Name: 内吞体动力学在生活神经末梢与四维荧光成像可视化 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-04-16T16:45:00.000+00:00
Duration: 10 min 51 s
Description: 了解四维荧光成像技术用于研究活体神经末梢内吞体动力学的方法。本研究利用蛇类神经肌肉接头模型，通过活细胞染色和三维时间序列成像，揭示突触前膜内吞体的运动、融合及胞吐过程，为神经科学和细胞生物学研究提供重要技术手段。

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本工作由美国国立卫生研究院资助项目 NS-024572（资助对象：R.S.W.）支持。

1. 使用活体染料对制备样本进行染色
<ol>
	<li>关于束带蛇的解剖方案，请参见 Stewart et al.5 和 Teng et al.6。爬行动物组织在低温条件下保存时，其生理活性维持时间更长，且细菌污染较少（见下文）。哺乳动物组织通常在室温或更高温度下维持。</li>
	<li>进行溶酶体活体染料染色时，将染料以1:5,000比例（0.2 μM）溶解于冷的爬行动物林格液中。在4 °C下孵育15分钟。用冷林格液多次洗涤。应尽快成像。</li>
	<li>使用KCl刺激进行FM1-43染色时，将染料以1:500比例（7 μM）稀释于高KCl林格液中。在4 °C下孵育最多30-60秒。用冷林格液快速洗涤三次，每次约1分钟。应尽快成像。</li>
	<li>使用高渗（蔗糖）刺激进行FM1-43染色时，将染料按上述方法稀释于0.5 M蔗糖林格液中。在4 °C下孵育2-5分钟。参照上述步骤1.3，用冷林格液洗涤。应尽快成像。</li>
	<li>通过电刺激进行FM1-43染色时，请参见 Teng et al.6。简言之，将标本置于含有生理盐水溶液和染料的培养皿中。使用预编程的200 μsec矩形脉冲串刺激神经（~7 V，30 Hz，18 μsec）。参照上述步骤1.3，用冷林格液洗涤。应尽快成像。</li>
</ol>
2. 设置成像前的准备工作
<ol>
	<li>将样本放置为使目标结构尽可能靠近显微镜物镜。</li>
	<li>如果使用倒置显微镜，应采用底部带有圆形薄盖玻片的成像腔室。通常，成像腔室应具有薄的不锈钢底面，并在中央固定一片直径为25 mm、厚度为#1的玻璃盖玻片。如果使用正置显微镜，则不需要底部盖玻片，但配备盖玻片有助于透射光成像例如 微分干涉差（DIC）以定位样本并找到感兴趣的物体。</li>
	<li>选择合适的物镜以获得尽可能高的三维分辨率。数值孔径（n.a.）、工作距离、放大倍数以及物镜类型（干镜、水浸镜和油浸镜）之间存在权衡。对于组织培养等较薄的样品，最佳选择是油浸物镜。使用正置显微镜时，将盖玻片漂浮在水性浴液上，并在盖玻片顶部与物镜之间使用浸油。</li>
	<li>如果使用去卷积软件，供应商可能会为特定物镜提供预设的点扩散函数（PSFs）。若未提供此类信息，或选用的物镜不在支持列表中，则应通过成像荧光微点或类似的衍射极限物体来确定点扩散函数。7,8.</li>
</ol>
3. 设定所需的景深及每个延时成像帧所需的图像数量
<ol>
	<li>选择合适的总景深，以确保在 z 方向上移动或相互作用的感兴趣结构在移动过程中不会消失或失焦。z 轴方向的成像范围应略大于待成像细胞或细胞突起的垂直尺寸。对于脊椎动物的运动神经末梢，通常为 15–20 µm。</li>
	<li>计算每次焦距变化所需的 z 轴步进距离。z 轴方向的分辨率取决于物镜的特性，通常约为 x-y 平面分辨率的四分之一。若使用共聚焦成像或去卷积软件，z 轴分辨率会有所提高。可通过在 z 方向上有意识地过采样来提升最终分辨率5，但亦请参见下文步骤 3.3。对于 40–100X 物镜，典型的步进间隔范围为 400–1,500 nm。每次 z 轴步进成像之间应关闭照明光源。</li>
	<li>确定每个 z 层叠图像中的图像数量，即所需景深除以步进间隔。完成一个典型 z 层叠图像所需时间为 1–10 秒。快速移动的物体（100 nm/秒）在三维图像堆栈中可能出现模糊，因为每个图像平面对应略微不同的时间点。此外，每增加一幅图像都会加剧光漂白和潜在的光毒性（见讨论部分）。若存在上述任一情况，应选择更大的 z 步进距离以减少每层叠中的图像数量。后续可通过图像插值软件进行补偿（见下文步骤 6.3）。</li>
</ol>
4. 选择延时成像的帧率
通过实验选择一个刚好足以平滑解析随时间变化（如运动、相互作用或融合事件）的速率9采样不足可能导致运动伪影（采样误差），而过度采样则会不必要地增加光照暴露。应从同一标本采集单个较长序列或多个重复序列，每个序列的总时间间隔相对较小。例如 10 个时间点 × 30 秒间隔 = 5 分钟。如果可能，使用连续的落射荧光照明观察样本，以粗略估算运动速度，包括整个样本是否存在漂移。
5. 完成特定样本的所有活体成像
爬行动物标本通常可保持稳定约1-2小时，若置于低温环境则时间更长。
6. 根据预期用途分析数据
<ol>
	<li>保留所有原始数据文件。尽管数字存储通常不是问题，但即使使用快速的个人计算机或工作站，处理时间仍然显著。因此，将图像裁剪为感兴趣区域 [ROI]。确保在整个时间过程中，整个感兴趣区域始终位于裁剪窗口内。</li>
	<li>使用适当的软件和正确的点扩散函数对图像堆栈进行去卷积。确认分辨率得到提高，并且去卷积算法未产生任何伪影。图3展示了示例图像。</li>
	<li>使用插值算法扩展 z 轴表观分辨率。建议将实际 1.5 μm 的图像平面间距通过 6 倍扩展为表观 0.25 μm 的间距。或者，结合使用过采样（步骤 3.2）和插值方法。</li>
	<li>根据需要进行对比度、亮度、噪声滤波、光漂白及其他典型图像处理调整。图像处理标准规定，对于大多数科研工作，应对所有图像（包括同一堆栈内及不同时间点的图像）应用相同的校正。应评估特定调整在所有图像中的影响9。</li>
	<li>选择特定的显示模式以导出数据。最直接的显示方式是使用红-绿或红-蓝立体图像（图3中的示例）、立体图像对，或配合快门眼镜交替显示左/右眼帧。立体图像仅限单色显示。如有需要，可增强图像的表观深度以改善 z 轴视觉分辨率。</li>
	<li>尝试各种滤波和图像增强技术。例如，拉普拉斯滤波有助于提高微小结构相对于背景的对比度。该方法增强运行窗口中心像素的亮度，同时降低周围区域的亮度。注意某些滤波方法组合使用时效果不佳。</li>
	<li>如果样品随时间发生显著漂移，应进行漂移校正。即使添加药物以抑制动作电位和突触电位，活体肌肉中仍常出现此类移动。使用像素配准算法（例如 IMARIS、Adobe AfterEffects、ImageJ 的 TurboReg 插件）可对延时图像进行对齐，从而减少但通常无法完全消除此类运动。</li>
</ol>

<ol><li>Frigault, M. M., Lacoste, J., Swift, J. L., Brown, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live-cell+microscopy-tips+and+tools%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Cell+Sci%22%5BJournal%5D)">Live-cell microscopy-tips and tools.</a> J. Cell Sci. 122 (6), 753-767 (2009).</li>
<li>Tinevez, J. -Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+quantitative+method+for+measuring+phototoxicity+of+a+live+cell+imaging+microscope%5BTitle%5D)+AND+%22Meth.+Enzymol%22%5BJournal%5D)">A quantitative method for measuring phototoxicity of a live cell imaging microscope.</a> Meth. Enzymol. 506, 291-309 (2012).</li>
<li>Dunn, K. W., Kamocka, M. M., McDonald, J. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+practical+guide+to+evaluating+colocalization+in+biological+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Cell+Physiol%22%5BJournal%5D)">A practical guide to evaluating colocalization in biological microscopy.</a> Am. J. Physiol. Cell Physiol. 300, (2011).</li>
<li>Snapp, E. L., Hegde, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rational+design+and+evaluation+of+FRETexperiments+to+measure+proteinproximities+in+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Curr.+Protoc.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Rational design and evaluation of FRETexperiments to measure proteinproximities in cells.</a> Curr. Protoc. Cell Biol. 17, (2006).</li>
<li>Stewart, R. S., Teng, H., Wilkinson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Late%22+macroendosomes+and+acidic+endosomes+in+vertebrate+motor+nerve+terminals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Comp.+Neurol%22%5BJournal%5D)">Late" macroendosomes and acidic endosomes in vertebrate motor nerve terminals.</a> J. Comp. Neurol. 520, 4275-4293 (2012).</li>
<li>Teng, H., Lin, M. Y., Wilkinson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macroendocytosis+and+endosome+processing+in+snake+motor+boutons%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Macroendocytosis and endosome processing in snake motor boutons.</a> J. Physiol. 582, 243-262 (2007).</li>
<li>McNally, J. G., Karpova, T., Cooper, J., Conchello, J. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Three-dimensional+imaging+by+deconvolution+microscopy%5BTitle%5D)+AND+%22Methods%22%5BJournal%5D)">Three-dimensional imaging by deconvolution microscopy.</a> Methods. 19, 373-385 (1999).</li>
<li>Swedlow, J. R., Platani, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Live+cell+imaging+using+wide-field+microscopy+and+deconvolution%5BTitle%5D)+AND+%22Cell+Struct.+Funct%22%5BJournal%5D)">Live cell imaging using wide-field microscopy and deconvolution.</a> Cell Struct. Funct. 27, 335-341 (2002).</li>
<li>Cromey, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Digital+images+are+data%3A+and+should+be+treated+as+such%5BTitle%5D)+AND+%22Methods+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Digital images are data: and should be treated as such.</a> Methods Mol. Biol. Taatjes, D. J., Roth, J. 931, 1-27 (2013).</li>
<li>Teng, H., Wilkinson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Clathrin-mediated+endocytosis+near+active+zones+in+snake+motor+terminals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Clathrin-mediated endocytosis near active zones in snake motor terminals.</a> J. Neurosci. 20 (21), 7986-7993 (2000).</li>
<li>Teng, H., Cole, J. C., Roberts, R. L., Wilkinson, R. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endocytic+active+zones%3A+hot+spots+for+endocytosis+in+vertebrate+nerve+terminals%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Neurosci%22%5BJournal%5D)">Endocytic active zones: hot spots for endocytosis in vertebrate nerve terminals.</a> J. Neurosci. 19 (12), 4855-4866 (1999).</li>
<li>Tan, T. T. T., Khaw, C., Ng, M. M. L. Challenges and recent advances in live cell bioimaging. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aTan%2C+TTT+%22Microscopy%3A+Science%2C+Technology%2C+Applications+and+Education%22">Microscopy: Science, Technology, Applications and Education</a>. Mendez-Vilas, A., Diaz, J. , 1495-1505 (2010).</li>
<li>Verbrugghe, K. J. C., Chan, R. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Imaging+C.+elegans+embryos+using+an+epifluorescent+microscope+and+open+source+software%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Vis.+Exp%22%5BJournal%5D)">Imaging C. elegans embryos using an epifluorescent microscope and open source software.</a> J. Vis. Exp. (49), (2011).</li>
</ol>

作者声明不存在竞争性财务利益。

4D成像最关键的方面是控制光照的持续时间和强度。光漂白会降低图像的信噪比，其影响可能严重也可能不严重，具体取决于多种因素，包括荧光染料的选择。对活体组织的非特异性损伤（光毒性）与光漂白相关，有时可通过专为此目的设计的荧光探针2,12，或通过合适的明场光学手段（如微分干涉差成像，DIC）观察形态学变化来识别。
然而，可以诱导产生一种生理效应，该效应发生在远低于与光漂白和光毒性相关光照强度的水平下。例如，在早期实验中，使用多个在刺激后不同时间点固定的样品，测量了短暂刺激后随时间推移膜内陷结构（MEs）消失的速率6。按照最小化荧光衰减的标准操作，样品在观察前始终保持避光。当采用4D活体成像进行类似实验时，在整个实验过程（约20–60分钟）中保留了更多的膜内陷结构，且未发生消失现象。若使用相同的活体成像方案，但不实际进行图像采集，仅在实验开始和结束时各获取一次3D图像以限制光照暴露，即可使内体消失的整体速率恢复至与固定样品相当的预期水平。
进一步的故障排查表明，信号消失的速率在一定程度上与实...

活体组织的延时成像可直观呈现动态的结构-功能关系，而这种关系在单时间点成像的固定样本或活体样本中无法观察到。然而，获取时间信息通常需要以降低光学分辨率作为代价。高数值孔径的油浸物镜由于焦深范围狭窄，在活体组织成像中并不实用，因此只能选择水浸物镜或干镜作为替代方案。此外，共聚焦光学系统虽然能提供更高的分辨率，但由于其所需的光照强度相对较高，可能引发光毒性，因此在某些活体样本中无法使用1,2。最后，尽管目前已有一些可提供更高分辨率的实时或延时光学技术，但其应用范围仅限于目标结构可被置于物镜数百纳米范围内的样本1。本文所述方法利用相对低成本的设备，具有良好的通用性，且相较于常用的延时成像技术可提供更优的分辨率，适用于独立实验室以及成像平台。
该方法利用传统的落射荧光显微镜，结合高灵敏度的数码相机以及专门设计用于快速获取不同焦平面（z轴堆栈）图像序列的硬件装置。每个z轴堆栈均经过数字去卷积处理以提高分辨率。三维时间序列（四维）成像的一个特点是能够精确追踪运动中的细胞器或其他结构。在正确设置的情况下，所成像的结构不会失焦，且可在三个方向上观察并量化其运动。因此，被标记的结构不会仅仅因为漂移出狭窄的焦平面而在一个或多个时间序列图像中消失。该方法还可作为评估微小结构之间相互作用及可能融合的灵敏工具。对于接近衍射极限（数百纳米）的结构，即使合并图像显示其各自标记存在重叠，传统的落射荧光或共聚焦图像也无法确证融合的发生3。虽然图像重叠提示可能发生融合，但仍有可能是两个物体在水平或垂直方向上相隔一段小于衍射极限的距离。相比之下，三维或四维成像允许从三个正交方向分别观察物体。若在所有三个视角下均呈现融合形态，则可显著提高判断的可信度。此外，在某些活体样本中，若假定已融合的物体表现出方向性运动或布朗运动，并且两种标记在时间进程中同步移动，则可进一步提供融合的证据。当然，当结构接近衍射极限时，从背景中分辨结构本身或将结构确认为包含两种染料（即融合）的可信度并非绝对。若条件允许，采用荧光共振能量转移（FRET）4等专门技术更为合适。

<table><tbody><tr><td>&lt;强&gt;仪器设备&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SGC5</td><td>Biotium，加利福尼亚州海沃德</td><td>70057</td><td>终浓度：10 mM</td></tr><tr><td>FM1-43FX</td><td>Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德</td><td>F35335</td><td>终浓度：7 mM</td></tr><tr><td>LysoTracker Red</td><td>Invitrogen，美国加利福尼亚州卡尔斯巴德</td><td>L7528</td><td>终浓度：0.2 mM</td></tr><tr><td>pH 7.2 的爬行动物林格液</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td></td><td>145 mM</td></tr><tr><td>KCl</td><td></td><td></td><td>2.5 mM</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>3.6 mM</td></tr><tr><td>MgSO₄&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>1.8 mM</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; （二碱基）</td><td></td><td></td><td>1.0 mM</td></tr><tr><td>HEPES</td><td></td><td></td><td>5.0 mM</td></tr><tr><td>高钾氯化钾爬行动物林格液，pH 7.2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td></td><td>86 mM</td></tr><tr><td>KCl</td><td></td><td></td><td>60 mM</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>3.6 mM</td></tr><tr><td>MgSO₄&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>1.8 mM</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; （二碱基）</td><td></td><td></td><td>1.0 mM</td></tr><tr><td>HEPES</td><td></td><td></td><td>5.0 mM</td></tr><tr><td>高蔗糖林格液 pH 7.2</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>NaCl</td><td></td><td></td><td>145 mM</td></tr><tr><td>KCl</td><td></td><td></td><td>2.5 mM</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>3.6 mM</td></tr><tr><td>MgSO₄&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td></td><td></td><td>1.8 mM</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt; （二碱基）</td><td></td><td></td><td>1.0 mM</td></tr><tr><td>HEPES</td><td></td><td></td><td>5.0 mM</td></tr><tr><td>蔗糖</td><td></td><td></td><td>0.5 M（17.1 g/50 ml）</td></tr><tr><td>Axioplan 200 倒置显微镜</td><td>卡尔·蔡司，美国纽约州桑伍德</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.zeiss.com/">www.zeiss.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>N-Achroplan 63倍水镜；数值孔径=0.9；工作距离=2.4 mm&amp;nbsp;</td><td>卡尔·蔡司，美国纽约州桑伍德</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.zeiss.com/">www.zeiss.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>DG4组合光源/激发滤光轮切换器</td><td>Sutter Instruments，诺瓦托，加利福尼亚州</td><td>175W 氙弧灯</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sutter.com/">www.sutter.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Lambda 10-2&amp;nbsp; 发射滤光轮切换器</td><td>Sutter Instruments，诺瓦托，加利福尼亚州</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.sutter.com/">www.sutter.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Sensicam CCD 相机</td><td>库克仪器公司，纽约州托纳万达</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.cookecorp.com/">www.cookecorp.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Cascade 512 CCD相机</td><td>Photometrics，图森，亚利桑那州</td><td></td><td>&lt;a href=&quot;http://www.photometrics.com/">www.photometrics.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>成像培养皿——自制——直径11厘米；内置直径25毫米、1号盖玻片；带磁性针脚</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>&lt;强&gt;软件&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>Slidebook 5.0</td><td>Intelligent Imaging Innovations，丹佛，科罗拉多州</td><td>去卷积；漂移校正；三维与四维数据呈现</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.intelligent-imaging.com/">www.intelligent-imaging.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>IMARIS 7.5.2</td><td>Bitplane，南温莎，康涅狄格州</td><td>漂移校正；三维与四维数据展示</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.bitplane.com/">www.bitplane.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>AfterEffects CS6</td><td>Adobe，美国加利福尼亚州圣何塞</td><td>漂移校正</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.adobe.com/">www.adobe.com&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>ImageJ 1.46</td><td>美国国立卫生研究院，贝塞斯达，马里兰州</td><td>多种插件可用；立体对构建</td><td>&lt;a href=&quot;http://rsbweb.nih.gov/ij">http://rsbweb.nih.gov/ij&lt;/a&gt;</td></tr><tr><td>Zeiss LSM</td><td>卡尔·蔡司，纽约州桑伍德</td><td>立体图像对构建</td><td>&lt;a href=&quot;http://www.zeiss.com/">www.zeiss.com&lt;/a&gt;</td></tr></tbody></table>

活体神经末梢中内体动态的四维荧光成像可视化

Visualization of Endosome Dynamics in Living Nerve Terminals with Four-dimensional Fluorescence Imaging

四维（4D）光成像技术已被用于研究游蛇腹横肌运动神经末梢内微小结构的行为。原始数据由3D z轴序列的时间推移图像组成。每个z轴序列包含4至20幅图像，使用落射荧光光学系统在焦平面间距为400至1,500 nm的条件下采集。图像堆栈的采集步骤（如焦距调节、激发波长切换和数码相机操作）尽可能实现自动化，以最大化成像速率并减少光照对组织的损伤。采集完成后，图像堆栈集合经过反卷积处理以提高空间分辨率，随后转换为所需的3D格式，并用于生成适合多种基于计算机分析的4D“动态图像”，具体分析方式取决于实验所需的数据。其中一项应用是研究神经末梢中两类内体的动态行为——大内体（MEs）和酸性内体（AEs），这两类内体的尺寸（两种类型均为200–800 nm）处于或接近衍射极限。在每个时间点获取3D信息相较于传统时间推移成像具有多项优势。特别是，结构的尺寸和运动速度可随时间被定量分析，而无需失去清晰的焦点。4D成像数据示例显示，MEs会靠近质膜并消失，提示其可能通过胞吐作用释放，而非仅仅垂直移出单一焦平面。此外，通过在三个正交投影中观察到两种含染料结构之间的重叠，可推断MEs与AEs之间存在潜在的融合现象。

所示数据来自蛇类神经肌肉接头（见低倍和高倍放大图像） 图3；内吞染料（FM1-43）摄取产生弥散状荧光，充满每个突触小结，尤其是这些终末内的大内吞体（MEs）和酸性内吞体（AEs）5神经活动期间，通过大规模内吞作用形成内吞小泡（MEs）10 且其数量在活动停止后随时间呈指数级下降6使用4D活体成像技术旨在确定MEs是否向质膜移动并迅速消失，提示其数量减少可能是由于部分MEs发生了胞吐作用。所有此类MEs在一个时间点存在（以及此前的时间点），而在下一个时间点（及之后）则完全消失。因此，其消失所需时间短于我们的时间帧间隔（最短为30秒），这与胞吐作用的特征一致。另一种未被4D成像数据支持的假说是，MEs通过囊泡出芽的方式缓慢解体直至消失。囊泡出芽确实会发生6但至少部分ME在出芽期间或出芽后通过胞吐作用释放5. 图1 和 视频 S1 说明在两个延时成像帧之间一个ME的消失过程。那些注定消失的ME在两帧或更多帧中未表现出形状或亮度的变化...

四维（4D）成像技术被用于研究活体脊椎动物神经末梢中两种内体之间的行为及其相互作用。这些微小结构的运动在三维空间中得以表征，从而能够确认内体融合和胞吐等事件的发生。

四维（4D）光成像已被用于研究腹横肌等薄肌组织中运动神经末梢内小结构的行为。

本实验的总体目标是随时间推移，即在四个维度中，准确地对内体在三维空间内的动态进行成像。该目标首先通过解剖蛇类肌肉并将组织置于成像培养皿中来实现。第二步是使用活体染料对组织进行染色，以诱导内体的形成。接下来，对一个或多个神经肌肉接头进行四维成像。最后一步是仔细分析数据，以表征大胞饮体的行为。最终，可通过四维荧光成像展示突触前区域中胞内体随时间的存在状态及其运动情况。该技术的主要优势在于蛇的腹肌仅由单层肌纤维构成，因此可利用标准的落射荧光显微镜获得高质量的图像。本方案将采用游蛇的组织样本。爬行类组织应保存在低温条件下，以延长其生理活性并减少细菌污染。进行溶酶体活体染料染色时，需将染料以1比5,000的比例溶解于冰冷的爬行类林格溶液中。为了达到 0.2 微摩尔的终浓度，将染料加入组织中，并在 4 摄氏度孵育 15 分钟。15 分钟后，用冷林格液将组织洗涤数次，适用于所有 FM 1-43 染色。染色前，将样品预先装载到带有磁性固定针的成像培养皿中。本视频仅演示使用氯化钾刺激的FM 1-43染色方法。将染料按1:500比例稀释于高浓度氯化钾林格液中，得到终浓度为7 µM，加入组织中，随后在4 °C条件下孵育，时间不超过30至60秒。随后，用冷林格液快速洗涤三次，每次约一分钟。所有组织在用冷林格液染色并清洗后，应尽快进行成像。若使用倒置显微镜，请使用底部带有圆形薄层盖玻片的成像腔室。通常情况下，成像腔室应具有直径为25毫米的薄层不锈钢底部。将一号厚度的玻璃盖玻片置于中央，以完成成像前的制备。使用磁性固定针调整方向，使肌肉尽可能位于成像培养皿的中心位置，并尽可能平展。用少量任氏液覆盖标本。安装培养皿，尽可能将其置于载物台中心位置。选择合适的物镜以获得尽可能高的三维分辨率。本演示中的所有实验均使用63倍水镜。开始此操作时，在 SlideBook 5.0 中打开成像窗口。此处的选项卡中包含多个菜单。使用第二个选项卡 Z，选择 63 倍水镜，并设置 Z 轴步进间隔。在此示例中，活体成像采用 1.5 微米的 Z 轴步进。选择延时成像的帧率。最佳帧率应恰好足以清晰分辨随时间发生的变化，例如运动相互作用或融合事件。例如，总共五分钟的时间范围内，以32秒的间隔采集10个时间点。接下来，在手动将终端实时聚焦显示至目标焦点的顶部后，再略微向上移动一点，然后选择“设置顶部”。缓慢调节焦距，使样本逐渐失焦。此时，显示的焦平面数量和总移动距离值将反映在采集窗口中所选择的景深范围。选择已使用的顶部和底部位置单选按钮，以传递刚刚设置的参数。进行图像采集时，启动图像获取。完成特定样本的所有活体成像。保留所有原始数据文件，因为数字存储通常不是问题。即使使用快速的个人计算机或工作站，数据处理所需时间也相当可观。因此，裁剪图像以获取感兴趣区域时，应确保在整个时间范围内，整个感兴趣区域都位于裁剪窗口内。课程

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神经科学

内吞体动力学在生活神经末梢与四维荧光成像可视化

本实验方案介绍了对黑腹果蝇（Drosophila）幼虫进行活体解剖的操作，旨在对沿微管轨道运动的GFP标记轴突囊泡进行成像观察。...

在体 突触小泡的可视化 果蝇 幼虫节段性轴突

本视频展示了如何用特定的荧光蛋白标记神经元囊泡，以观察其运动。首先，将编码荧光蛋白的质粒与转染试剂孵育，然后导入神经元培养物中。随后，采集并分析神经元的图像，以追踪囊泡的运动。...

使用荧光成像技术观察神经元中囊泡的运动性

来源： Boyer, N. P. et. al., 小鼠离体胫神经中神经丝运输的成像与分析。J. Vis. Exp. (2020)...

髓鞘化小鼠轴突中神经丝运输的荧光光激活成像

来源：Zhilyakov, N. V. 等，使用共聚焦显微镜以高时间分辨率记录小鼠神经肌肉接头中的钙瞬变。J. Vis. Exp.

利用共聚焦显微镜成像小鼠神经末梢中的快速钙瞬变

本文介绍了在报告基因转基因小鼠中进行动态纵向成像和选择性激光损伤神经末梢的实验方案。...

体内单光子皮肤神经末梢双光子显微成像

本文介绍了一种利用突触小泡蛋白2-pHluorin构建体和全内反射荧光显微镜技术研究神经母细胞瘤细胞中神经递质囊泡动态的方法。同时报道了图像处理与数据分析的策略。...

使用TIRFM和pH敏感型GFP探针评估SH-SY5Y神经母细胞瘤细胞中神经递质囊泡动态：细胞成像与数据分析

研究膜运输对于理解神经元功能至关重要。本文介绍一种用于量化神经元中囊泡运动性的方法。该方法简便易行，可适用于神经系统中膜运输的量化分析。...

使用荧光探针定量培养神经元中内体和溶酶体的运动性

本方案描述了一种基于荧光共振能量转移和荧光寿命成像显微技术，用于定量可视化SNARE蛋白复合物形成的新方法。...

利用荧光寿命成像显微镜观察细胞内SNARE的运输

本方案描述了利用多色4D（延时3D）共聚焦显微镜对出芽酵母中荧光标记的细胞内区室进行分析的方法。成像参数的选择旨在获取足够信号的同时尽量减少光损伤。通过定制的ImageJ插件，可对标记结构进行追踪和定量分析。...

酵母的4D显微成像

当前方法描述了一种用于高分辨率、亚区室钙成像的非比率测量法 体内 在 秀丽隐杆线虫 使用 readily available 遗传编码钙离子指示剂.

神经元钙处理的亚细胞成像 在体

本文描述了优化荧光显微镜成像参数的方法，以在活体线虫中以单神经元分辨率观察内源性标记货物的轴突运输过程。...

在活体Caenorhabditis elegans中通过荧光显微镜优化内源性货物轴突运输的可视化

了解四维荧光成像技术用于研究活体神经末梢内吞体动力学的方法。本研究利用蛇类神经肌肉接头模型，通过活细胞染色和三维时间序列成像，揭示突触前膜内吞体的运动、融合及胞吐过程，为神经科学和细胞生物学研究提供重要技术手段。

活体神经末梢中内体动态的四维荧光成像可视化

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