2013年9月29日
本协议描述的使用GAL4-VP16为主要记者和GFP / RFP在斑马鱼次要记者基因陷阱插入突变的方法。约于一体的高表达F0鱼产量的基因陷阱后代共同表达GFP和RFP十名。筛选过程可以容易地缩放,以适应执行插入诱变屏幕实验室的规模。
该程序的总体目标是在载体上使用基因断裂转座来产生突变鱼,其中 GAL 4、VP 16 作为主要基因陷阱报告基因。这是通过首先将基因捕获载体以及 tall 2 转座一起注射到斑马鱼胚胎中来实现的。在受精后 3 天筛选注射的胚胎的 GFP 荧光,并选择大约 30% 的最亮胚胎以建立 F 零池。
接下来,将 F 零鱼杂交到 U-A-S-M-R-F-P 测试线,以筛选基因陷阱事件的种系传递。最后一步是杂交 F1 以建立 F 第二代,并产生胚胎,用于通过反向 PCR 和五个原位种族对基因陷阱事件进行分子表征。最终,大约 10 条筛选的 F zero 鱼应该会产生基因陷阱后代。
基因断裂转座被设计为在整合到蛋白质编码基因的入口处时不产生突变。我们的 GBT 载体使用 G 4 P 16 作为主要的基因陷阱报告基因。这种修饰增加了对低水平表达基因的敏感性,并使我们能够使用基因捕获突变体,而不会过度避免表型作为其他转基因组织特异性表达的 G 4 驱动因素。
我们认为我们方法的主要瓶颈是在 F zero 鱼的种系中实现足够高的基因 trapp 整合率。在本演示中,我们将介绍几个关键步骤,DNA 制备、显微注射和 F zero 筛选。GBTB one 基因捕获载体使用 GAL four VP 16 作为主要基因捕获报告基因。
最小高的两端转座用于基因陷阱整合。基因捕获事件由 EGFP 报告基因在 14 X GAL 4 UAS 的控制下直接检测。整个基因陷阱盒的两侧是直接锁 P 位点。
这使得基因陷阱事件可通过 Cree 梳子的表达来逆转,以建立特定基因陷阱整合与观察到的表型之间的因果关系的证据。此外,U-A-S-E-G-F-P 盒的两侧是直接 FRT 站点。注射翻转梳 mRNA 将导致 U-A-S-E-G-F-P 盒被切除,使基因陷阱突变未被 EGFP 荧光标记,并使其能够在显微注射前通过 GFP 荧光标记特定组织或发育事件的转基因系中使用。
在 DNA 上制备转座并转座 mRNA。制备 GBTB one 基因捕获载体 DNA。使用标准的小型制备试剂盒并遵循制造商的方案,在制备 DNA 时必须包括 PB 洗涤步骤。
否则,小量制备的 DNA 将被 RNA、A 污染,导致转座 Mr.NA 降解,在不含 RNA 的水中将 DNA 稀释至 10 ng/μL。为了制备 tall two,转座 mRNA,首先线性化 PT 3,TS T 2,使用 xbo one。接下来,使用 M 信息机 T 三个体外转录试剂盒转录线性化 DNA,只需一次修饰。
在DNA 处理步骤后加入 0.5 微升肋骨锁 RNA 抑制剂,使用标准试剂盒纯化 mRNA,并通过 agros 凝胶电泳评估体外转录 mRNA 的质量。在不含 RNA 的水中将 mRNA 稀释至 40 ng/μL,并在微量注射前以 2 微升等分试样储存在负 80 摄氏度下。通过将 8 μL 稀释的 DNA 转座添加到 2 μL 等分试样的转座 mRNA 中来制备注射混合物。
使用针对蛋黄亵渎界面的标准显微注射技术,将 3 纳升 D-N-A-R-N-A 混合物注射到单细胞斑马鱼胚胎的卵黄中注射注射后,在 1%aros 凝胶上运行 5 微升剩余的注射液进行质量控制,以确保转座 mRNA 在注射后约 6 至 8 小时未降解。取出未受精和死亡的胚胎,并将胚胎分配给每 100 毫米培养皿 60 至 80 个。在配备荧光的立体显微镜或正置显微镜下,在受精后 1 天、受精后 2 天和受精后 3 天取出异常和死亡的胚胎。
筛查胚胎并去除任何异常胚胎。筛选没有明显缺陷的剩余胚胎。对于 GFP 荧光,选择最亮的 F 零胚胎,并在该实验室中使用标准斑马斑马鱼饲养程序饲养它们。
GBT 通常注射到具有野生型或豹纹色素沉着模式的品系中。可以合理地预期,被选中用于饲养的注射胚胎中有 20% 到 30% 将存活到成年。整合 GBTB one 基因捕获载体可通过两种不同的机制导致 EGFP 表达。
第一个是真正的基因陷阱事件。该载体将该内源基因转录本的五个引物与 GAL four 之间的融合转录本整合到一个基因中,VP 16 被制成并翻译成包含蛋白质末端的融合蛋白,并入突变基因和 GAL 4 VP 16 包被。这种融合蛋白与 14 个 XUAS 结合并激活 EGFP 的转录。
第二个不太理想的事件是增强子陷阱。EGFP 前面的最小启动子受整合位点附近的增强子控制,导致在没有 GAL 4 VP 16 的情况下产生 EGFP。为了区分这两类事件,制作了以晶状体特异性 γ 晶体 GFP 标记的 14 X-U-A-S-M-R-F-P 转基因系。
通过将注射 GBT 的鱼与纯合子 U-A-S-M-R-F-P 鱼杂交并筛选 GFP 和 RFP 的共表达来验证基因陷阱事件,这只有在制造 GAL 4、VP 16 并激活 U-A-S-M-R-F-P 时才有可能反式激活 U-A-S-M-R-F-P 以开始筛选 F 零鱼与纯合子 U-A-S-M-R-F-P 鱼杂交个体 F 0 的程序。由于注射 GBT 的鱼具有野生型或豹纹色素沉着模式,并且纯合子 U-A-S-M-R-F-P 线位于黄铜背景中,因此可以很容易地区分 F 零鱼与 U-A-S-M-R-F-P 鱼,无需记录被筛选的 F 零是雄性还是雌性,以及由于记录和/或确定每条鱼的性别错误而导致的潜在错误。第二天。
将黄铜 U-A-S-M-R-F-P 鱼放回他们的鱼缸中。将产生胚胎的 F 零鱼放入单独的静态水箱中,同时收集胚胎进行筛选,清洁并在零天下午将收集的胚胎转移到新的培养皿中。在受精后 1 天和受精后 3 天筛选胚胎的 GFP 和 RFP 荧光。
拉出 GFP 和 RFP 阳性的胚胎,按 G-F-P-R-F-P 表达模式对它们进行排序。如果在离合器中观察到多个模式,并将它们升高以建立 F1 代。请注意,GFP 阳性但 RFP 不阳性的 3D PF 胚胎不会被拉出,因为它们代表增强子陷阱事件。
再次杂交产生 G-F-P-R-F-P 阳性后代的 F 零鱼,得到第二批阳性。筛选 F1 鱼以建立 F 两个家族,以记录基因 trapp 表达模式并冷冻胚胎批次以进行基因陷阱位点的分子鉴定 首先,第二天将个体 F1 鱼与纯合子 U-A-S-M-R-F-P 鱼杂交。将产生胚胎的 F1 鱼放入单独的静态水箱中,同时在受精后一天收集胚胎进行筛选。
RFP 标记可能尚未出现,因此请筛选胚胎的 GFP 荧光,并在受精后三天筛选 GFP 和 RFP 荧光时拔出 GFP 阳性胚胎,并拔出双阳性。然后在受精后 5 天拍摄 GFP 和 RFP 阳性的胚胎,冷冻批次的 20 个 G-F-P-R-F-P 阳性和 20 个 G-F-P-R-F-P 阴性胚胎,用于通过反向 PCR 和 5 个主要种族鉴定插入突变基因。培养剩余的 G-F-P-R-F-P 阳性胚胎,以在成功注射中建立 F 第二代。
至少 80% 注射基因捕获 DNA 高 2 转座 mRNA 混合物的胚胎将显示一定程度的 GFP 荧光。低 GFP 表达表明由于 RNA 污染导致转座 RNA 注射不成功或降解。当选择最亮的 GFP 阳性胚胎建立 F 零池时,大约十分之一的筛选的 F 零鱼将在 F 零鱼中产生基因陷阱后代,从中恢复基因陷阱事件。
大多数在整合时除了传递几个非表达转座事件外,还传递单个基因捕获事件。由于整个基因陷阱盒的两侧是直接锁 P 位点,因此该图中用蓝色框表示的任何基因陷阱突变都可以通过 CRE 梳的表达来逆转。这些图像显示了 GFP 和 RFP 在 NSF TP six 基因陷阱系的神经系统中的共表达,将 Cree RNA 注射到 N SF TP six 胚胎中导致 GFP 和 RFP 表达缺失。
请注意,晶状体中的 GFP 表达没有像预期的那样减少。此处概述的大多数程序适用于其他基因陷阱筛选以及 TOL 2 和其他转座子的常规转基因实验,以及此处概述的基因陷阱程序。每周设置 20 到 30 F 零出杂交应该会导致每周恢复一个基因陷阱。
但是,该程序可以很容易地扩大规模。
本协议描述了一种在斑马鱼中进行基因陷阱插入突变的方法,使用Gal4-VP16作为主要报告基因,GFP/RFP作为次要报告基因。该程序允许识别共同表达GFP和RFP的基因陷阱子代,筛选过程可以根据实验室规模进行调整。
Gene trap insertional mutagenesis in zebrafish enables high-throughput functional annotation of genes in a vertebrate system, supporting target validation and mechanistic de-risking in early discovery. The use of Gal4-VP16 as a primary reporter enhances sensitivity for low-abundance transcripts and allows converted trap lines to serve as tissue-specific drivers for transgene expression, facilitating pathway interrogation and phenotypic screening. This approach improves predictive confidence by linking genotype to tissue-specific phenotypes without relying on overt developmental defects, particularly valuable for genes with redundant or non-essential functions.
The method integrates into the discovery continuum from early mutagenesis through lead identification, where gene trap lines serve as both mutant alleles and Gal4 drivers for pathway-specific transgene expression, supporting iterative target validation and assay refinement.