Name: 海胆受精卵的高通量显微注射 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-01-21T21:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 40 s
Description: 学习海胆受精卵的高通量显微注射技术，用于发育生物学研究。该方法可高效递送RNA和蛋白质，实现基因功能分析，为早期胚胎发育机制研究提供可靠工具。

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感谢 Santiago Suarez 对手稿的审阅，以及 Betty Cowgill 在摄影方面的协助。同时感谢匿名审稿人提出的宝贵意见。本工作由特拉华大学研究基金资助。

1. 鱼精蛋白硫酸盐（PS）包被培养皿的制备
<ol>
	<li>将0.5 g硫酸鱼精蛋白（PS）加入50 ml去离子蒸馏水（ddH₂O）中，配制1%的硫酸鱼精蛋白溶液。2在50 ml锥形管中加入O）。在室温下使用台式摇床高速振荡1-2小时，确保PS完全溶解。该溶液可在4 °C保存至少3个月（每次使用前需确保凝胶状沉淀物完全溶解）。3.</li>
	<li>取一套直径60 mm、高度15 mm的聚苯乙烯培养皿，将皿盖和皿底分别平放在实验台上。</li>
	<li>在每个培养皿中加入1% PS溶液（皿底和皿盖均可使用），用量以覆盖表面为宜，静置至少2分钟。剩余的PS溶液在4 °C保存条件下可在3个月内重复使用多次。</li>
	<li>将经 PS 处理的培养皿放入盛有蒸馏水（dH₂O）的烧杯中2O）。将烧杯置于流动的 dH₂O 下冲洗2至少静置 10 分钟。</li>
	<li>PS包被的培养皿可立即使用，或晾干后储存。应加盖以防止灰尘积聚。可在室温下保存1个月。3.</li>
</ol>
2. 获取海胆配子并将卵固定在PS包被的培养皿上以进行显微注射
<ol>
	<li>通过轻轻摇晃海胆或向其体腔内注射不超过 1 ml 的 0.5 % KCl 溶液，诱导平滑肌收缩以排放配子3&#160;（图 2）。</li>
	<li>若动物为雄性（表现为白色精子），将精子直接从个体表面干燥收集至 1.5 ml 离心管中。干燥的精子可在 4 °C 下保存一周，且生物学功能无明显损失。</li>
	<li>若动物为雌性（由于卵黄含量呈现黄色），将生殖孔浸入盛满海水的烧杯中以收集其配子。卵子将从生殖孔释放，并依靠重力沉降到底部。</li>
	<li>使用 80 μm 尼龙滤网过滤卵子，去除如动物棘刺等杂质。若在排卵后 5–7 小时内使用卵子，可获得最佳实验结果。</li>
	<li>去除卵子胶状外膜：
	<ol>
		<li>为约 1 ml 卵子准备 100 ml 酸化海水。使用 0.5 M 柠檬酸将海水 pH 从 8.0 调节至 5.1–5.2。pH 过低会降低受精率，而 pH 过高则会导致卵子无法附着于聚苯乙烯（PS）包被的培养板上。</li>
		<li>将卵子（不超过 1 ml）加入酸化海水中，并在冰上静置 10 分钟使其沉降。或者，在处理过程中可轻轻旋转混匀卵子以促进胶膜去除。采用此方法可在 3–4 分钟内有效去除 S. purpuratus 卵子的胶膜。</li>
		<li>小心倾去酸化海水，加入新鲜海水，并再次将卵子置于冰上静置沉降。去胶膜后的卵子可在冰上保存长达 6 小时，且不会影响后续受精。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 排列卵子
<ol>
	<li>配制 3-氨基-1,2,4-三唑（3-AT，分子量 = 84.08）的 1 M 储存液：将 0.84 g 3-AT 溶解于 10 ml 去离子水（ddH2O）中。该溶液可在 4 °C 下保存最多 6 个月。</li>
	<li>通过将 50 μl 的 1 M 储存液加入 50 ml 预冷的海水，配制 1 mM 的 3-AT 工作液。将溶液置于冰上保存。</li>
	<li>准备口吸管（图 3），用于轻柔操作卵子：
	<ol>
		<li>使用玻璃微量移液管（100&#160;x 外径 1.09 mm）手工拉制移液管尖端。用双手握住移液管，在明火上加热。当玻璃开始熔化时，小心地朝相反方向拉伸移液管两端。</li>
		<li>将一根拉好的移液管连接至一段塑料管（内径 1.14 mm），并用 Parafilm 密封。塑料管长度应约为 50–70 cm。</li>
		<li>在与玻璃管相对的塑料管末端插入一个无菌过滤的 P20 或 P200 吸头，作为口含部分。</li>
		<li>用剪刀剪切玻璃微量移液管的末端，以调节尖端直径。最佳直径略大于卵子直径（80 μm）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>向每个聚苯乙烯（PS）包被的培养皿（底部或盖子）中加入 4 ml 的 1 mM 3-AT 海水溶液。</li>
	<li>取出口吸管，将 P20/P200 吸头放入口中，并用牙齿固定。吸取卵子前，先吸取少量海水。在吸取卵子之前保持一段液柱，有助于最大程度地控制口吸管操作技术。</li>
	<li>将微量移液管尖端靠近卵子，轻柔地吸取数百个卵子进入移液管中，并将卵子限制在玻璃微量移液管内。</li>
	<li>在培养皿中，沿直线排列去胶膜卵子：一边缓慢吹出卵子，一边沿直线移动移液管尖端。应在注射前立即排列卵子，因为长时间暴露于 3-AT 海水中可能导致受精问题3。此外，阳离子粘附剂（如 PS）可能对卵子具有毒性，尤其在已去除受精膜的情况下，不建议长时间将胚胎暴露于此类试剂中。</li>
	<li>使用玻璃移液管在排列卵子的附近划一道划痕。该划痕可用于折断注射针尖，以按需调节溶液流出量。或者，也可在向培养皿中加入 3-AT 海水前预先制作划痕。</li>
</ol>
4. 海胆受精卵的显微注射
<ol>
	<li>打开显微注射工作站。此处我们描述的是使用 FemtoJet 注射系统。</li>
	<li>使用拉针仪制备注射毛细管。一根理想的针尖示例如图4所示。注意：对于 RNA 注射，注射毛细管应预先处理以避免 RNase 污染31：
	<ol>
		<li>将注射毛细管放入 50 ml 锥形管中，并加入 50 ml 过滤的甲醇/盐酸混合液（9:1）。充分震荡后，静置过夜，但不超过 10 小时。</li>
		<li>倒去甲醇/盐酸溶液，并用过滤的甲醇在同一管中冲洗毛细管两次。</li>
		<li>尽可能排尽甲醇，并将毛细管在真空冷冻干燥机中干燥过夜，以确保甲醇完全去除。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>小心地将毛细管安装到上样夹持器上，并使用微量移液吸头加入&#60;0.5 μl 样品溶液。样品溶液通常含有 20% 甘油，具体比例取决于所注射的材料3。</li>
	<li>将装有成列卵子的培养皿放置在显微镜载物台上（通过目镜观察时，卵子应呈垂直排列），并对焦于卵子。</li>
	<li>小心地将已上样的毛细管安装至显微注射夹持器上，并调整针的位置，使针尖在视野中央清晰对焦。</li>
	<li>按下按钮施加最大压力以清洗针头，溶液应从针尖流出。必要时调节压力：注射压力应在 90–360 hPa 范围内，补偿压力约为注射压力的 1/3。</li>
	<li>通过向未受精卵中注射来调节溶液流速。使用操纵杆显微操作器，将注射针尖引导至未受精卵。为便于针头进入，可用螺丝刀等硬物轻轻敲击载物台，使针尖产生轻微颤动。应在卵内观察到注射液团的形成（图5）。</li>
	<li>若未观察到注射液团，可将针尖略为抬高至卵子上方，找到培养皿上的划痕标记，并将其调整至视野中央。轻触针尖至划痕处，以打断注射针尖。调节注射压力和补偿压力，确保注射液团直径不超过卵子直径的 1/5（1–2 pm）。</li>
	<li>完成注射液团校准后，通过加入稀释精子（1:1,000）或 1–2 μl 精子进行卵子受精。轻轻混匀，避免打乱成列的卵子。</li>
	<li>一旦观察到受精膜形成，立即开始注射（图5）。使用载物台控制器沿卵列移动，利用操纵杆显微操作器控制针头穿刺尽可能多的受精卵进行注射。</li>
	<li>10–15 分钟后，新受精的卵子将变硬，无法继续注射。从载物台上取下培养皿，并使用塑料巴氏吸管在 3-AT 海水中小心吸除精子。</li>
	<li>切勿让受精卵干燥。迅速加入新鲜预冷的海水以覆盖培养皿。将胚胎在 15 °C 下孵育。</li>
</ol>

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</ol>

作者声明&#160;无竞争性财务利益或其他利益冲突。

显微注射是一种强大的技术，可用于将多种物质（如DNA、mRNA、重组蛋白、基因功能缺失和功能获得试剂、染料及其组合）递送至多种生物的卵细胞、胚胎和细胞中1-7。然而，在设计显微注射实验时，应考虑若干重要因素。
必须充分考虑所递送处理物的溶解度以及注射体积。如果显微注射溶液容易形成即使轻微的沉淀，也会导致显微注射针头堵塞。通常建议在将溶液装入针头前，对其进行超过15分钟的离心处理，以确保去除溶液中任何可能的沉淀物3。另一种方法是将溶液通过Millipore离心柱过滤。如果无法避免堵塞，可通过再次轻轻折断针尖来尝试疏通针头，但若针尖过宽，则难以控制溶液的流出量。注射过量溶液可能对胚胎产生毒性；此外，过宽的针尖会导致注入各个胚胎的溶液体积差异增大。向新受精卵中注射的体积也必须进行适当调整。可通过在不同拉制参数下制备针头，并将溶液注入油中形成液滴，从而校准注射体积。该方法可通过测量液滴的直径（进而计算体积）实现定量32。我们发现，在新受精卵中注射的溶液量不应超过合子直径的1/5，如图5所示。...

高效且可重复的处理递送是研究人员面临的主要方法学挑战之一。目前已建立多种方法，用于将处理溶液瞬时递送至卵子、胚胎和细胞中。这些方法包括电穿孔（利用短暂的电脉冲在细胞膜上形成瞬时孔隙）1,2、脂质体转染（通过含处理剂的脂质体与细胞膜融合实现递送）1、微粒轰击法1（将DNA沉淀于微米级金属颗粒表面，随后以高速穿透细胞），以及转导（利用病毒作为外源基因的递送载体）。目前，显微注射是唯一能够以100%效率递送任意溶液且所需试剂最少的方法。此外，单次注射溶液可包含多种处理剂组成的复杂混合物。该技术已成功应用于多种物种的卵子和胚胎显微注射，如海胆3,4、斑马鱼5、小鼠6、青蛙7和牛8，以及组织培养中的单个细胞9。在发育后期阶段对单个卵裂球进行注射也已有报道10-12。
目前的显微注射方法基于Hiramoto最初描述的压力注射法10，但该技术已取得显著优化进展。其他文献中已详细描述了优秀的显微注射技术11，本文则介绍一种目前用于显微注射紫海胆（Strongylocentrotus purpuratus）新受精卵的具体方法。一个多世纪以来，海胆一直是一种重要的实验模型15,16。在进化上，海胆与脊索动物（包括人类）关系密切，对其基因组的分析表明，它们拥有与人类相同的主要基因家族17。海胆可产生大量同步发育且透明的胚胎，易于进行实验操作。利用海胆作为模式生物，科研界已在受精过程18-21、细胞生物学过程22-24以及基因调控网络（GRNs）25-28的研究方面取得了重要进展。
对海胆合子进行显微注射需要多个步骤。首先，在注射前需将卵细胞固定（如下所述）。显微注射培养皿经鱼精蛋白硫酸盐（protamine sulfate, PS）包被处理，形成带正电荷的表面，以便带负电荷的卵细胞能够附着3。通过将卵细胞在酸性海水（pH 5.15）中孵育10分钟以去除胶状层，随后用天然海水或人工海水（pH 8.0）清洗两次。去胶后的卵细胞需在含1 mM 3-氨基三唑（3-aminotriazole, 3-AT）的PS包被培养皿中小心排列成一条直线，3-AT的作用是抑制因受精而从卵细胞皮层颗粒分泌的卵过氧化物酶活性29。此步骤对于防止受精膜硬化、便于显微注射针头穿入至关重要。作为1 mM 3-AT的替代方案，也可使用10 mM对氨基苯甲酸（paraminobenzoic acid, PABA）。将注射溶液使用专用的微量上样吸头装入显微注射针，并安装至连接于显微操作仪和压力装置的针夹上（图1）。每根注射针可在不同实验日多次用于对多个合子进行显微注射。显微注射操作可持续进行10至15分钟，直至合子开始硬化。随后用海水清洗合子，并在15 °C条件下培养。当胚胎发育至孵化囊胚阶段时，会释放孵化酶，降解受精膜的组分30，从而自然脱离PS包被的培养皿。如有需要，可通过口吸管或巴斯德吸管向胚胎轻轻吹入海水，温和地将胚胎从培养皿上分离。该方法可在单个培养皿上高效且可靠地完成对100至400个新受精卵的显微注射，为后续分析提供了高通量的技术手段。

<table><tbody><tr><td>玻璃巴斯德吸管</td><td>VWR</td><td>14673-043</td><td>&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>倒置显微镜&amp;nbsp; Axiovert 40 &amp;deg;C</td><td>Zeiss</td><td>4109431007990000</td><td>注射显微镜</td></tr><tr><td>微量加样器吸头（Microloader tips）</td><td>Eppendorf</td><td>5242 956.003</td><td>用于加载注射溶液</td></tr><tr><td>尼龙滤网 80&amp;nbsp;&amp;mu;m</td><td>Amazon.com</td><td>03-80-37</td><td>过滤卵以去除碎片</td></tr><tr><td>P20 或 P200 气溶胶阻隔移液器吸头</td><td>Fisher Scientific</td><td>02707432 或 02707430</td><td>口吸移液装置的组成部分</td></tr><tr><td>Parafilm 封口膜</td><td>Fisher Scientific</td><td>13 374 12</td><td>口吸移液装置的组成部分</td></tr><tr><td>聚乙烯管</td><td>Intramedic</td><td>PE-160</td><td>口吸移液装置的组成部分</td></tr><tr><td>硫酸鱼精蛋白</td><td>MP Biomedicals, LLC</td><td>194729</td><td>将去胶膜的卵固定在注射培养皿上</td></tr><tr><td>海胆 &lt;em&gt;S. purpuratus&lt;/em&gt;</td><td>Pt. Loma 海洋无脊椎动物实验室</td><td>N/A</td><td>&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>海水</td><td>任意宠物商店</td><td>Instant Ocean</td><td>&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>无菌 60 mm × 15 mm 聚苯乙烯培养皿</td><td>Fisher Scientific</td><td>0875713A</td><td>注射用培养皿</td></tr><tr><td>三轴粗调微操作仪 MMN-1</td><td>Narishige</td><td>9124</td><td>操控注射针</td></tr><tr><td>三轴操纵杆式油压精细微操作仪 MMO-202ND</td><td>Narishige</td><td>9212</td><td>操控注射针</td></tr><tr><td>转移吸管</td><td>Fisher Scientific</td><td>13-711-9AM</td><td>&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>垂直&amp;nbsp; 玻璃微电极拉制仪&amp;nbsp;</td><td>Narishige</td><td>PC-10</td><td>拉制注射针</td></tr></tbody></table>

高通量海胆合子显微注射

High Throughput Microinjections of Sea Urchin Zygotes

向细胞和胚胎中进行显微注射是一种常用的技术，用于研究多种生物学过程。该方法将少量处理溶液装入显微注射针中，通过物理方式直接注射到固定化的单个细胞或胚胎内。尽管该操作需要经过初步培训才能实现高通量递送，但显微注射具有递送效率高、重复性好等优点，可稳定地将多种处理溶液（包括复杂的样品混合物）递送至细胞、卵子或胚胎中。显微注射的应用包括递送DNA构建体、mRNA、重组蛋白，以及实现基因功能获得或功能缺失的试剂。在注射溶液中加入荧光或比色染料，可即时可视化递送效果，并作为准确归一化递送溶液体积的工具。本方法可在10至15分钟内完成100至400个海胆合子的显微注射。

GFP 和 mCherry 报告基因载体 体外 转录后显微注射到新受精的卵中。胚胎在 15 °C 24小时（直至囊胚阶段），并使用Zeiss Observer Z1显微镜进行成像。报告基因构建体的注射未导致任何发育缺陷。图6）。为了定量分析荧光信号，以低倍率（100X）进行图像采集，以最大程度地捕获荧光像素（图6D-F). 使用 Axiovision 4.8.2.0 对荧光信号进行定量分析。在 100–200 个囊胚的群体中，荧光信号强度的标准误差未超过 1.5%（数据未显示）。
<img alt="用于DNA分析的显微镜装置，包括显微镜、显微注射器、控制单元和移液管。" fo:content-width="5in" src="/files/ftp_upload/50841/50841fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
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显微注射是一种常用技术，用于将DNA构建体、mRNA、吗啉代反义寡核苷酸或其他处理物质导入多种物种的卵细胞、胚胎和细胞中。

向细胞和胚胎中进行显微注射是一种常用技术，用于研究多种多样的生物学过程。该方法通过将少量……注入目标细胞或胚胎内，以实现对特定分子、基因或信号通路的功能分析。

本实验的总体目标是对海胆受精卵进行高通量显微注射。为此，首先诱导海胆产卵，并收集雄性和雌性配子。随后使用酸化海水对卵进行去胶膜处理，并将卵固定在培养皿中呈单行排列。随后将精子加入卵子中使其受精，并在显微注射后对目标Mr.N.A进行功能缺失研究，或注射所需试剂或蛋白质。含有精子的三倍A.T.水被更换为新鲜海水。这些胚胎可用于观察其形态特征，以及特定RNA和蛋白质在时间和空间上的表达模式。与现有的电穿孔、脂质体转染、微粒轰击以及转导等方法相比，该技术的主要优势在于能够以100%的效率递送任意溶液，同时使用最少的试剂。该方法可在一次实验中，对单个培养皿中的数千个X高效且可靠地进行100至400次显微注射，为后续分析提供了高通量的解决方案。在开展本实验之前，请准备好所需的所有储备溶液和设备。参见随附文档中的配方，操作卵时需使用口吸移液管以实现轻柔处理。制备方法如下：用双手握住玻璃微量移液管，在明火上加热直至玻璃开始熔化，小心地将移液管两端朝相反方向拉伸，直至移液管断裂为两半。随后，将其中一根拉细的移液管连接至一段长度为 50 至 70 厘米的塑料管上。使用对苯二甲醛（paraform）以形成紧密密封。将无菌的 P20 或 P200 滤芯吸头插入管子的另一端，作为吹嘴使用。最后用剪刀剪断玻璃微量移液管末端，以调节尖端直径，最佳直径应略大于卵子直径，约为 80 微米。接下来，制备硫酸鱼精蛋白包被的培养皿。在实验台上放置 2060 个直径为 15 毫米的聚苯乙烯培养皿，并取下皿盖。这些培养皿也将用于倾注 1% 硫酸鱼精蛋白溶液（下文简称 PS 溶液）。向每个培养皿中加入足量溶液以覆盖表面，孵育至少 2 分钟。孵育结束后进行后续操作。移除 PS 溶液并保存以备后续使用。剩余的 PS 溶液在 4°C 条件下保存时，可在三个月内多次重复使用。将经过 PS 处理的培养皿放入盛有蒸馏水的烧杯中。然后将烧杯置于流动的蒸馏水中冲洗至少10分钟。PS包被的培养皿可立即使用，也可在空气中晾干后储存。应盖好以防止灰尘积聚。它们可在室温下保存长达一个月。使用拉针仪制备注射毛细管。拉针仪的参数设置需根据文中所述通过实验经验确定。为了诱导海胆产卵，使用网具从水箱中取出一只海胆，将其放置在纸巾上。然后拿起海胆并紧紧握住，进行摇晃。或者，按以下步骤进行腹膜内注射。将动物从水箱中取出后，用一只手固定动物，使用连接10毫升注射器的20号针头，向动物唯一的柔软部位——体腔膜内注射1毫升0.5摩尔的氯化钾溶液。注射后1至10分钟内，动物的性别将变得明显。雄性个体将开始释放白色精子，雌性个体将开始释放黄色卵子。若动物为雄性，使用移液器从动物体表直接采集干燥的精子，并转移至1.5毫升离心管中。干燥的精子在4°C条件下可保存一周，且不会显著丧失生物学功能。如果该动物为雌性，将其生殖孔浸入盛满海水的烧杯中，以收集其配子。从生殖孔释放出的卵子将因重力作用而沉降。产卵后，将含有卵子的海水倒入滤器，滤除动物棘刺等杂质，从而分离卵子。通过80微米的尼龙滤网，将液体滤入置于冰上的洁净烧杯中。为去除卵膜，将最多1毫升卵转移至塑料烧杯中的100毫升酸化海水中，轻轻搅动卵液，并于冰上静置10分钟使其沉淀。处理结束后，小心倾去酸化海水。然后加入新鲜的海水，再次将卵置于冰上使其沉降。去胶后的卵在冰上可保存长达六小时，且不影响受精能力。在进行显微注射前，立即向每个PS包被的培养皿中加入三到四毫升的1毫摩尔三乙酸（3a TC）水溶液。注射前住院期间，X 应保持各种类型的安全。如果长时间暴露于 80°C 的水中或接触某些黏合剂（如硫酸蛋白），可能会对 X 产生毒性。因此，应严格控制暴露时间，尤其是在受精动物已被移除的情况下。用牙齿固定移液管的管口，并吸取少量海水。这将在吸取卵子时增加对卵子的控制力。接下来，将微量移液器吸头置于卵附近，轻柔地吸取数百个卵，使其 confinement 在玻璃微量移液器内。然后，在沿直线移动吸头的同时，轻柔地将卵吹出移液器进入培养皿中，形成一排。使用玻璃移液器在卵排列成行的附近位置于培养皿表面划出一道划痕。此划痕可用于后续折断注射针。在显微注射过程中，根据需要调节溶液的流速。在此处打开显微注射仪。使用一对镊子小心操作飞升注射系统。将针头毛细管安装在针头装载支架上。避免触碰针头末端，以防污染针头开口。使用微量上样吸头，吸取 0.5 至 1.0 微升的样品注射溶液。将含有卵块的培养皿置于显微镜载物台上，并调整培养皿位置，使卵子呈垂直排列。通过目镜观察时，将卵子调至清晰对焦状态。小心地将装好样品的针头安装到显微注射器的针头夹持器上，并调整针头位置，使针尖恰好位于视野中央且完全聚焦。接下来清洁针头时，通过显微镜观察，按下按钮施加最大压力，可看到溶液从针头中排出。调节压力，使注射压力范围在90至360 HP之间，补偿压力约为注射压力的三分之一。接着，向未受精卵注射以检查注射装置的液体流动情况。使用操纵杆显微操作仪，将注射针尖对准未受精卵。为便于针头进入，可用螺丝刀等硬物轻轻敲击载物台产生轻微颤动。踩下脚踏板以注射卵细胞。如果注射液团不可见，将针头移至划痕标记处。轻轻将针尖敲击划痕处，以折断注射针的尖端。稍宽的开口可使溶液更易流出，而折断后尖端的锋利边缘有助于针头刺入。在受精膜可见后，立即加入精子使卵子受精。使用显微操作仪开始注射。右手将针尖抵住受精卵，几乎同时产生轻微凹陷。左手持螺丝刀轻轻敲击显微镜载物台。使用载物台控制器沿路线上移动合子，并尽可能多地注射合子。注射量不应超过合子体积的五分之一。受精后10至15分钟，新形成的卵子将变硬，无法再进行注射。将培养皿从载物台上取下，使用塑料移液管小心吸除含有精子的三份A TC水。切勿让合子干燥，迅速加入新鲜的预冷海水。盖好培养皿，在15摄氏度条件下孵育。注射后，根据实验需求监测胚胎的表型或分子变化，以确定报告基因载体的注射是否影响了胚胎发育。GFP 和 mCherry 报告基因载体经体外转录后，显微注射至新受精的卵中。此处所示的已注射胚胎可以明显区分于未注射的胚胎，后者由箭头指示。胚胎在15°C下孵育24小时至囊胚阶段，并如图所示进行成像。呈彩色的已注射胚胎与呈灰色的未注射胚胎具有相同的形态。这表明注射报告基因构建体不会导致任何发育缺陷。观看本视频后，您应能够充分掌握海胆受精卵显微注射的操作方法。受精卵显微注射是遗传学、细胞生物学和发育生物学研究中一种重要的实验技术。利用这一技术，海胆研究领域在理解硫酸盐特化、基因调控、基因表达以及发育生物学背后的生化通路等发育途径方面，做出了重要贡献。

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