一种新的方法为评估味质的实验室大鼠的补强性能:操作性口腔自我管理

该程序的总体目标是将作性静脉内药物自我给药的原则应用于研究通过口内输注输送的甜味溶液的作性自我给药。这是通过首先通过手术植入大鼠 IO 套管和头帽来实现的。该程序的第二步是选择感兴趣的糖并准备适当浓度的溶液，以便在作室中自我给药。

该程序的第三步是将大鼠置于作室中，将它们的 IO 插管连接到适当的管道上，并允许动物使用不同的浓度和不同的加固时间表自行输注套件溶液的 IO 输注。该程序的最后一步是将大鼠从作室中取出并用水冲洗它们的套管，为下一次自我给药做准备。最终，可以获得结果表明大鼠将获得并维持甜溶液的自我给药，并且它们的行为对溶液浓度的变化和通过 IO 自我给药采用的强化时间表很敏感。

与现有方法（如从喷口饮用溶液或对固体颗粒的开放式响应）相比，该技术的主要优点是这种金属可以测试任何水溶性食品添加剂的任何浓度和体积。更重要的是，我们可以提供对照的被动间隔输注，无需动物采取任何行动即可获得溶液的量。这使得使用活动测试来测量人为的点赞反应成为可能。

任何关于复发加间期输注的研究都可用于研究引发诱导的恢复以及瑞士解决方案和滥用药物之间的潜在交叉恢复。这种方法可以帮助回答食物成瘾和肥胖领域的关键问题，例如确定负责获得、维持和复发强迫性甜食寻求的神经基质，以及确定与饮食诱导的肥胖有关的因素。还可以研究与强迫性食物寻求发展有关的遗传和表观遗传学因素。

所有实验均经圭尔夫大学动物护理委员会批准，并按照加拿大动物护理委员会的建议进行。要构建 IO 插管，请剪下一段长度约为 130 毫米的聚乙烯塑料管，以创建一个 F 法兰端，用于固定在口腔中。使用烙铁加热管的末端 2 到 5 秒钟，然后立即将管子的加热边缘压平在平坦的表面上。

切一个直径约为 6 到 7 毫米的手术网盘，并将其穿到管子的长度上，直到它靠在 F 法兰的背面，即套管的末端。对于每个 IO 插管，在手术前至少 24 小时，切下一个直径约为 8 毫米的额外手术网片和三个 6 x 6 毫米的松紧带正方形。手术前约 30 分钟在抗菌溶液中对 IO 套管、手术网片和弹性方块进行消毒。

皮下注射抗生素 dein 和镇痛药美洛昔康。根据文本方案使用 isof fluorine 诱导全身麻醉并通过捏脚趾验证镇静后，使用棉签沿将植入套管的左内侧脸颊进行局部麻醉。然后在活检针和头帽的切口部位注射局部麻醉剂，例如盐酸利多卡因。

在双眼涂抹润滑眼膏。接下来，在脖子根部剃掉一块 10 x 10 毫米的头发。使用无菌纱布擦拭并用抗菌肥皂清洁该区域，然后用 70% 的酒精清洁。

最后，Betadine。然后将一根 15 号不锈钢针插入颈部底部，并在皮下绕过耳朵移动到左脸颊。放置针尖并将其穿过口腔内第一磨牙后面的脸颊。

将 IO 套管穿过突出针的尖端，然后取下针头，只留下套管将一个手术网状圆盘，然后是三个方形弹性圆盘穿到套管的外部，然后将它们滑到颈部后部裸露的皮肤以稳定它。然后在手术前使用抗菌漱口水冲洗头顶的 IO 套管。通过移除尼龙螺栓的头部来修改尼龙螺栓，然后沿螺纹长度雕刻一个 2 毫米的凹槽。

沿头部中线剃掉一条 10 x 20 毫米的头发后，使用无菌纱布擦拭和清洁剃光的区域，如前所述，用手术刀清洁脸颊，沿着矢状面做一个 20 毫米长的切口。然后用手钻打四个孔，缝合线每侧两个。最后，手术后使用珠宝螺丝和牙科粘固剂将螺栓安装到颅骨上。

将大鼠安置在单独的笼子中并监测 24 小时。对于在作室中进行的实验，请参阅文本协议以进一步护理和清洁 IO 套管。在文本协议中描述。

使用反渗透水，将大鼠称重并将其转移到家笼中将其转移到测试室后，将 8%25% 和 50% 的高果糖玉米糖浆或 HFCS 稀释 55%。使用固定有 16 号针头和 50 毫米聚乙烯管的 12 毫升注射器将空气泵入作室中的套管，清除可能积聚在 IO 套管中的食物或床上用品。使用 20 号针头作为轴，将 IO 套管连接到 tigon 管。

将管子的下部固定在皮带的凹槽内，并将上部连接到由摆动保护的旋转接头上。然后将弹簧的底部连接到安装在老鼠头上的螺栓螺纹上。让大鼠在房间里适应五分钟，然后通过激活室内灯开始自我管理。

引入两个可伸缩杠杆，并点亮主动杠杆上方的光刺激 30 秒。对于渐进比率或 PR 检验 1 和所有后续 PR 检验，请使用 Richardson 和 Roberts 描述的 PR 时间表，其中反应比率升级等于 E 的 5 乘以 E，注射次数乘以 0.2 减 5。对于采集会话 1 到 10，使用连续的强化计划，其中每次按下主动杠杆会导致在 2.5 秒内输送 80 微升测试溶液输注，以留出足够的时间摄入，施加 27.5 秒的超时时间，在此期间主动杠杆缩回并激活刺激灯。

不要对每个 IO 自我管理会话中可用的输注次数施加限制。如果大鼠连续 20 分钟对主动杠杆没有反应，请促使大鼠按压主动杠杆一次，从而灌注大鼠。自我给药后，将大鼠从作室中取出。

用两毫升水冲洗 IO 套管，然后将大鼠放回蜂群房间的家笼中。遵循文本协议中的喂养时间表。该图显示了在连续 10 个疗程自我施用 8、25 或 50%HFCS 期间，opera 对主动和非活跃杠杆的反应。

大鼠在前三个会话中获得 HFCS 的 IO 自我给药，并在剩余的采集中保持稳定的主动杠杆响应。主动杠杆反应的浓度依赖性差异也很明显。例如，与 25% HFCS 相比，自我施用 50% HFCS 的大鼠的反应显着降低。

当给予 8% HFCS 时，大鼠保持中等水平的作性反应，并表现出摄入活性杠杆反应和断点的更大个体变异性，其定义为由于活性杠杆至少一小时无反应而接受的最后一次输注分别显示在这些图表中。在 PR 测试 1 中，所有浓度的 HFCS 都有适度的反应频率。然而，在测试 2 中出现了组差异，其中较高的浓度会引发更多的响应和更高的断点。

在尝试此程序时，重要的是要经常检查动物的头帽上是否有积液和自我给药期间是否有泄漏。此外，这些实验中的损耗应该是最小的，因为如果动物在自我给药之间将套管拉出或咀嚼掉，则可以第二次进行 IO 插管手术。看完这个视频，你应该对如何修改外科手术程序和打开房间在实验室大鼠中进行口内自我给药实验有一个很好的了解。