2014年4月9日
本文介绍了细胞毒性及单周期感染性检测方法,可用于快速、准确地筛选化合物,以确定其对野生型和耐药型 HIV-1 的细胞毒性(CC50)以及抑制浓度(IC50)值。
以下实验的总体目标是筛选感兴趣的化合物,以确定其细胞毒性以及在单周期感染实验中抑制野生型或耐药型HIV-1的能力。该目标首先通过将细胞暴露于化合物中以使其摄取,然后将处理后的细胞与表达荧光素酶的野生型或耐药型HIV-1共同孵育来实现。随后可检测病毒的荧光素酶活性。
最终,可通过荧光素酶检测信号来定量评估化合物对HIV-1病毒载体复制的抑制作用。该技术具有治疗意义,可用于筛选对耐药型HIV具有更强疗效的新化合物,这类化合物未来有望用于HIV-1感染者的抗逆转录病毒治疗。转染前一天,将293细胞以每100毫米培养皿1,500,000个细胞的密度接种。
第二天,使用磷酸钙法将16微克野生型或突变型HIV质粒和4微克VSV质粒共转染细胞。转染6小时后,用PBS洗涤2次93细胞,然后加入新鲜培养基孵育48小时。两天后,从直径100毫米的培养皿中收集含有病毒的上清液,并在室温下以1,620 ×g低速离心10分钟,澄清上清液。
接下来,将上清液通过孔径为45 µm的注射器滤器过滤,并用Turbo DNase处理病毒悬液。室温孵育30分钟后,用新鲜培养基稀释病毒,并于-80 °C保存。为在感染性检测中进行化合物筛选,在实验前一天,将4,000个目标细胞接种至96孔板的每孔中。
将细胞接种于含100微升培养基的孔板中,在37摄氏度、5%二氧化碳条件下孵育。24小时后,将化合物原液用新鲜培养基进行系列稀释。最终选择的浓度应依据表中所述经验确定的浓度范围而定。
接下来,将化合物的系列稀释液以每孔三个复孔的方式加入到孔板中。以最终浓度的十分之一体积,将适当稀释的化合物与细胞共同孵育,孵育时间至少为三小时。孵育结束后,使用多通道移液器向每个孔中加入100 µL稀释后的病毒液。
接受阴性对照孔,然后将培养板继续孵育 48 小时。孵育结束后,使用带有 200 微升吸头的玻璃移液管,从孔中培养基的上层开始,缓慢向下移向孔的底部角落,吸取培养基。
立即向每个孔中加入100微升含0.5毫摩尔氯化镁的磷酸盐缓冲液,然后为检测荧光素酶活性,向所提供的每管冻干试剂中加入10微升发光报告基因检测试剂盒中的底物缓冲液。接着,向每个孔中加入100微升重悬后的试剂,并在室温下孵育平板20分钟,以使信号充分显色。最后,使用微孔板发光仪读取96孔板。
成功进行化合物筛选实验后所得的荧光素酶数值列于下表中。请注意,在此具有代表性的Kaleido移植模型中,潜在的高效化合物表现出荧光素酶活性的增加,而对照组显示出最高的信号值。已绘制化合物浓度与荧光素酶活性抑制率之间的关系曲线,以确定该化合物是否能够有效抑制野生型或耐药型HIV的复制。
进行此操作时,必须将等量的细胞和病毒准确地均匀分配至所有孔板的孔中,并确保每个孔中加入正确浓度的化合物。
本研究概述了一种用于筛选化合物的方法,以评估其对细胞的细胞毒性以及对野生型和耐药型HIV-1的抑制效果。该方法利用荧光素酶检测技术来测定病毒复制的抑制情况。
该检测方法可对化合物针对野生型和耐药型 HIV-1 毒株的细胞毒性及抗病毒活性进行快速、并行筛选,有助于抗病毒药物研发项目早期的靶点验证和先导化合物的鉴定。通过整合基于荧光素酶的感染性读数与依赖 ATP 的细胞毒性检测,该方法可提供定量且可重复的数据,为临床前候选化合物的“推进/终止”决策提供依据,并减少作用机制方面的不确定性。
该检测方法适用于早期发现阶段,通过在进入机制研究或体内研究之前提供早期的有效性和安全性分析,将初始命中化合物的鉴定与先导化合物的优化衔接起来。