Name: 研究微加工通道细胞迁移的 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-02-21T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 36 s
Description: 学习使用微加工通道研究细胞迁移的方法，通过PDMS芯片和纤维连接蛋白涂层实现细胞功能化，利用显微镜和图像分析定量比较不同细胞类型的迁移速度。该技术为研究受限环境下的细胞行为提供了可靠框架。

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作者非常感谢居里研究所（CNRS UMR144）的PICT IBiSA平台。本工作获得了以下机构的资助：欧洲研究理事会向A-M.L-D提供的Strapacemi项目资助（243103），法国国家科研署（ANR-09-PIRI-0027-PCVI），InnaBiosanté基金会向M.P.和A-M.L-D提供的Micemico项目资助，以及欧洲研究理事会Strapacemi青年研究者奖对A-M.L-D的资助。

重要提示：本实验方案假设用于形成目标微通道的模具已经制备完成。有关模具制备的更多信息已有文献发表10。本实验方案还假设读者已掌握骨髓来源树突状细胞（DCs）的培养技术。
1. 芯片制备
<ol>
	<li>在塑料杯中按10:1的质量比混合PDMS油和固化剂，充分搅拌均匀。</li>
	<li>将混合物浇注到带有微通道的模具上，总高度应控制在0.5–1 cm之间。</li>
	<li>将模具放入真空干燥器中，抽气1小时以去除气泡。</li>
	<li>将模具置于65 °C烘箱中加热2小时，使PDMS固化成型。</li>
	<li>待PDMS冷却至室温后，用手术刀在结构周围切下较大一块，并从模具上小心剥离（图1A）。</li>
	<li>在细胞注入位置钻孔（通常为2 mm），并用手术刀修整PDMS芯片大小，使其适配将用于评估细胞迁移的玻璃底培养皿（图1B）。操作前，使用镜头清洁纸清除培养皿表面残留的灰尘，以利于后续步骤1.10中PDMS与玻璃的键合。</li>
	<li>通过在PDMS芯片通道结构的两侧反复粘贴并撕下胶带，清洁已修整的PDMS芯片表面。</li>
	<li>将PDMS部件在70%乙醇中进行超声处理30秒，以去除灰尘和微小的PDMS颗粒；随后用洁净空气快速吹干。</li>
	<li>使用空气（或氧气）等离子体处理30秒（压力为300 mTorr），对PDMS（结构面朝上）和培养皿表面进行活化。</li>
	<li>将两个活化后的表面紧密接触，使PDMS永久键合至基底。如有需要，可使用金属镊子轻轻按压PDMS顶部，以确保聚合物与培养皿玻璃充分接触（图1C）。</li>
	<li>将键合后的芯片置于65 °C烘箱中孵育1小时，以增强键合强度。</li>
</ol>
2. 微通道的包被
<ol>
	<li>在300 mTorr条件下用空气等离子体激活整个结构1分钟。此步骤将促进下一步液体进入通道。</li>
	<li>迅速用浓度为10 μg/ml的纤维连接蛋白水溶液填充芯片的进样孔。可使用其他底物（如PEG）来调节细胞在通道壁上的黏附性。注意观察液体是否扩散至整个结构，可通过普通光线下肉眼观察或使用常规明场显微镜检查。 
	注意：在非常小的结构中，由于扩散较困难，可通过将结构置于真空钟罩内至少15分钟，强制液体进入通道。为验证包被效率，可使用荧光底物（图2）。</li>
	<li>室温孵育1小时，使纤维连接蛋白或其他包被底物吸附到通道壁上。</li>
	<li>用PBS洗涤结构3次，以去除未结合的底物。</li>
	<li>洗涤后，立即进行方案3，或将芯片在4 °C保存以备后续使用（最多24小时）。</li>
</ol>
3. 细胞加载
<ol>
	<li>从孔板中移除 PBS，并用细胞培养基填充微系统。孵育 1 小时，使培养基充分浸润通道。 
	注意：对于涉及分子抑制剂等药物的实验，建议预先用含有适当浓度药物的培养基对通道进行预孵育。此外，某些药物倾向于溶解于 PDMS 结构中，从而降低其有效浓度。已有若干策略被提出以应对这一问题11-12。</li>
	<li>通过培养基冲洗去除未贴壁的树突状细胞（DCs），并回收半贴壁细胞。使用血细胞计数板对细胞进行计数。 
	注意：若需进行细胞核成像，可在继续实验步骤前进行 Hoechst 33342 染色，方法为将 2 × 106 个细胞与 200 ng/ml 染料在完全培养基中孵育 30 分钟。染色后通过两次离心洗涤以去除多余染料。</li>
	<li>将细胞在 300 × g 条件下离心 5 分钟（时间和转速可根据细胞类型调整），弃去上清液。重悬细胞沉淀，调节浓度至 20 × 106 个细胞/ml。</li>
	<li>从孔板中移除多余的培养基，并使用微量移液器吸出 PDMS 结构中的进样孔内液体。向每个进样孔中加入 5 µl 细胞悬液，使每孔含有 1 × 105 个细胞。 
	注意：较高的细胞密度有助于促进细胞与通道的接触。细胞密度过低可能导致进入通道内的细胞数量不足，进而导致实验失败。</li>
	<li>将微芯片置于培养箱中，在 37 °C 下孵育 30 分钟。向实验培养皿中加入 2 ml 完全培养基。 
	注意：必须确保整个 PDMS 结构被培养基覆盖，以防止实验过程中细胞干燥。若 2 ml 不足以完全覆盖，应补充更多培养基以确保完全浸没 PDMS 结构。</li>
</ol>
4. 成像
<ol>
	<li>将培养皿放置于显微镜下之前，先用镜头清洁纸擦拭其外底部表面。</li>
	<li>为分析大量细胞的迁移情况，应在配备 CO2 和温控装置的视频显微镜下使用 10X 放大倍数和宽场照明（图3）。为便于细胞追踪，可使用 Hoechst 染色结合紫外光（见步骤 3.2）。也可采用共聚焦显微镜进行迁移分析，以获得细胞迁移过程中更高分辨率的细胞结构图像。</li>
	<li>进行 10X 条件下的延时显微观察&#160;时，应根据预期的细胞移动速度选择合适的时间间隔（例如，对于以约 5 μm/min 速度迁移的树突状细胞，通常设为 2 分钟）。 
	注意： 本文所述方案不包含细胞迁移参数的分析。讨论部分列出了一些要点，以指导读者如何从延时成像视频中提取相关信息。</li>
</ol>

<ol><li>Lauffenburger, D. A., Horwitz, A. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration%3A+a+physically+integrated+molecular+process%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Cell migration: a physically integrated molecular process.</a> Cell. 84 (3), 359-369 (1996).</li>
<li>Lämmermann, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+leukocyte+migration+by+integrin-independent+flowing+and+squeezing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature%22%5BJournal%5D)">Rapid leukocyte migration by integrin-independent flowing and squeezing.</a> Nature. 453 (7191), 51-55 (2008).</li>
<li>Schor, S. L., Allen, T. D., Harrison, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+through+three-dimensional+gels+of+native+collagen+fibres%3A+collagenolytic+activity+is+not+required+for+the+migration+of+two+permanent+cell+lines%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell.+Sci%22%5BJournal%5D)">Cell migration through three-dimensional gels of native collagen fibres: collagenolytic activity is not required for the migration of two permanent cell lines.</a> J. Cell. Sci. 41, 159-175 (1980).</li>
<li>Steinman, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Decisions+about+dendritic+cells%3A+past%2C+present%2C+and+future%5BTitle%5D)+AND+%22Annu.+Rev.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Decisions about dendritic cells: past, present, and future.</a> Annu. Rev. Immunol. 30, 1-22 (2012).</li>
<li>Faure-André, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Regulation+of+dendritic+cell+migration+by+CD74%2C+the+MHC+class+II-associated+invariant+chain%5BTitle%5D)+AND+%22Science%22%5BJournal%5D)">Regulation of dendritic cell migration by CD74, the MHC class II-associated invariant chain.</a> Science. 322 (5908), 1705-1710 (2008).</li>
<li>Renkawitz, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Adaptive+force+transmission+in+amoeboid+cell+migration%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Adaptive force transmission in amoeboid cell migration.</a> Nat. Cell Biol. 11 (12), 1438-1443 (2008).</li>
<li>Jacobelli, J., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Confinement-optimized+three-dimensional+T+cell+amoeboid+motility+is+modulated+via+myosin+IIA-regulated+adhesions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Immunol%22%5BJournal%5D)">Confinement-optimized three-dimensional T cell amoeboid motility is modulated via myosin IIA-regulated adhesions.</a> Nat. Immunol. 11 (10), 953-961 (2010).</li>
<li>Irimia, D., Charras, G., Agrawal, N., Mitchinson, T., Toner, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Polar+stimulation+and+constrained+cell+migration+in+microfluidic+channels%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Chip%22%5BJournal%5D)">Polar stimulation and constrained cell migration in microfluidic channels.</a> Lab Chip. 7 (12), 1783-1790 (2007).</li>
<li>Moreau, H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dynamic+in+situ+cytometry+uncovers+T+cell+receptor+signaling+during+immunological+synapses+and+kinapses+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Immunity%22%5BJournal%5D)">Dynamic in situ cytometry uncovers T cell receptor signaling during immunological synapses and kinapses in vivo.</a> Immunity. 37 (2), 351-363 (2012).</li>
<li>Heuzé, M. L., Collin, O., Terriac, E., Lennon-Duménil, A. M., Piel, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cell+migration+in+confinement%3A+a+micro-channel-based+assay%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Cell migration in confinement: a micro-channel-based assay.</a> Methods Mol. Biol. 769, 415-434 (2011).</li>
<li>Ren, K., Zhao, Y., Su, J., Ryan, D., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Convenient+method+for+modifying+poly%28dimethylsiloxane%29+to+be+airtight+and+resistive+against+absorption+of+small+molecules%5BTitle%5D)+AND+%22Anal.+Chem%22%5BJournal%5D)">Convenient method for modifying poly(dimethylsiloxane) to be airtight and resistive against absorption of small molecules.</a> Anal. Chem. 82 (14), 5965-5971 (2010).</li>
<li>Ren, K., Dai, W., Zhou, J., Su, J., Wu, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Whole-Teflon+microfluidic+chips%5BTitle%5D)+AND+%22PNAS%22%5BJournal%5D)">Whole-Teflon microfluidic chips.</a> PNAS. 108 (20), 8162-8166 (2011).</li>
<li>Maiuri, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+first+World+Cell+Race%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Biol%22%5BJournal%5D)">The first World Cell Race.</a> Curr Biol. 22 (17), 673-675 (2012).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本文介绍一种由微通道组成的装置，可用于在单次实验中研究大量细胞的迁移特性。该实验系统模拟了内源性迁移细胞在组织中所遇到的受限环境条件。然而，通过迫使细胞沿单一维度迁移，该装置便于实现自动化的细胞追踪以及可测量参数的提取（图5）。我们还证明，该装置与荧光显微镜兼容，因此可适用于研究细胞运动不同阶段中细胞器的定位情况（图4）。
该方案中的一个关键步骤是通道的质量。必须确保PDMS在玻璃表面的良好粘附性。当出现粘附问题时，首先应检查两个表面的清洁度以及等离子清洗仪的清洁状况。另一个可能至关重要的参数是接种细胞的密度。细胞的自发迁移需要细胞与通道之间保持较近的距离，以促进其进入管道，而针对每种细胞类型均应评估其最佳接种数量。
例如，我们展示了树突状细胞（DCs）的自发迁移，但该系统也可用于分析其他细胞类型的迁移。在实验室中，我们已测试了原代T淋巴细胞、巨噬细胞以及&#160;肿瘤细胞系（数据未展示，参见文献7-9）。
<p class="...

迁移是一种复杂的细胞功能，在多细胞生物的多种生理过程中具有重要作用，包括发育、免疫反应和组织再生。此外，某些病理情况（如肿瘤侵袭和转移）也依赖于细胞运动能力1。因此，细胞迁移已成为基础研究和转化研究中的一个重要研究领域。体内大多数组织具有丰富的细胞外基质和高细胞密度，因此在生理条件下，细胞迁移发生在复杂的受限环境中。传统上，由于历史原因和技术限制，细胞迁移研究主要在二维平面系统中进行，而这类系统无法重现组织中的许多环境特性（例如空间限制）。此外，最近研究表明，在二维条件下对运动至关重要的因素（如细胞黏附）在体内或凝胶内部的迁移过程中并非必需，提示调控二维环境与其他环境中细胞运动的机制存在差异2。目前已开发出多种系统用于模拟组织的复杂特性，其中最著名的是胶原凝胶，旨在重现细胞外基质的组成特性3。本文提出微通道作为一种简单且互补的方法，可在受限环境中实现一维条件下的细胞迁移研究。
在此系统中，细胞会沿着微通道自发迁移进入其中。迁移中的细胞随后会获得通道的形状，形成一种管状几何结构，这很可能增强了细胞的极性。细胞在通道中的线性运动使得能够自动追踪细胞，并从实验中提取定量参数。从技术角度来看，该系统操作简便且灵活。可对通道壁进行不同的包被处理，通道的尺寸和形状也可根据需要调整，单次实验即可分析大量细胞。该系统还可扩展用于中等通量的分子筛选分析，以研究参与细胞运动的相关分子。本文所述的实验方案已采用树突状细胞（DC）作为细胞模型进行了标准化。树突状细胞在免疫系统中具有关键作用，因其参与特异性免疫应答的启动和维持4。体外研究表明，DC可在受限环境中自发迁移，因此是研究微通道中细胞运动的良好模型5,6。重要的是，该系统也可推广用于分析其他任何运动型细胞的迁移，如T淋巴细胞、中性粒细胞或肿瘤细胞7-9。

<table><tbody><tr><td>聚二甲基硅氧烷（PDMS）</td><td>GE Silicones</td><td>RTV615</td><td>含90%硅胶基础成分和10%固化剂的包装</td></tr><tr><td>核心样品切割器</td><td>Ted Pella Int.</td><td>Harris Uni-Core</td><td>直径2.5 mm</td></tr><tr><td>玻璃底培养皿</td><td>WPI</td><td>Fluorodish FD 35-100</td><td></td></tr><tr><td>超声波清洗机</td><td>Branson Ultrasonics</td><td>Branson 200</td><td></td></tr><tr><td>等离子清洗机</td><td>Harrick Plasma</td><td>PDC 32 G</td><td>适用于小型样品（35个培养皿），也可提供更大规格型号</td></tr><tr><td>牛血浆来源纤连蛋白</td><td>Sigma Aldrich</td><td>F0895</td><td></td></tr><tr><td>聚赖氨酸接枝聚乙二醇（Pll-g-PEG）</td><td>Susos</td><td>PLL(20)-g[3.5]-PEG(5)</td><td></td></tr><tr><td>Hoechst 33342</td><td>Sigma Aldrich</td><td>B2261</td><td></td></tr><tr><td>Y27632</td><td>TOCRIS</td><td>1254</td><td></td></tr></tbody></table>

微加工通道中细胞迁移的研究

Study of Cell Migration in Microfabricated Channels

本文所述方法可用于研究细胞在三维受限条件下的一维迁移。该方法基于使用微加工通道，通过物理限制使细胞呈现极化表型。一旦进入通道，细胞仅能沿两个方向移动：向前或向后。这种方向受限的简化迁移模式有利于对细胞进行自动追踪，并提取描述细胞运动的定量参数，包括细胞迁移速度、运动方向的变化以及运动过程中的暂停行为。微通道还可与荧光标记技术兼容，因此适用于在高分辨率下研究细胞迁移过程中细胞器和细胞内结构的定位。此外，通道表面可功能化修饰不同底物，从而调控通道的黏附特性，或用于研究趋触性。总之，本系统旨在分析大量细胞在几何结构和生化环境均受控条件下的迁移行为，有助于不同实验之间的标准化和结果重复性。

在每次实验中，将根据研究目的选择适当的分子对PDMS表面进行包被。图2展示了在洗涤前后（步骤2.4）用荧光分子PLL-g-PEG包被的微通道。此类实验可用于检测微通道内包被的均匀性。
细胞加载后，可通过视频显微镜观察细胞迁移过程。图3A展示了树突状细胞在微通道中迁移的示例，其密度适合用于追踪细胞。相衬成像和Hoechst染色均可用于此目的（见讨论部分）。该技术也可与高分辨率荧光共聚焦显微镜兼容，可用于追踪细胞器或细胞结构。图4B展示了表达LifeActGFP的迁移树突状细胞中聚合肌动蛋白动态变化的一个示例。
迁移性树突状细胞中细胞运动性分析的定量示例显示于 图5. 图 5A 显示从野生型（WT）或经Y27632处理的树突状细胞（DCs）生成的显微轨迹图。Y27632是一种特征明确的细胞收缩性和迁移性抑制剂，本研究中用于验证该系统检测细胞运动速度变化的能力。这些...

本文描述了一种在二维受限微环境中定量研究细胞自发迁移的方法。该方法利用微加工通道，可在单次实验中于不同条件下研究大量细胞的迁移行为。

此处描述的方法可用于在单个维度的受限条件下研究细胞迁移。该方法基于使用微加工通道，这些通道……

以下实验的总体目标是制备微加工通道，用于研究细胞在限域条件下的自发迁移。该目标首先通过制备含有通道的聚甲基倍半硅氧烷（poly polymethyl SUBOXANE）或聚二甲基硅氧烷（PDMS）芯片来实现。第二步，用纤连蛋白或其他包被基质对通道进行包被，从而实现装置的功能化。经过数次洗涤后，将树突状细胞加载到微系统中以研究细胞迁移。通过显微镜观察和图像分析获得结果，显示不同细胞类型或处理条件下细胞迁移速度的差异。与传统的双室迁移等现有方法相比，该技术的主要优势在于能够模拟细胞所面临的几何结构与空间限制环境。通常，初学者由于该方法每一步骤均需较高精度，可能会遇到困难。首先，在塑料杯中按10:1的质量比混合PDMS油和固化剂，充分搅拌后将混合物浇注到带有微通道的模具上。浇注总高度应控制在0.5至1厘米之间。将样品放入真空干燥器中去除气泡，持续一小时；然后将模具置于65摄氏度的烘箱中加热两小时，使PDMS固化。待PDMS冷却至室温后，用手术刀沿结构周围切割下较大块的材料，并从模具上剥离下来。接着，在细胞注射位置钻孔，再用手术刀修整PDMS的尺寸，使其能够适配玻璃底培养皿，用于后续迁移实验的观察与检测。通过在结构侧面粘贴和剥离胶带，使含有通道的PDMS芯片缩小尺寸，然后将PDMS碎片进行超声处理。在70%乙醇中处理30秒，以去除灰尘和微小的PDMS颗粒，之后再继续操作。使用镜头清洁纸去除培养皿中的残留灰尘。使用空气等离子体处理对PDMS和培养皿进行活化，处理条件为300毫瓦，持续30秒；如需要，将两个活化后的表面接触，使PDMS永久粘附于基底。使用金属镊子轻轻按压PDMS顶部，以促进聚合物与培养皿玻璃之间的充分接触。将芯片置于65摄氏度的烘箱中孵育1小时。为了增强结合力，将整个结构在300毫托的空气等离子体中活化1分钟。这将促进下一步液体进入通道。接着，迅速用水中浓度为10微克/毫升的纤连蛋白填充芯片的进样孔。其他底物，例如聚乙二醇，可用于修饰细胞对通道壁的黏附性。注意观察液体是否扩散至整个结构。可通过肉眼在普通光线下观察，或使用常规明场显微镜轻松检查。然后在室温下孵育该结构1小时，以使纤连蛋白或其他任何包被底物充分吸附到通道壁上。最后，通过移除通道和培养皿中的全部液体，用新鲜的磷酸盐缓冲液（PBS）浸泡5分钟，以洗去未结合的底物。从培养板中移除PBS，并用细胞培养基填充微系统。将培养板孵育一小时，使培养基充分饱和通道，以收集用于成像的细胞。用培养基冲洗培养板，去除悬浮的树突状细胞并回收半贴壁细胞。在计数细胞之前。使用血细胞计数板，将细胞以300 × g离心5分钟，弃去上清液。用缓冲液重悬细胞沉淀，调整浓度至每毫升2000万个细胞。移除培养板中多余的培养基，并排空PDMS结构中的进样孔。使用微量移液器，然后向每个入口孔中加入5 µL细胞溶液，使每个入口孔中的细胞数量达到1 × 10⁵个。将微芯片在培养箱中于37 °C孵育30分钟后，向实验培养皿中加入2 mL完全培养基，用于成像。首先，在将培养皿置于显微镜下之前，使用镜头清洁纸擦拭培养皿外部底面。为了分析大量细胞的迁移情况，应使用配备 CO₂ 和温控装置的视频显微镜，采用 10 倍放大倍数和宽场照明，以便于细胞追踪。如文本方案中所述，可采用 Hirsch 染色法和紫外光进行 10 倍放大下的延时显微观察。根据预期的细胞运动速度选择合适的时间频率。对于以每分钟5微米速度迁移的树突状细胞，通常选择两分钟的时间间隔。在每次实验中，PDMS表面均包被有适合研究目的的分子。在此图中，通道被涂覆有荧光分子。在洗涤前后，聚赖氨酸接枝聚乙二醇。此类实验可用于控制细胞接种后通道内涂层的均一性，随后可进行视频显微镜观察以追踪细胞迁移。以下是一个树突状细胞在微通道中迁移的示例，其细胞密度适合用于细胞追踪。此过程可使用相差显微镜和赫施染色法进行观察。该技术同样适用于更高分辨率的荧光共聚焦显微镜，可用于追踪细胞器或细胞结构，例如在表达 life act GFP 的迁移树突状细胞中观察聚合肌动蛋白的动态变化。此处展示了迁移性树突状细胞中细胞运动性定量分析的一个示例。由野生型或经 Y 27 632 二盐酸盐处理的树突状细胞产生的牵引力表明，该药物是一种已被充分表征的细胞收缩力和迁移的抑制剂，可用于验证系统检测速度变化的能力。还可进一步分析 kog 以提取细胞随时间变化的位置和大小信息，从而研究多种参数以描述细胞迁移行为。通过使用自制软件对细胞核位置进行成像，来追踪迁移速度。树突状细胞的平均迁移速度接近每分钟六微米。药物处理显著降低了其迁移速度。本示例展示了该技术的强大之处，它能够在单次实验中对大量细胞进行定量分析，并可用于检测药物处理所诱导的差异。一旦掌握，若操作得当，本技术可在开发完成后三小时内完成。该技术为细胞迁移领域的研究人员探索细胞运动在受控受限环境中的行为铺平了道路。

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科研

JoVE Journal

Bioengineering

生物工程

研究微加工通道细胞迁移的

介绍了一种用于研究癌症干细胞迁移的分区化微流控装置。该新型平台可构建可存活的细胞微环境，并实现对活细胞运动的显微可视化观察。通过分离出高迁移活性的癌细胞，可用于研究其侵袭性浸润的分子机制，有望为未来开发更有效的治疗策略提供依据。...

利用分区化微流控装置和活细胞成像评估癌干细胞迁移

吞噬动力运动轨迹检测是一种用于评估细胞运动的方法。具体而言，该检测以定量方式随时间测量趋化运动（即细胞的随机运动）。该检测利用了细胞在胶体金包被的盖玻片上留下可测量运动轨迹的能力。...

基于吞噬动力轨迹运动测定法对细胞迁移的定量评估

本文描述了一种在显微镜腔室中构建黏附性梯度和可溶性梯度的方法，用于活细胞迁移研究。该人工构建的环境结合了抗污表面与黏附轨迹以及溶液梯度，从而可确定不同导向信号之间的相对重要性。...

创建黏附性与可溶性梯度以荧光显微镜成像细胞迁移

细胞迁移是人类发育和生命活动的重要组成部分。为了理解可能改变细胞迁移的机制，我们介绍一种平面梯度扩散系统，用于在三维胶原基质中研究趋化性，该系统能够克服现有检测方法中传统扩散室的局限性。...

用于在三维胶原基质中研究趋化性的平面梯度扩散系统

已开发出多种微流控装置用于趋电性研究。然而，这些芯片均无法有效研究化学因素与电场（EF）对细胞的联合作用。我们开发了一种基于聚甲基丙烯酸甲酯的装置，可在趋电性研究中实现对共存电场与化学刺激的更精确控制。...

使用多通道双电场微流控芯片研究肺癌细胞的电趋性

本方案详细介绍了一种可定制的方法，用于测量细胞在趋化因子作用下的迁移行为，该方法也可用于测定药物从聚合物基质中扩散的速率。...

一种可定制的细胞迁移测量装置

化学梯度和氧气梯度的控制对于细胞培养至关重要。本文报道了一种聚二甲基硅氧烷-聚碳酸酯（PDMS-PC）微流控装置，能够稳定地生成用于细胞迁移研究的化学梯度与氧气梯度组合，且可在无需复杂仪器的生物实验室中实际应用。...

用于在垂直化学和氧气梯度下研究细胞迁移的聚二甲基硅氧烷-聚碳酸酯微流控装置

在发育、伤口愈合和癌症转移过程中，集体细胞迁移通常由生长因子或信号分子的浓度梯度所引导。本文介绍了一种将牵引力显微镜与微流控系统相结合的实验体系，并演示了如何在生化梯度条件下定量分析集体迁移的力学机制。...

牵引力显微镜与微流控技术结合用于趋化性集体迁移

在本方案中，采用了一种仿生微流控检测方法，该方法能够重现生理相关的微血管环境，并完整再现白细胞黏附/迁移级联过程，用于研究炎症疾病中的白细胞-内皮细胞相互作用。...

一种用于研究炎症过程中白细胞与内皮细胞相互作用的微生理系统

本文介绍了一种用于定量评估细胞在颗粒状水凝胶内部及其界面处三维迁移的实验方案。...

量化细胞在颗粒状水凝胶生物材料内部及向其内部的三维迁移

学习使用微加工通道研究细胞迁移的方法，通过PDMS芯片和纤维连接蛋白涂层实现细胞功能化，利用显微镜和图像分析定量比较不同细胞类型的迁移速度。该技术为研究受限环境下的细胞行为提供了可靠框架。

微加工通道中细胞迁移的研究

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