td>手术显微镜</td><td>Op-Mi 6, Carl Zeiss</td><td>Op-Mi 6</td><td></td></tr><tr><td>荷包缝合线</td><td>Prolene 6/0, Ethicon</td><td>8610H</td><td></td></tr><tr><td>筋膜和皮肤缝合线</td><td>Ethilon 4/0 或 5/0, Ethicon</td><td>662G 或 661G</td><td></td></tr><tr><td>术后镇痛药</td><td>Temgesic, Schering-Plough Animal Health</td><td></td><td>大鼠剂量：0.05 mg/kg</td></tr><tr><td>放大器</td><td>78534c monitor, Hewlett Packard</td><td></td><td></td></tr><tr><td>分析天平及天平数据采集软件</td><td>FZ 300i, A&amp;D</td><td>FZ-300i</td><td></td></tr><tr><td>输注泵</td><td>pump 33, Harvard apparatus</td><td>HA33</td><td></td></tr><tr><td>膀胱压力测定记录系统</td><td>Dataq instruments, DI-730系列和Windaq/Lite</td><td>DI-730-USB Windaq/Lite</td><td></td></tr><tr><td>温度监测</td><td>Fluke 52 KJ 温度计</td><td>52 KJ</td><td></td></tr><tr><td>压力传感器</td><td>Edwards Lifesciences, 压力监测套件</td><td>T322247A</td><td></td></tr></tbody></table>

在小型啮齿动物中使用膀胱压力测定法：膀胱化学感受研究

The Use of Cystometry in Small Rodents: A Study of Bladder Chemosensation

下尿路（LUT）作为一个动态储尿器官，能够储存尿液，并在合适的时间高效地将其排出。然而，在储尿过程中，膀胱会长时间暴露于代谢废物之中。尿路上皮（即下尿路的上皮衬里，又称尿路移行上皮）通过形成紧密屏障，防止有害物质被重新吸收。此外，有害化学物质会刺激膀胱的伤害性感觉神经支配，引发排尿收缩，从而排出膀胱内容物。有趣的是，临床上已成功利用膀胱对有害化学物质的敏感性，通过膀胱内灌注TRPV1激动剂辣椒素来治疗神经源性膀胱过度活动1。这凸显了将膀胱视为化学感受器官的优势，并推动了进一步的临床研究。然而，伦理问题严重限制了在人体受试者中开展侵入性测量的可能性，而这类测量对于揭示下尿路临床药理学的分子基础至关重要。克服这一限制的一种方法是采用多种动物模型2。本文描述了在小鼠和大鼠中实施膀胱测压的方法，该技术可在控制膀胱灌注条件下测量膀胱内压力。
	开腹手术后，将导管植入膀胱顶部，并皮下穿隧道至肩胛间区。随后可在控制速率下灌注膀胱，同时保持尿道自由排尿。在重复的充盈与排尿周期中，可通过植入的导管测量膀胱内压。因此，可对压力变化进行量化和分析。此外，同步测量排尿量可区分排尿性收缩与非排尿性收缩3。
	重要的是，由于啮齿类动物与人类在排尿控制方面存在差异，这些动物的膀胱测压测量结果在转化应用上的价值有限4。然而，该方法在实验性临床前研究中对于膀胱病理生理学和药理学的研究具有重要作用。近期利用该技术开展的研究揭示了新型分子参与者在膀胱机械感知和化学感知特性中的关键作用。

膀胱压力测定是一种用于测量小型动物膀胱功能的有效技术 体内通过膀胱内导管以可控速率持续灌注膀胱，同时保持尿道自由排尿。该方法可实现膀胱的反复充盈与排空，并同步记录膀胱内压力和排尿量。

下尿路（LUT）作为一个动态储尿器官，能够储存尿液，并在适当的时间有效地将其排出。虽然……

该实验的目的是确定化学化合物对膀胱储尿和排尿功能的影响。首先将导管植入膀胱，经过短暂的恢复期后，通过导管灌注对照溶液30分钟。在另外30分钟内记录膀胱内压和排尿量的同时，向动物体内灌注感兴趣的化合物。最终，通过分析排尿频率，结果可揭示刺激性化学物质如何影响排尿模式。与现有方法（如离体膀胱收缩力记录）相比，该技术的主要优势在于可在更接近生理条件的情况下研究膀胱器官的功能。例如，中枢神经系统调控功能得以保留。该方法的可视化演示至关重要，因为手术步骤难以掌握，涉及诸多需严格遵守的技术细节和操作手法，以确保实验成功。首先准备拟植入膀胱的导管，按所需长度截取一段PE 50导管，并将一小段18号导管的白色部分套接在主导管末端。然后通过灼烧导管一端形成一个小套管，并用生理盐水冲洗以排除任何空气。接着对一只10至12周龄的雌性大鼠使用异氟烷进行麻醉。麻醉诱导后，调节异氟烷的维持浓度。将动物仰卧位固定，并使用10 cc注射器制成的小型麻醉面罩。剃除腹部毛发并消毒皮肤后，继续进行手术。以下手术操作以相同方式适用于大鼠和小鼠。首先进行下腹正中切口开腹手术，以暴露膀胱。接下来进入手术最关键的步骤。在手术显微镜下，使用不可吸收的单股6-0缝线，在膀胱顶部缝置荷包缝合。接下来，使用针头在荷包缝合内进行小切口膀胱造瘘。将带袖套的PE 50导管由此切口插入。较细的导管（如PE 10）阻力更高且变异较大，因此不推荐使用。使用外科结将荷包缝线固定在导管周围。然后轻柔地向外牵拉导管，直至带 cuff 的导管尖端正好位于缝线下方。将一段18号导管推向缝线处，以防止渗漏。检查导管与膀胱之间是否有渗漏。用生理盐水轻柔灌注，若有渗漏，用额外缝线收紧。现在，使用单丝缝合线闭合腹肌，在切口的上部为导管留出通道。使用中空金属棒将导管穿至肩胛间区域，以防止动物咬到导管。术后，应将金属棒置于皮下，并位于腹肌和背肌之上。将导管经皮下推至肩胛间区域。使用不可吸收的单丝缝线缝合腹肌和皮肤，完成手术。此时，必须通过生理盐水冲洗检查植入导管的通透性和稳定性，此步骤至关重要。输注溶液应从膀胱排出，流经尿道。皮下注射镇痛剂后，用塑料薄膜封闭导管的外端，并将导管固定在大鼠背部下方的皮肤上。最后，让动物恢复30分钟。在开始流式细胞术之前，确保仪器已正确校准。将大鼠置于代谢笼中，代谢笼下方放置一个装有油的容器，容器置于电子天平上。下一步是将植入的导管通过鲁尔接头连接至三通旋塞。应将导管连接至压力传感器和输液泵。压力传感器通过放大器连接至数据采集系统，计算机利用公开可用的软件通过启动输液泵向膀胱内灌注生理盐水，从而开始控制测量。在30分钟期间，将代谢笼悬置于电子天平上方，用于估算大鼠排出的尿液体积。记录膀胱充盈和排空过程中的膀胱内压力。下一步可在另外30分钟的数据采集期间，通过全身给药或膀胱内给药的方式给予药物。实验结束后，应处死动物

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