Name: 闭塞性细支气管炎在原位肺移植小鼠模型的发展 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2012-07-10T12:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 1 s
Description: 了解原位单肺移植小鼠模型中闭塞性细支气管炎的建立方法。该模型通过C57BL/10供体肺移植至C57BL/6受体小鼠，结合组织学分析评估病变，为研究肺移植免疫病理机制提供可靠平台。

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经费来源：本工作由美国国立卫生研究院资助，资助项目编号为 HL067177、HL096845 和 P01AI084853，授予 D.S.W.。

1. 供体操作步骤
<ol>
 <li>所有手术操作均采用无菌技术进行。供体和受体小鼠均不给予抗生素。</li>
 <li>供体小鼠的麻醉诱导使用 5% 异氟烷开始。</li>
 <li>使用 20 号静脉导管对小鼠进行经口气管插管，随后连接啮齿类动物呼吸机，以 125 次/分钟的频率和约 0.5 ml 潮气量（相当于其体重的 2%）给予 100% 氧气。</li>
 <li>麻醉维持采用吸入 1–2% 异氟烷。</li>
 <li>将供体小鼠置于仰卧位，并用 70% 酒精进行皮肤准备。</li>
 <li>采用正中联合横切口方式进行胸腹联合切开术（laparosternotomy）。</li>
 <li>从肝脏下方开始，在下腔静脉（IVC）内注射 100 u/kg 剂量的肝素。</li>
 <li>沿前侧肋弓附着处切开膈肌至脊柱方向，并通过切开胸壁两侧至颈部暴露胸腔。</li>
 <li>在膈肌水平切开下腔静脉（IVC），同时剪开右心耳，并通过肺动脉（PA）主干根部的横向切口注入 2 ml 冷却（4 °C）乳酸林格液和 0.1 ml 肝素，以冲洗肺脏。</li>
 <li>在呼气末容积三分之二时停止通气，切除心肺组织块并置于冰上（4 °C）保存。</li>
 <li>通过安装套管准备供体左肺用于移植。切开肺韧带至肺静脉（PV）处，并通过去除食管和主动脉暴露肺门结构。</li>
 <li>识别位于肺门最头侧位置的肺动脉（PA）及其相连的主支气管（Br），小心地将肺动脉从支气管周围组织中分离出来。</li>
 <li>肺动脉套管由 24 号静脉（I.V.）导管制成，切割为 0.5 mm 长度，外延部分为 0.7 mm。</li>
 <li>随后对套管整个表面进行粗糙处理，以利于吻合。</li>
 <li>支气管套管由 20 号静脉导管制成，切割为 1.0 mm 长度，外延部分为 0.7 mm。</li>
 <li>使用相同材料制作的肺静脉（PV）套管根据供体小鼠体重有所不同：对于体重 24–27 克的小鼠，套管规格为 22 号，长度 0.7 mm，外延 0.7 mm；对于体重 27–32 克的小鼠，研究中使用 20 号导管，长度 0.7 mm，外延 0.7 mm。</li>
 <li>将套管分别插入肺动脉（PA）、肺静脉（PV）和支气管（Br）的远端末端，并用 9-0 缝线固定。</li>
 <li>供体肺在保存前用含无菌肝素的无菌生理盐水冲洗和清洗。随后将供体肺包裹于浸有无菌生理盐水的无菌纱布中，并置于冰上（4 °C）保存，以保持肺组织的高度清洁与无菌状态。</li>
 <li>在支气管上放置微型血管夹，防止乳酸林格液进入气道。</li>
</ol>
2. 受体操作步骤
<ol>
 <li>麻醉诱导和机械通气的操作步骤与上述供体操作相同。</li>
 <li>剃除左侧胸壁毛发，使用70%酒精消毒，铺巾以建立手术区域。</li>
 <li>在左侧第三肋间作胸廓切口，向背部延伸至接近脊柱处，并在靠近心脏的左侧肺血管和支气管处放置微血管夹。可在肺门的头侧看到肺动脉（PA），尾侧为肺静脉（PV），两者之间为支气管（Br）。</li>
 <li>利用止血钳对肺动脉、支气管和肺静脉施加轻柔牵引，产生轻微张力，将左肺从胸腔中拉出，同时保持肺门中心结构处于夹闭状态。</li>
 <li>通过钝性分离游离肺动脉、肺静脉和支气管，随后将一根9-0缝线松松地环绕置于肺动脉、肺静脉和支气管周围。</li>
 <li>将肺动脉完全从其外膜鞘中分离后，在血管前壁做一小的横向切口，切口长度约为血管周长的四分之一，保留动脉背侧部分连续完整。</li>
 <li>将按照上述方法准备并用冷乳酸林格液浸湿的棉纱包裹的供体肺组织置入受体胸腔，将套管插入受体的肺动脉、肺静脉和支气管，并用9-0缝线固定。</li>
 <li>移除肺门交叉夹，恢复血流灌注并开始通气。</li>
 <li>将移植肺复位至受体胸腔内后，使用5-0缝线关闭胸廓切口。</li>
 <li>让小鼠从麻醉中恢复。术后立即给予布托啡诺（0.05–0.15 mg/kg），之后每8小时给药一次，持续2–3天。</li>
</ol>
3. 代表性结果
我们的经验表明，掌握小鼠肺移植模型需要数月的反复练习。在达到熟练水平后，我们实现了96%（100例连续手术中96例）的围手术期存活率，死亡均发生在术后7天内。其中2例死亡源于术中开始的出血，另外2例死于气胸。所有手术操作的热缺血时间为14.32 ± 3.14分钟，冷缺血时间为58.51 ± 18.06分钟。我们研究了三个原位肺移植组：同系移植组：C57BL/6→C57BL/6，异系移植组：C57BL/10→C57BL/6 和 C57BL/6→C57BL/10。我们仅使用雄性小鼠，但该技术同样适用于雌性小鼠，因为两性之间在解剖结构上无显著差异。
排斥病理的分级采用盲法，依据临床肺移植的标准标准进行7（表1）。在同系移植（C57BL/6→C57BL/6）中，我们观察到轻微或无排斥反应，而两种异系移植组合均出现了程度相当的急性或慢性排斥反应（图1）。相比之下，到第28天时，C57BL/10→C57BL/6组的闭塞性细支气管炎（OB）发生率显著高于C57BL/6→C57BL/10组（表1）。
<table border="1">
 <tbody>
 <tr>
 <td> </td>
 <td>C57BL/6→ 
 C57BL/6</td>
 <td>C57BL/10→ 
 C57BL/6</td>
 <td>C57BL/6→ 
 C57BL/10</td>
 <td>P值</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>第28天排斥病理 
 “A”评分</td>
 <td>0.67±0.89</td>
 <td>*3.33±0.82</td>
 <td>*3.29±0.76</td>
 <td>*P&gt;0.05</td>
 </tr>
 <tr>
 <td>第21天和第28天发生支气管闭塞的小鼠数/总小鼠数</td>
 <td>0/24 (0%)</td>
 <td>**14/34 (42.1%)</td>
 <td>**2/16 (12.5%)</td>
 <td>**P&lt;0.05</td>
 </tr>
 </tbody>
</table>
表1. 移植后急性排斥反应的组织学评分及闭塞性细支气管炎的发生率。急性排斥反应（“A”评分）根据代表性结果中描述的标准标准进行评分。数据表示移植后第28天“A”评分的平均值±标准差。数据表示每组小鼠在移植后第21天和第28天发生闭塞性细支气管炎的数量及百分比。
<img alt="组织学分析、三色染色和H&amp;E染色、肺组织比较，标注为A-D，实验研究。" src="/files/ftp_upload/3947/3947fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 肺移植术后28天的大体观察结果与组织病理学表现。图1A显示同基因移植肺和右侧正常肺的大体观察结果及H&amp;E染色结果。图1B和1C分别显示移植至BL/6小鼠受体内的BL/10肺同种异体移植物的H&amp;E染色和Masson三色染色结果，分别表现为闭塞性细支气管炎（OB）和非OB。图1B中的白色箭头指示OB病变区域。图1D显示移植至BL/10小鼠受体内的BL/6肺同种异体移植物。
该操作过程中主要的故障排除事项如下。
<ol>
 <li>血流障碍：冲洗供体肺直至其颜色变白。使用过高的压力可能导致肺水肿，但也不可过度冲洗，以防移植后发生水肿。</li>
 <li>供体袖套插入困难：确保血管长度足够，并彻底清除附着的脂肪和结缔组织。</li>
 <li>吻合部位出血：使用棉签在出血部位施加压力约5分钟。</li>
 <li>受体肺动脉血流阻塞：主要由于插入袖套时发生扭转所致。若在肺动脉内观察到气体，则需重新进行吻合。</li>
 <li>肺静脉吻合困难：肺静脉管壁非常薄，容易撕裂。应选择合适尺寸的袖套，并轻柔地将其笔直插入受体肺静脉。</li>
 <li>受体肺静脉血流阻塞：确认袖套的位置和方向正确，解除支气管袖套的压迫。</li>
 <li>气胸：可能由气道操作引起的支气管穿孔，或移植手术创伤导致的肺表面破裂所致。前者需通过手术关闭气道壁上的破口；后者则需使用10-0尼龙缝线缝合肺表面的漏气处。</li>
</ol>

<ol><li>Asimacopoulos, P. J., Molokhia, F. A., Pegg, C. A., Norman, J. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Lung+transplantation+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Lung transplantation in the rat.</a> Transplant Proc. 3, 583-585 (1971).</li>
<li>Yoshida, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Surgical+technique+of+experimental+lung+transplantation+in+rabbits%5BTitle%5D)+AND+%22Ann.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Surgical technique of experimental lung transplantation in rabbits.</a> Ann. Thorac. Cardiovasc. Surg. 11, 7-11 (2005).</li>
<li>McDyer, J. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+and+murine+obliterative+bronchiolitis+in+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Am.+Thorac.+Soc%22%5BJournal%5D)">Human and murine obliterative bronchiolitis in transplant.</a> Proc. Am. Thorac. Soc. 4, 37-43 (2007).</li>
<li>Sato, M., Keshavjee, S., Liu, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Translational+research%3A+animal+models+of+obliterative+bronchiolitis+after+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Translational research: animal models of obliterative bronchiolitis after lung transplantation.</a> Am. J. Transplant. 9, 1981-1987 (2009).</li>
<li>Okazaki, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+orthotopic+vascularized+aerated+lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">A mouse model of orthotopic vascularized aerated lung transplantation.</a> Am. J. Transplant. 7, 1672-1679 (2007).</li>
<li>Fan, L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Neutralizing+IL-17+Prevents+Obliterative+Bronchiolitis+in+Murine+Orthotopic+Lung+Transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Transplant%22%5BJournal%5D)">Neutralizing IL-17 Prevents Obliterative Bronchiolitis in Murine Orthotopic Lung Transplantation.</a> Am. J. Transplant. 11, 911-922 (2011).</li>
<li>Stewart, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Revision+of+the+1996+working+formulation+for+the+standardization+of+nomenclature+in+the+diagnosis+of+lung+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Heart+Lung+Transplant%22%5BJournal%5D)">Revision of the 1996 working formulation for the standardization of nomenclature in the diagnosis of lung rejection.</a> J. Heart Lung Transplant. 26, 1229-1242 (2007).</li>
<li>Mizuta, T., Kawaguchi, A., Nakahara, K., Kawashima, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simplified+rat+lung+transplantation+using+a+cuff+technique%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Simplified rat lung transplantation using a cuff technique.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 97, 578-581 (1989).</li>
<li>Jungraithmayr, W. M., Korom, S., Hillinger, S., Weder, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+mouse+model+of+orthotopic%2C+single-lung+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">A mouse model of orthotopic, single-lung transplantation.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 137, 486-491 (2009).</li>
<li>Li, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Orthotopic+vascularized+right+lung+transplantation+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Thorac.+Cardiovasc.+Surg%22%5BJournal%5D)">Orthotopic vascularized right lung transplantation in the mouse.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. , (2010).</li>
</ol>

未声明任何利益冲突。

由于显微外科技术要求高且组织极为脆弱，小鼠原位肺移植具有较大挑战性。套管技术的引入使得原位肺移植在大鼠中得以广泛应用8。这成为我们实验室建立小鼠原位肺移植模型的基础。与人类不同，在小鼠和大鼠中，左肺仅包含一个肺叶，且仅占总肺质量的25%。这使得在小鼠模型中进行左侧单肺移植成为可能，而无需使用循环支持系统。
我们初步的手术结果显示，移植肺的通气和灌注功能高度依赖于肺静脉吻合口的大小。根据文献报道9，我们采用了特定尺寸的肺静脉吻合袖套以匹配供体与受体。袖套尺寸不当会导致移植肺发生肺不张或肺静脉吻合口裂开。Okazaki et al 报道了联合使用血管结扎和支气管夹闭的方法5。在本研究中，我们对所有肺门结构均使用动脉瘤夹，该方法可能有助于缩短热缺血时间。在小鼠原位左肺移植模型中存在一个局限性，即受体动物在移植物发生同种免疫性坏死后仍可存活5。因此，无法开展生存率研究，移植物的评估依赖于对移植肺组织的组织学检查10。
利用该技术，我们已建立了一种小鼠的闭塞性细支气管炎临床前模型。具体而言，供体小鼠为C57BL/10，受体小鼠为C57BL/6。这提示在闭塞性细支气管炎的发病机制中，起作用的是次要而非主要组织相容性抗原6。此外，我们已报道中和IL-17可在该小鼠模型中预防闭塞性细支气管炎的发生。该模型为肺移植研究以及临床肺移植的进展提供了一种新颖的研究工具。

<table><tbody><tr><td>蔡司 Opmi 6SFC-1880</td><td>普雷斯科特&amp;#8217;s Inc</td><td>PMZ014</td><td></td></tr><tr><td>哈佛小动物呼吸机</td><td>哈佛仪器公司</td><td>55-7058</td><td></td></tr><tr><td>20 号静脉导管</td><td>泰尔茂医疗株式会社</td><td>100510D</td><td></td></tr><tr><td>22 号静脉留置针</td><td>泰尔茂医疗株式会社</td><td>081015S</td><td></td></tr><tr><td>24 号静脉留置针</td><td>泰尔茂医疗株式会社</td><td>100522A</td><td></td></tr><tr><td>9/0 甲基蓝未处理真丝</td><td>阿什韦线绳制造公司</td><td>MBVS-90</td><td></td></tr><tr><td>10-0 爱尔康外科缝线</td><td>爱尔康有限公司</td><td>8065-192101</td><td></td></tr><tr><td>黑色编织丝线 5-0/18英寸</td><td>Henry Schein</td><td>M652630</td><td></td></tr><tr><td>肝素钠 1000 单位/毫升</td><td>APP Pharmaceuticals</td><td>407156</td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘溶液</td><td>普渡产品</td><td>67618-150</td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格注射液</td><td>Hospira</td><td>NDC 0409-7953-03</td><td></td></tr><tr><td>C57BL/10</td><td>Harlan Sprague-Dawley</td><td>8-12周，25-30克</td><td>男性，供体</td></tr><tr><td>C57BL/6</td><td>Harlan Sprague-Dawley</td><td>8-12周，25-30克</td><td>男性，供体或受体</td></tr><tr><td colspan="4">&lt;p class=&quot;jove_content&quot;&gt;&lt;强&gt;表2. 小鼠、特异性试剂与设备列表&lt;/strong&gt;.&lt;/p&gt;</td></tr></tbody></table>

正位肺移植小鼠模型中闭塞性细支气管炎的形成

Development of Obliterative Bronchiolitis in a Murine Model of Orthotopic Lung Transplantation

大鼠原位肺移植最早由Asimacopoulos及其同事于1971年报道1。目前，该方法已被广泛接受并实现标准化，不仅用于同种异体排斥反应的研究，也用于同系品系间肺移植后缺血-再灌注损伤机制的探讨。尽管大鼠及其他大型动物模型的应用对上述研究的阐明起到了重要作用2，但由于缺乏足够的基因敲除和转基因大鼠品系，相关研究的范围受到限制。由于目前尚无针对闭塞性细支气管炎的有效疗法，而该病是肺移植患者死亡的主要原因，因此人们一直在积极寻找能够模拟闭塞性细支气管炎的临床前模型。气管异体移植模型是目前应用最广泛的模型，可再现部分闭塞性细支气管炎的组织病理学特征3。然而，由于该模型缺乏完整的血管系统，且未与受体的传导气道相连，同时其病理特征也不完全，因此其应用受到限制4。与其他实体器官移植不同，带血管的小鼠肺移植直到2007年才由Okazaki及其同事首次报道5。在大鼠肺移植基本技术的基础上，本实验室建立了基于次要组织不相容抗原的小鼠原位单侧左肺移植闭塞性细支气管炎模型，从而为进一步研究闭塞性细支气管炎的免疫病理发生机制提供了可能6。

闭塞性细支气管炎是肺移植受者长期存活的主要障碍，而缺乏可靠的临床前模型限制了对闭塞性细支气管炎免疫病理机制的研究。与其他实体器官移植不同，带血管的小鼠肺移植技术直到最近才得以建立。本文展示了我们在小鼠原位单肺移植后独立建立的闭塞性细支气管炎模型。

大鼠原位肺移植最早由 Asimacopoulos 及其同事于 1971 年报道¹。目前，该方法已被广泛接受并……

本实验的总体目标是建立一种可重复的细支气管炎模型，以模拟原位肺移植。该模型的建立首先从 C57BL/10 小鼠中获取供体肺；第二步是制备用于支气管、肺动脉和静脉吻合的套管。接下来，将制备好的供体肺移植到受体C57BL/6小鼠体内。最后一步是在移植后观察移植小鼠21或28天。最终通过组织学分析显示移植肺中存在闭塞性细支气管炎病变。与镜像异位气道移植模型相比，该模型的主要优势在于其能够模拟人类的生理状况。通常，初次接触该方法的研究人员会遇到困难，因为小鼠的上部结构非常精细，且更容易受到损伤，其质量仅为大鼠质量的十分之一。将供体小鼠置于密封的容纳室中，并使用5%异氟烷诱导麻醉。随后，使用20号静脉导管对小鼠进行插管（或气管插管），然后将其连接至啮齿类动物呼吸机。使用1%至2%的异氟烷维持麻醉。通过尾部弹击和脚趾夹捏确认小鼠已完全麻醉且无反应后，将其置于仰卧位，并用70%酒精对腹部进行消毒。接着，用剪刀剪除腹部表面的皮肤，暴露腹肌。接下来，进行胸腹正中切开术，首先沿腹壁正中线做一切口，然后横向切断胸骨，将肠管移开，找到位于肝脏下方的下腔静脉。按每千克体重100微升的剂量向下腔静脉注射肝素。接着，向下牵拉肝镰状韧带，并沿膈肌腹侧与脊柱相连处切开膈肌。沿颈部方向切开胸壁两侧以暴露胸腔。在保护肺组织的前提下，双侧切开肋骨，移除胸腺。随后，在膈肌水平处切断胸腔内下腔静脉。现在定位心脏并切除右心耳。然后在肺动脉干根部做一横向切口，并通过该切口用2毫升冷却的乳酸林格液和0.1毫升肝素冲洗肺脏。暴露气管，随后连同食管一并剪除。现在将通气暂停在呼气末膨胀量的三分之二处。完整切除心脏组织块并置于冰上保存。用纱布覆盖已切除的肺组织，以避免其暴露于光线下。切开肺韧带直至肺静脉（pv）。移除食管和主动脉以定位肺门。找到位于肺门最 cranial 部位的肺动脉（pa）及其相连的主支气管。仔细将肺动脉从支气管周围分离。现在，取24号静脉导管，截取0.5毫米长度，并保留0.7毫米的延伸部分，制成肺动脉套管。套管表面为AB编织结构。为了提供吻合所需的表面，使用与肺动脉套管相似的材料制作支气管套管，但采用20号导管，将其截成1毫米长，延伸部分为0.7毫米。肺静脉套管的尺寸随供体小鼠体重而变化。适用于体重为24至27克的小鼠。套管尺寸为22号，长度0.7毫米，延伸部分0.7毫米，适用于体重27至32克的小鼠。长度相同，但使用20号导管。现在将套管插入肺动脉、肺静脉和支气管的远端，并用9-0号丝线分别固定。待袖带全部正确连接后，将准备好的供体肺用浸有乳酸林格液的纱布包裹，并置于冰上，直至进行移植。准备受体小鼠时，先诱导麻醉，然后以与供体相同的方式连接机械通气。剃除左侧胸壁的毛发，并用70%酒精进行消毒。从左侧第三肋间开始做胸廓切开切口，将切口向背部延伸至靠近脊柱处。确保手术区域以无菌方式铺巾，并在靠近心脏的左侧肺血管和支气管处放置微血管夹。肺动脉位于肺门的头侧，肺静脉位于肺门的尾侧，支气管则位于二者之间。接下来，用止血钳轻轻牵引，使肺动脉、肺静脉和支气管产生轻微张力。保持肺门结构处于钳夹状态，仔细切除左肺。分离肺动脉、肺静脉和支气管，然后在每个结构周围分别松松地放置一根0号缝线。将肺动脉（PA）完全从其外膜鞘中游离出来，随后在其前壁做一小段横向切口，切口长度约为血管周径的四分之一。在保留动脉背侧部分连续性的同时，获取供体肺，将其包裹于浸有冷乳酸林格液的棉纱布中，并置于胸腔内。接着，将套管插入受体肺的肺动脉（PA）、肺静脉（PV）及支气管，完成吻合并以纳米缝线结扎。随后，切除受体肺。然后移除肺门阻断钳，以恢复灌注和通气。将移植的肺重新置入受体胸腔，并用5-0缝线缝合胸腔切口。小鼠此时应从麻醉中逐渐恢复。在小鼠恢复意识后，可给予布托啡诺以缓解疼痛。本表显示了急性排斥反应的组织学评分以及闭塞性细支气管炎（OB）的发生率。移植后的急性排斥反应评分称为A评分。与同基因移植（ISO移植）相比，异基因移植组合表现出更明显的急性或慢性排斥病理变化。此外，在移植后第21天和第28天，异基因移植组合中闭塞性细支气管炎的发生率显著高于同基因移植组。肺移植术后28天的大体发现及组织病理学结果如图所示。这些图像代表了大体发现及苏木精-伊红（H&E）染色的ISO移植肺和右侧未处理肺。这些图像还代表了苏木精-伊红（H&E）及马森三色染色的BL10肺同种异体移植物，分别移植至BL6小鼠受体后，出现了闭塞性细支气管炎（OB）和非闭塞性细支气管炎（non-OB）的表现。图B中的白色箭头标示出OB病灶。该图显示的是将BL6小鼠的肺同种移植物移植到BL10小鼠受体中的情况。一旦掌握该技术，若操作得当，几乎可在半小时内完成。该技术的优势在于可用于解答有关肺移植后原发性移植物功能障碍、急性排斥反应以及闭塞性细支气管炎的机制性问题。

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医学

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