Name: 气管插管小鼠通过直接喉镜使用耳镜 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-05T14:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 58 s
Description: 学习使用耳镜直接喉镜进行小鼠气管插管的无创方法，适用于慢性实验中的重复测量。该技术比气管切开术更简便，可准确测量肺部压力-体积关系并输送测试物质。

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美国退伍军人事务部的优秀奖助金以及美国国立卫生研究院下属国家心肺血液研究所的T32-HL098062基金资助了本研究。我们衷心感谢Randolph H. Hasting，M.D.，Ph.D.提供的指导，以及圣地亚哥退伍军人医疗系统兽医医学单元提供的建议与支持。

1. 动物准备
<ol>
	<li>获取年龄超过 8 周、体重超过 20 g&#160;的小鼠（体型较小的小鼠可由经验丰富的操作者进行插管）。</li>
	<li>麻醉
	<ol>
		<li>腹腔注射氯胺酮和赛拉嗪，每种药物剂量均为 20 mg/kg，作为术前麻醉用药（该剂量不足以使小鼠完全麻醉，但有助于在插管后安全转移至机械通气状态）。&#160;然而，应根据小鼠的麻醉反应，在咨询机构兽医后，可能需要调整药物剂量。&#160;</li>
		<li>在诱导室中使用 3.5% 异氟烷/氧气混合气体诱导小鼠麻醉，持续 90–120 秒。</li>
		<li>密切观察呼吸频率，其应逐渐减慢，但不应低于 45 次/分钟。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 插管前准备
<ol>
	<li>将小鼠从麻醉诱导室中取出，并牢固地抓住其颈部皮肤。</li>
	<li>使用带软垫的精细镊子轻轻将舌头从口中拉出。</li>
	<li>用两根手指夹住舌头并施加轻柔力量，以保持舌头的伸展状态。</li>
	<li>通过垂直方向的动作，将小鼠沿耳镜的张开器向上提起。</li>
	<li>在牢固抓握颈部皮肤的同时，通过目镜观察耳镜，并用舌头和颈部皮肤将小鼠轻轻向上提起。</li>
	<li>仔细寻找声带。此时声带应清晰可见。喉口（喉部开口结构）应呈现相对白色。每次呼吸时应可见声带的运动。如果声带无运动或视野不清，可轻微旋转动物并轻柔地过度伸展颈部。</li>
	<li>用惯用手持20 G、1英寸&#160;导管，使一段1 cm长的PE10导管从导管尖端伸出，像握笔一样操作，并将其插入张开器的一侧。PE导管起到导丝或探条的作用。</li>
	<li>将PE10导管（导丝）经声带之间插入，并沿PE导管推进20 G&#160;导管（气管内插管），直至导管接头处与下门齿水平对齐。随后迅速撤出该导丝。</li>
	<li>轻柔地将动物从张开器上取下，并通过将动物连接至机械呼吸机并持续给予2%异氟烷以维持全身麻醉，从而验证导管位置。观察呼出气体（气泡）是否通过PEEP收集装置，以确认气管插管成功。&#160;尽管食管插管也可能产生少量气泡，但其程度远不如气管插管明显且规律。&#160;此外，观察气道压力波形是否存在负向偏转（图1）。&#160;这些现象可证实导管位置正确。&#160;或者，可将少量水注入静脉输液管中，并将其连接至气管导管，&#160;通过观察呼吸过程中液体的来回移动来验证通气效果2。&#160;在食管插管情况下，压力波形将显示显著升高的压力且无负向偏转。&#160;虽然呼气末CO2 监测可能有所帮助，但由于潮气量极小（约200 µl），技术上实现非常困难，且所需设备价格昂贵。&#160;上述简单方法已完全足够，且成本低得多。&#160;若无法获得异氟烷麻醉，可使用氯胺酮80–120 mg/kg联合赛拉嗪10–20 mg/kg进行全身麻醉，所有操作均可在此条件下完成。</li>
</ol>
3. 替代技术：喉镜检查结合检耳镜技术通常用于其他目的，&#160;主要&#160;用于将研究物质直接注入肺部。
<ol>
	<li>在此操作中，仅使用异氟烷在诱导室中以3.5%浓度诱导动物麻醉，持续90-120秒。</li>
	<li>牢固地抓住动物颅底部位的皮肤，并用精细镊子轻柔地拉出舌头。</li>
	<li>轻轻固定舌头，将动物垂直向上提起，直至其无法再被拉高，使其固定在检喉镜（未改装）上。</li>
	<li>通常仅用此技术即可观察到声带；必要时可旋转动物并过度伸展颈部，以充分暴露声带。</li>
	<li>将装有灌注液的加样枪头推进至声门处，并注入液体。由于检喉镜与下咽部形成密封，未通过声带的残留液体会被小鼠吸入。液体完全分布于肺部之前，小鼠呼吸时会发出湿啰音，可借此确认吸入情况。</li>
	<li>或者，将PE10导管连接至含有50 µl液体并带有一段空气栓的0.5 ml注射器上。小心地将PE导管穿过声带推进约0.5 cm，缓慢注入内容物。但此方法偶可造成下呼吸道损伤，且并未显著提高样本递送效率。</li>
</ol>

<ol><li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+natl.+Acad.+Sci.+U.S.A%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. natl. Acad. Sci. U.S.A. 88, 8277-8281 (1991).</li>
<li>Watanabe, A., Hashimoto, Y., Ochiai, E., Sato, A., Kamei, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+simple+method+for+confirming+correct+endotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A simple method for confirming correct endotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 43, 399-401 (2009).</li>
<li>Orebaugh, S. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Succinylcholine%3A+adverse+effects+and+alternatives+in+emergency+medicine%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Emerg.+Med%22%5BJournal%5D)">Succinylcholine: adverse effects and alternatives in emergency medicine.</a> Am. J. Emerg. Med. 17, 715-721 (1999).</li>
<li>Hastings, R. H., Summers-Torres, D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Direct+Laryngoscopy+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Contemp.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">Direct Laryngoscopy in Mice.</a> Contemp. Lab. Anim. Sci. 38, 33-35 (1999).</li>
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<li>Boll, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((High-speed+single-breath-hold+micro-computed+tomography+of+thoracic+and+abdominal+structures+in+mice+using+a+simplified+method+for+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comput.+Assist.+Tomogr%22%5BJournal%5D)">High-speed single-breath-hold micro-computed tomography of thoracic and abdominal structures in mice using a simplified method for intubation.</a> J. Comput. Assist. Tomogr. 34, 783-790 (2010).</li>
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<li>Vergari, A., Polito, A., Musumeci, M., Palazzesi, S., Marano, G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Video-assisted+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Video-assisted orotracheal intubation in mice.</a> Lab. Anim. 37, 204-206 (2003).</li>
<li>Vergari, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+method+of+orotracheal+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+Rev.+Med.+Pharmacol.+Sci%22%5BJournal%5D)">A new method of orotracheal intubation in mice.</a> Eur. Rev. Med. Pharmacol. Sci. 8, 103-106 (2004).</li>
<li>Hamacher, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microscopic+wire+guide-based+orotracheal+mouse+intubation%3A+description%2C+evaluation+and+comparison+with+transillumination%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Microscopic wire guide-based orotracheal mouse intubation: description, evaluation and comparison with transillumination.</a> Lab. Anim. 42, 222-230 (2008).</li>
<li>Rivera, B., Miller, S., Brown, E., Price, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+method+for+endotracheal+intubation+of+mice+and+rats+used+in+imaging+studies%5BTitle%5D)+AND+%22Cont.+Top.+Lab.+Anim.+Sci%22%5BJournal%5D)">A novel method for endotracheal intubation of mice and rats used in imaging studies.</a> Cont. Top. Lab. Anim. Sci. 44, 52-55 (2005).</li>
<li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> J. Appl. Physiol. 106, 984-987 (2009).</li>
<li>De Vleeschauwer, S. pI., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+invasive+lung+function+measurements+in+intubated+mice%3A+an+approach+for+longitudinal+lung+research%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">Repeated invasive lung function measurements in intubated mice: an approach for longitudinal lung research.</a> Lab. Anim. 45, 81-89 (2011).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+technique+for+retrograde+intubation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Lab.+Anim%22%5BJournal%5D)">A technique for retrograde intubation in mice.</a> Lab. Anim. 35, 39-42 (2006).</li>
<li>Singer, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left-sided+mouse+intubation%3A+description+and+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Left-sided mouse intubation: description and evaluation.</a> Exp. Lung Res. 36, 25-30 (2010).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

在本报告中，我们介绍一种简单、可靠的非创伤性小鼠插管技术，该技术可对同一只动物反复使用。该技术仅需使用普通实验室或医疗设备即可完成，相关设备价格低廉。直接喉镜技术最初由Hastings及其同事4报道，可用于多种用途，但主要用于将待测物质准确递送至下呼吸道。与迄今其他研究者所报道的方法相比，我们发现该技术在操作简便性、速度、简易性、可靠性、低成本以及可重复测量方面具有优势。
对小鼠进行插管的技术并非新近出现。最早的一篇报道采用气管透照法，随后使用24 G&#160;导管经口插管5。然而，该研究及其他研究6,7并未提供足够的信息，无法在本实验室中重复该技术。最近，其他研究人员使用这种透照技术取得了更高的成功率8,9。Brown及其同事首次发表了一项详细研究，报道了将小鼠悬置于45°背板上，通过自制喉镜片直视下透照气管，并使用PE90导管经口插入气管10。该技术被证明难以重复，因此尚未被广泛采用。另有报道描述使用刚性光学镜或纤维光学设备以提高技术的可靠性。Vergari及其同事<...

实验小鼠几乎已取代所有其他物种，成为生物学和病理生物学研究中最主要的哺乳动物模型。实验小鼠是已被明确且广泛证实可用于人类疾病研究的最小哺乳动物物种，在增进人类对生物学和疾病认知方面发挥了不可估量的作用。由于其妊娠周期短、饲养成本显著较低，使得基因敲除小鼠和转基因小鼠的建立与研究已成为生物医学研究中的常规工具。然而，普通实验小鼠的体型（20–25 g）限制了其在生理学或外科手术相关研究中的应用，因此部分研究人员选择使用体型更大的哺乳动物物种。在这些研究中，使用小鼠的一个障碍在于气管插管技术的困难，而该技术是实施深度麻醉下生理学测量或复杂外科手术所必需的。由于操作更为简便且所需技术熟练度较低，气管切开术1常被用作插管的替代标准方法。然而，气管切开术不适用于慢性实验或需要术后恢复的研究，因此仅限于急性实验。此外，在涉及炎症反应或敏感生理反射的研究中，气管切开术本身可能成为干扰研究结果的混杂因素。
本实验室尝试了其他研究者所描述的大多数技术，但发现这些方法因各种原因均不理想。气管切开术创伤过大，会引起出血和气道炎症，更严重的问题在于该操作难以重复实施。许多相对无创的技术虽仅需适度的设备投入，但可靠性不足。另一些技术则需要昂贵的设备，而在尚未确定设备是否适用于特定实验场景之前，难以证明其投入的合理性。因此，我们致力于开发一种无创技术，该技术仅需适度的专用设备投入，操作快速且可靠，可在慢性动物模型中重复实施，并适用于大量动物。本文即报道这一技术。

<table><tbody><tr><td>操作用耳镜头</td><td>Welch Allyn</td><td>21700</td><td>$188.98</td></tr><tr><td>耳镜手柄</td><td>Welch Allyn</td><td>71000</td><td>$112.20</td></tr><tr><td>可重复使用耳镜窥器</td><td>Welch Allyn</td><td>22002</td><td>$3.98</td></tr><tr><td>精细镊子</td><td>Miltex</td><td>18-779</td><td>$107.18</td></tr><tr><td>用于固定耳镜的小型夹持架</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>异氟烷挥发器（带真空废气处理的多回路系统）</td><td>Summit Medical</td><td></td><td>$3,000</td></tr><tr><td>Flexivent（动物呼吸机）</td><td>SCIREQ</td><td></td><td>$35,000</td></tr><tr><td>静脉导管（20 G，1 英寸）</td><td>BD</td><td>381233</td><td>$9.62</td></tr><tr><td>聚乙烯管（PE10）（内径 0.011 英寸，外径 0.024 英寸），100 英尺</td><td>Intramedic, Clay-Adams</td><td>427401</td><td>$115.70</td></tr><tr><td>氯胺酮 100 mg/ml（10 ml 瓶装）</td><td>Butler</td><td>23061</td><td>$10.00</td></tr><tr><td>赛拉嗪（100 ml 瓶装）</td><td>Vedco</td><td>24105</td><td>$20.00</td></tr><tr><td>异氟烷（250 ml 瓶装）</td><td></td><td></td><td>$15.00</td></tr><tr><td>维库溴铵 10 mg/10 ml</td><td>Pfizer</td><td>NDC 0069-0094-01</td><td>$15.00</td></tr></tbody></table>

小鼠气管插管术 通过 使用耳镜进行直接喉镜检查

Endotracheal Intubation in Mice via Direct Laryngoscopy Using an Otoscope

目前，小鼠（包括野生型和转基因型）是生物医学研究中的主要哺乳动物模型。在需要深度麻醉下进行手术或肺功能测定的全动物实验中，气管插管和机械通气是必要的操作。在这些小鼠中，传统上通过气管切开术进行气道插管以实现机械通气。尽管已有经口插管的报道，但由于技术难度较大或需要高度专业化且昂贵的设备，该方法在多数研究中尚未成功应用。本文报道一种直接喉镜技术，使用配备2.0 mm窥耳镜头的耳镜，并以20 G&#160;静脉导管作为气管内导管。我们已广泛且可靠地应用该技术对小鼠进行插管，并准确评估其肺功能。该技术安全性良好，在经验丰富的操作者手中几乎无动物损耗。此外，该技术还可用于慢性模型中对小鼠进行重复研究。

采用上述技术进行插管具有可靠且快速的特点。最简便的确认气管插管位置正确的方法是观察呼吸机管路呼气支（通常位于PEEP捕获装置中）浸入液体后呼出气体产生的气泡，以及气道压力波形上的负向偏转（图1）。其中，气道压力波形上的负向偏转是最可靠的判断依据。其他研究者也曾使用连接在呼吸机呼气管路上的静脉输液管中微小液滴的移动来判断2。尽管我们尚未广泛使用该方法，但它应足以验证导管位置。经验丰富的操作者使用该方法首次尝试插管成功率约为90%。对于首次尝试失败的动物，应立即拔出导管，重新使用异氟烷麻醉诱导，然后再次尝试插管。若发生食管插管且动物仍连接呼吸机管路，胃部将逐渐充气膨胀，导致气道峰压升高、低氧血症，若不及时干预，最终可导致动物死亡。若观察到气道峰压升高但无负向吸气努力，则必须立即将动物脱离呼吸机并拔除气管导管。然而，将动物从呼吸机断开并拔除气管导管后，该情况可迅速逆转。在最近300例需要插管的动物实验中，经验丰富的操作者首次尝试插管成功率为80%，第二次尝试后总成功率超过95%。所有动物在第三次尝试内均由经验丰富的操作者完成插管。对小鼠进行插管所需时间包括：术前准备最多5分钟，使用异氟烷...

我们建立了一种简单、可靠且相对经济的小鼠经气管插管方法，该方法通过使用带有2.0 mm窥视镜的耳镜进行直接喉镜检查实现。该技术无创，可用于慢性实验中的重复测量。我们发现其优于气管造口术或以往报道的非手术技术。

小鼠，包括野生型和转基因型，目前是生物医学研究中主要的哺乳动物模型。气管插管和机械通气是……

本操作的总体目标是可靠地对小鼠进行经口插管。首先将麻醉后的小鼠精确地摆放在正确的体位上，然后通过耳镜窥视器观察声带，再使用导丝将气管插管送入小鼠咽喉。接下来，将插管后的小鼠置于呼吸机上，以验证导管位置是否正确。或者，可使用耳镜将测试物质递送至肺部。最终，可以准确测量肺部的压力-容积关系。与现有的气管切开术等方法相比，该技术的主要优势在于操作快速、无出血、不造成创伤且可重复进行。对该技术进行可视化演示至关重要，因为插管步骤难以学习，而书面说明若缺乏对解剖结构和插管机械过程的同步展示，则意义甚微。使用耳镜进行气管内插管时，首先固定一只8周龄的麻醉小鼠的颈背部皮肤，然后使用带缓冲的精细镊子轻轻将舌头从口腔中拉出。通过镊子夹住舌头并施加轻柔的力以维持伸展状态，然后以垂直动作将小鼠向上拉至耳镜的扩张器上。在继续牢固地抓握小鼠颈背部皮肤的同时，通过眼睛观察耳镜的目镜，并轻柔地用舌头和颈背部皮肤将小鼠完全拉至耳镜扩张器的全长位置。仔细寻找声带，声带应清晰可见，并随着每次呼吸而运动，注意观察喉部开口的结构。喉部的声带组织单元（ATUs）应呈现相对白色。如果声带不动或视野不佳，可轻微旋转动物并轻柔地过度伸展颈部。然后用持笔姿势，用惯用手拿起一根20号、一英寸长的导管，导管前端带有一段1厘米长的PE 10导管延伸出导管尖端。然后将导管插入窥器的一侧，将PE 10导管经声门导入，并沿导管推进导管，直至导管接头处与下门牙水平一致。随后迅速拔出导管内芯。接下来，将动物从窥喉器轻柔地转移至机械通气机，并通过观察呼出气体气泡经过PEEP阀的情况来确认导管位置。观察气道压力波形中是否存在负向偏转，以确认导管位置正确。若发生食管插管，压力波形将显示明显更高的压力值，且无负向偏转。或者，将少量水注入一段静脉输液管中，并将该输液管连接至插管，通过观察小鼠呼吸时液体的移动来确认其呼吸运动。耳镜法的另一种用途是向小鼠递送待测物质。使用扩张器将凝胶加样枪头插入至声门处，并注入最多50 µL的待处理试剂。通过听诊可确认小鼠经由声带吸入液体。在液体完全分布于肺部之前，可听到呼吸音。给药后，轻柔移除移液器，并将小鼠置于加热垫上。或者，将动物放置在位于温度可控加热台上的笼子内。当动物完全恢复后，将其放回笼中。通过耳镜进行插管可靠且快速。在此具有代表性的气道压力曲线中，蓝线反映气道压力，红线反映小鼠插管后立即出现的潮气量曲线。压力曲线向下的负向偏转表明，小鼠通过自主呼吸努力产生了负的胸内压，提示气管插管位置正确。对于此代表性压力-容积曲线，小鼠使用20号静脉套管插管，如前所示，以潘托宁麻痹后进行机械通气。曲线表明，导管在高达30厘米水压下不发生泄漏，因此可用于小鼠压力-容积关系的精确测量。本图展示了一条典型的剂量-反应曲线。在本实验中，对照动物对甲基胆碱的反应微弱，浓度达25毫克/毫升时仍无明显反应，而经白蛋白

endotracheal-intubation-mice-via-direct-laryngoscopy-using-an

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医学

气管插管小鼠<em&gt;通过</em&gt;直接喉镜使用耳镜

重复测量啮齿类动物呼吸生理参数并采集气道炎症细胞是理想的研究手段，但通常难以实现。本文介绍一种可重复的小鼠经口插管方法，该方法允许对气道高反应性进行多次测量，并可重复采集气道炎症细胞。...

一种可逆、非侵入性的小鼠气道阻力测量与支气管肺泡灌洗液采集方法

本文介绍了一种简单高效的气管插管方法，可用于小鼠肺功能测定或肺部灌注，且允许小鼠在术后恢复并进行后续研究。该操作使用一种廉价的光纤光源，可直接照亮气管。...

一种小鼠肺部插管的简易方法

使用模拟人类肺部疾病状况的模型对于研究特定疾病的病理生理学和/或病因学以及开发治疗干预措施至关重要。本文介绍了一种可将外源性物质直接递送至小鼠肺部的无创经气管插管方法。...

无创气管插管法研究小鼠肺部病理与生理

本文介绍了一种通过插管将博来霉素直接注入小鼠气管的快速简便方法。该方法的主要优点在于具有高度可重复性、易于掌握，且无需特殊设备或漫长的恢复时间。...

一种改进的小鼠气管快速插管方法

由于兔子的解剖结构特殊，对其进行气管插管具有较大难度。本文介绍一种使用聚丙烯导管作为引导的气管直接插管技术。该方法所用材料相对便宜，操作培训要求低，且可在任何临床环境中轻松实施。...

使用聚丙烯导引导管对兔子进行气管内插管

本文旨在介绍一种改进的小鼠插管方法。该方法具有非侵入性，因此非常适合需要对呼吸功能进行连续监测和/或向肺部给予治疗物质的研究。...

小鼠重复经口气管插管

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此处，我们提出一种经气管递送脂多糖（LPS）的实验方案 通过 无创经口咽气管插管。该方法可最大限度地减少手术操作对动物造成的创伤，并能准确地将LPS输送至气管，进而进入肺部。...

小鼠非侵入性气管内脂多糖滴注

本文介绍一种通过气管切开术进行气管插管，随后实施开胸手术的大鼠标准化操作流程，旨在提高需要侵入性通气及暴露胸腔器官的非存活性实验应用的精确性和可重复性 体内...

经气管切开术行气管插管及后续开胸术在大鼠非存活实验中的应用

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改进的小鼠肺部液体递送方法：使用民用耳镜进行插管

学习使用耳镜直接喉镜进行小鼠气管插管的无创方法，适用于慢性实验中的重复测量。该技术比气管切开术更简便，可准确测量肺部压力-体积关系并输送测试物质。

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