2014年5月26日
我们描述了利用高剪切均质化和连续浓缩方法制备大量用于静脉输氧的脂质基氧微泡(LOMs)的工艺。
本实验的总体目标是制备大量可自组装的、基于脂质的携氧微泡(OMS),用于静脉输注供氧。该过程采用高剪切均质器和密闭耐压罐来制备并连续浓缩OMS。第二步是使用改良注射器对含有70%体积氧气的LOM乳剂进行挤出处理。
接下来,通过离心浓缩乳液,得到体积分数为90%的氧气泡沫。最后一步是进行质量控制,通过计算氧气体积分数并利用光散射技术评估粒径分布。最终,高剪切均质化可制备出两升含90%(体积分数)氧气的OMS。
与现有的制造方法(如超声处理和混合法)相比,该技术的主要优势在于,均质化能够产生自组装的微泡,产量可达数升,足以满足大动物治疗性氧输送测试所需的体积。该技术的用途之一是治疗严重低氧血症患者,因为充满氧气的微泡可在数秒内将氧气传递给脱氧血红蛋白,并且其携氧量可达血液的三倍。该方法的演示至关重要,均质器探头的浸入深度尤为关键。
维持一个完全氧化的环境,并区分浓缩的液态金属硫蛋白(LMS)与水相,可能较难理解。用于制造脂质基氧气微泡(OMS)的系统包括一个配备单级搅拌器的储存浓缩罐(HCT)、一个管路式高剪切均质机、一个在HCT与均质机之间输送液体的蠕动泵,以及一个换热器。
开始系统组装时,将一个已灭菌的广口四升玻璃收集容器置于单级混合器下方,该容器配有两个底部接口和三个侧面接口。将HCT的1号底部接口连接一段长约10英寸、内径为3/8英寸的无菌透明管路,管路末端安装三通旋塞阀,用于收集浓缩乳剂。接着,将2号底部接口连接一段长约36英寸、内径为3/8英寸的无菌管路,并将此管路穿过滚压泵。
高速均质器的入口处安装有一个三通接头,该接头包含两个端口。将2号端口的管路通过滚轴泵后连接至三通接头的侧端口。将另一个端口通过低流量氧气流量计连接至氧气瓶。
将高剪切均质机的出口端连接至维持在4摄氏度的管路式热交换器的入口端。将热交换器的出口端连接至HCT的回流端口,形成一个闭合回路系统。通过流量计将氧气罐连接至HCT的4号端口。
最后,将一个与大气相通的气体成分监测器连接到HCT顶部的端口。开始此操作时,将20克GMP 1,2-二硬脂酰基-sn-甘油-3-磷酸胆碱(DSPC)和10克胆固醇置于HCT底部。向HCT中加入1升血浆模拟液A,并手动搅拌一分钟,尽可能将脂质充分分散至水相中。
将单级混合器放入水相中,确保整个混合器头部被水相完全覆盖。为防止环境空气污染顶空,使用橡胶密封圈或胶带确保HCT顶部密封且无开放的侧向端口。打开连接至4号端口的气源,并等待直至HCT顶空中氧气浓度超过95%。使用单级混合器以5,000 RPM的速度混合前体乳液5分钟,所得混合物应呈淡白色,且无可见脂质团块。
混合后,未使用的脂质水混合物可在4摄氏度下保存长达30天,以备后续使用。通过将滚轴泵开启至1.3升/分钟(LPM),用前体乳液对整个封闭循环系统进行预填充。系统预填充完成后,保持泵速为1.3 LPM,开始LO的制备。
将在线高剪切均质机开启至 7,500 RPM。随后立即以 0.5 LPM 的流速向均质机的进气端通入氧气。保持 HCT 中单级搅拌器以 3,500 RPM 运行。
在转子叶片与在线均质机内的乳化筛网界面处会形成乳滴(Oms)。在最初的几分钟内,液体应明显变得更加黏稠。运行系统15分钟后,关闭高剪切均质机及其氧气进气口。
这可以减轻相分离,并使产物在HCT中保持相对均匀。需要注意的是,在连续浓缩阶段,充气乳剂的体积应增加约两到三倍。用于收集所制备OMS的140毫升螺口注射器,此前已进行过改装:先将100毫升空气抽入注射器,然后锯掉140毫升刻度线以上的多余活塞和注射器材料。
使用无菌的改良注射器连接至收集容器底部端口一的旋塞,用齿镊将活塞推下,吸取100毫升液体,将注射器盖紧盖子后重复操作,直至所有液体被移除。将注射器放入冷藏桶式离心机中,盖端朝下放置,在225 × g 条件下离心10分钟。离心后可见三层物质,排出并弃去底部多余的浑浊水相层。
第二层为亮白色,含有浓缩的泡沫。使用三通旋塞阀将浓缩的泡沫转移至一个不透气的玻璃注射器中,以防止环境气体污染。弃去最下层,该层含有从破裂的oms中释放出的游离氧气。
可通过如下方法计算气体浓度来评估泡沫质量。高质量的泡沫其气体浓度应达到或超过90体积百分比,并通过光学光散射对作为第二项质量控制的微泡进行检测,以确定粒径是否处于预期范围内。需要注意的是,均质化时间或配方的改变可能会影响气泡尺寸,将装有浓缩oms的玻璃注射器 tightly capped。
使用鲁尔锁接头,注射器可保存在 22 摄氏度、4 摄氏度或负 20 摄氏度条件下。较低的温度可能有助于提高储存稳定性和延长保质期。采用本方案可在 90 分钟内制备最多两升浓缩 OMS。
通过光学显微镜观察10微升OMS样品,可见球形OMS以及相对大量的脂质碎片。当使用光散射法评估同一样品时,其平均粒径为2.624 ± 0.332微米。超过90%的OMS直径小于10微米,且该群体呈多分散性。
乳液黏度高度依赖于气体体积分数,因而也依赖于微泡浓度。采用40毫米平行板,在稳态流动扫描模式下,对含60%、70%和90%体积气体的2毫升LOM乳液样品进行了研究。
当剪切应力从0.1变化至1000时,含60%体积气体的含氧微泡溶液(OMS)表现出与人血相似的放射学特征。通过将不同体积、含60%体积氧气的OMS加入已知氧缺乏量的去饱和人血样本中,检测了OMS的氧含量。OMS中所添加氧体积与血液氧含量体积增量之间的关系为1.053 ± 0.03025。
这表明所测试的OMS含有近100%的氧气,几乎不含被困的气体 pockets,并能有效地将全部氧气载荷在体外转移至人血中。一旦掌握该技术,若操作得当且高效,可在90分钟内制备两升LMS。在进行此操作时,重要的是要持续目视检查OMS的积聚情况,并对LOM泡沫的浓度进行质量控制。完成此制备流程后,OMS可用于大规模静脉注射和治疗性气体的递送。
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本文介绍了一种用于制造大量基于脂质的氧微泡(LOMs)的方法,可用于静脉输氧。该方法通过高剪切均质化和连续浓缩技术实现所需的氧浓度。
该方法通过闭环高剪切均质化工艺实现按体积计90%的氧气含量,能够规模化生产用于静脉输氧的脂质基氧微泡(LOMs),满足了治疗性气体递送研究中的关键需求。该技术可支持在大型动物模型中对氧气递送系统进行临床前评估。所得微泡在稀释后表现出与血液相似的流变学特性,有助于对氧传递效能及安全性进行转化评估。
该制造工艺通过实现对氧气输送机制的假设验证、生成标准化的检测材料,以及在IND申报前研究之前支持安全性和有效性评估,从而契合从发现到临床前研究的连续过程。