Name: 全身及肝脏血流动力学参数的监测小鼠 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-10-04T14:00:00.000+00:00
Duration: 16 min 9 s
Description: 学习小鼠全身及肝脏血流动力学监测技术，掌握系统血压、中心静脉压、门静脉压及血流量的精准测量方法。该实验方案适用于肝胆外科及药理学研究中的急性或慢性实验。

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本研究由德国联邦教育与研究部（BMBF）资助的“虚拟肝脏网络”项目支持。感谢耶拿大学医院媒体中心的 Frank Schubert 和 Rene Gumpert 在视频制作和动画创作方面提供的帮助，以及 Isabel Jank 在音频录制方面的协助。

饲养及所有操作均符合德国动物福利法规。
1. 传感器校准&#160;（请遵循制造商提供的传感器校准说明）
1.1）Millar 导管校准。在平衡（调零）和校准前，将导管尖端预先浸泡于无菌水或生理盐水中 30 分钟。
<ol>
	<li>将Millar传感器连接至桥式放大器的millar1通道，并将Millar传感器的探头插入水柱中。</li>
	<li>将水柱值设为0 cmH2O。在数据分析软件窗口中选择桥式放大器并将其调零，可设定基线值为0 cmH2O。</li>
	<li>将水柱值设为20 cmH2O。运行数据分析软件窗口中的进程，然后停止。在桥式放大器窗口中选择“单位”，相应地设置0和20 cmH2O两个基线值，并将“单位”调整为cmH2O。</li>
	<li>以相同方式校准用于测量CAP的millar2通道（设定两个基线值分别为90和110 cmH2O）。</li>
</ol>
1.2）血流探头校准
<ol>
	<li>将探头放入去离子水中，连接探头与超声血流探头系统。</li>
	<li>在数据分析软件窗口中，选择输入放大以归零血流探头，并调整单位。</li>
	<li>按下“测试通道”按钮以采集信号：若信号显示3-4格条，则表明信号良好。若获得良好信号，可继续后续操作。</li>
	<li>按下“归零通道”按钮并调整通道量程，以确认数值是否已完成校准。</li>
	<li>按下“测量通道”按钮，为后续测量做好准备。</li>
</ol>
2. 手术前小鼠的准备
<ol>
	<li>将小鼠放入诱导室，使用 2% 异氟烷和 0.3 ml/min 氧气进行麻醉。当小鼠的脚趾夹捏回缩&#160;反射消失时，即可开始手术操作。</li>
	<li>剃除手术区域的毛发，手术区域包括左侧颈部和腹部。</li>
	<li>将小鼠置于手术台上，用胶带固定。在眼睛上涂抹兽用眼膏，以防止手术期间角膜干燥。</li>
	<li>在颈部下方放置纱布垫，以充分暴露颈部手术视野。</li>
	<li>对手术区域进行消毒，并用无菌纱布覆盖小鼠身体，仅暴露手术区域。</li>
</ol>
3. 生命体征测量
<ol>
	<li>将心电图针电极插入小鼠的脚掌皮下。</li>
	<li>将呼吸传感器置于小鼠背部下方。</li>
	<li>将体温探头插入小鼠直肠内。</li>
	<li>使用数据分析软件记录小鼠的体温、心电图和呼吸频率。</li>
</ol>
4. 用于全身心血管监测的颈部手术
4.1）血管解剖
<ol>
	<li>确定颈部中线、锁骨中点及下颌角的位置。</li>
	<li>从下颌角至锁骨中点做一长度为 2 cm 的纵行切口，切口位于颈部中线左侧 0.5 cm 处。</li>
	<li>解剖下颌下腺，将其翻转并用生理盐水浸湿的纱布覆盖。</li>
	<li>识别颈静脉，进行解剖，并在静脉下方放置三根 6-0 丝线，用于后续结扎与固定。</li>
	<li>识别胸锁乳突肌，将其与肩胛舌骨肌上腹及二腹肌后腹分离，并用拉钩牵开，以便充分暴露颈总动脉。</li>
	<li>解剖颈总动脉，并在动脉下方放置三根 6-0 丝线，用于后续结扎与固定。</li>
</ol>
4.2）颈动脉血流测量
<ol>
	<li>将超声探头放置于颈动脉周围，保持稳定，并使用超声耦合凝胶或生理盐水优化接触。</li>
	<li>使用数据分析软件记录超声设备小屏幕上显示的颈动脉血流速度。</li>
	<li>测量完成后移除探头。</li>
</ol>
4.3）颈动脉压测量（CAP）
<ol>
	<li>结扎颈动脉远端，并夹闭其近端。</li>
	<li>在颈动脉周围放置两根固定缝线。使用10-0 Prolene缝线作为固定缝线。</li>
	<li>在血管前壁做一个小切口。</li>
	<li>插入Millar导管，并用预先放置的缝线固定。</li>
	<li>在数据分析软件中记录CAP。</li>
</ol>
4.4）颈静脉血流测量
<ol>
	<li>提起颈静脉，放置Transonic血流探头以测量血流速率。</li>
	<li>在数据分析软件中记录血流速率。</li>
</ol>
4.5）中心静脉压测量（CVP）
<ol>
	<li>夹闭颈静脉近端，并结扎远端。</li>
	<li>使用显微剪刀在血管前壁剪开一个小切口。</li>
	<li>插入充满液体的导管，并用预先放置的缝线固定。</li>
	<li>在数据分析软件中记录中心静脉压（CVP）。</li>
</ol>
5. 获取肝血流动力学参数的腹部手术
5.1）血管识别
<ol>
	<li>在腹部做一横向切口。</li>
	<li>将肠管移向左侧，并用湿纱布覆盖。</li>
	<li>辨认下腔静脉、门静脉、肝总动脉和肝固有动脉。</li>
	<li>在整个监测过程中，每隔 5 分钟向腹腔及肠管表面滴加一些温盐水。</li>
</ol>
5.2）门静脉血流量的测量
<ol>
	<li>解剖门静脉。</li>
	<li>在门静脉下方放置6-0丝线，以便放置血流探头时抬起血管。</li>
	<li>将Transonic血流探头环绕门静脉，并测量其血流速率。</li>
	<li>记录门静脉的血流速率。</li>
</ol>
5.3）测量肝总动脉血流
<ol>
	<li>小心解剖肝总动脉。</li>
	<li>在血管周围放置一根6-0丝线缝合线，以便抬起血管。</li>
	<li>将血流探头置于动脉周围。</li>
	<li>测量其血流量并采集数据。</li>
</ol>
5.4）门静脉压力（PVP）的测量
<ol>
	<li>选择一条侧支较少、直接汇入门静脉的肠系膜静脉分支。</li>
	<li>结扎所选肠系膜静脉的远端，确保结扎位置靠近肠管，并结扎其细小分支。</li>
	<li>使用6-0 Prolene线在静脉周围放置两针固定缝线。该操作的关键是结扎静脉时避免触碰肠系膜动脉。</li>
	<li>夹闭门静脉的近端。</li>
	<li>使用10-0 Prolene线放置两针牵拉缝线。由于牵拉缝线需穿透细小肠系膜静脉的血管壁，因此会出现少量出血。</li>
	<li>用显微剪刀以45度斜角在静脉上做一小切口。</li>
	<li>将Millar导管经肠系膜静脉插入门静脉并固定。</li>
	<li>记录门静脉压力。操作结束后，在麻醉状态下通过放血法处死小鼠。</li>
</ol>

<ol><li>Albuszies, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effect+of+increased+cardiac+output+on+hepatic+and+intestinal+microcirculatory+blood+flow%2C+oxygenation%2C+and+metabolism+in+hyperdynamic+murine+septic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Effect of increased cardiac output on hepatic and intestinal microcirculatory blood flow, oxygenation, and metabolism in hyperdynamic murine septic shock.</a> Crit Care Med. 33 (10), 2332-2338 (2005).</li>
<li>Bernhard, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Phosphatidylcholine+molecular+species+in+lung+surfactant%3A+composition+in+relation+to+respiratory+rate+and+lung+development%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Respir.+Cell+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Phosphatidylcholine molecular species in lung surfactant: composition in relation to respiratory rate and lung development.</a> Am. J. Respir. Cell Mol. Biol. 25 (6), 725-731 (2001).</li>
<li>Cheever, A. W., Warren, K. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Portal+vein+ligation+in+mice%3A+portal+hypertension%2C+collateral+circulation%2C+and+blood+flow%5BTitle%5D)+AND+%22%22%5BJournal%5D)">Portal vein ligation in mice: portal hypertension, collateral circulation, and blood flow.</a> 18, 405-407 (1963).</li>
<li>Costa, G., Aguiar, B. G., Coelho, P. M., Cunha-Melo, J. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((On+the+increase+of+portal+pressure+during+the+acute+and+chronic+phases+of+murine+schistosomiasis+mansoni+and+its+reversibility+after+treatment+with+oxamniquine%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Trop%22%5BJournal%5D)">On the increase of portal pressure during the acute and chronic phases of murine schistosomiasis mansoni and its reversibility after treatment with oxamniquine.</a> Acta Trop. 89 (1), 13-16 (2003).</li>
<li>Cui, S., Shibamoto, T., Zhang, W., Takano, H., Kurata, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Venous+resistance+increases+during+rat+anaphylactic+shock%5BTitle%5D)+AND+%22Shock%22%5BJournal%5D)">Venous resistance increases during rat anaphylactic shock.</a> Shock. 29 (6), 733-739 (2008).</li>
<li>Geerts, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+three+research+models+of+portal+hypertension+in+mice%3A+macroscopic%2C+histological+and+portal+pressure+evaluation%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Exp.+Pathol%22%5BJournal%5D)">Comparison of three research models of portal hypertension in mice: macroscopic, histological and portal pressure evaluation.</a> Int. J. Exp. Pathol. 89 (4), 251-263 (2008).</li>
<li>Huang, H., Deng, M., Jin, H., Dirsch, O., Dahmen, U. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraoperative+vital+and+haemodynamic+monitoring+using+an+integrated+multiple-channel+monitor+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Intraoperative vital and haemodynamic monitoring using an integrated multiple-channel monitor in rats.</a> Lab Anim. 44 (3), 254-263 (2010).</li>
<li>Krege, J. H., Hodgin, J. B., Hagaman, J. R., Smithies, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+noninvasive+computerized+tail-cuff+system+for+measuring+blood+pressure+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">A noninvasive computerized tail-cuff system for measuring blood pressure in mice.</a> Hypertension. 25 (5), 1111-1115 (1995).</li>
<li>Kuga, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rapid+and+local+autoregulation+of+cerebrovascular+blood+flow%3A+a+deep-brain+imaging+study+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Physiol.%22%5BJournal%5D)">Rapid and local autoregulation of cerebrovascular blood flow: a deep-brain imaging study in the mouse.</a> J. Physiol.. 587 (Pt 4), 745-752 (2009).</li>
<li>Muraki, T., Strain Kato, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((difference+in+the+effects+of+morphine+on+the+rectal+temperature+and+respiratory+rate+in+male+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Psychopharmacology+%28Berl%29%22%5BJournal%5D)">difference in the effects of morphine on the rectal temperature and respiratory rate in male mice.</a> Psychopharmacology (Berl). 89 (1), 60-64 (1986).</li>
<li>Nielsen, J. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Left+ventricular+volume+measurement+in+mice+by+conductance+catheter%3A+evaluation+and+optimization+of+calibration%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Left ventricular volume measurement in mice by conductance catheter: evaluation and optimization of calibration.</a> Am. J. Physiol Heart Circ. Physiol. 293 (1), H534-H540 (2007).</li>
<li>Sakamoto, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improvement+of+portal+hypertension+and+hepatic+blood+flow+in+cirrhotic+rats+by+oestrogen%5BTitle%5D)+AND+%22Eur.+J.+Clin.+Invest%22%5BJournal%5D)">Improvement of portal hypertension and hepatic blood flow in cirrhotic rats by oestrogen.</a> Eur. J. Clin. Invest. 35 (3), 220-225 (2005).</li>
<li>Reverter, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Impact+of+deep+sedation+on+the+accuracy+of+hepatic+and+portal+venous+pressure+measurements+in+patients+with+cirrhosis%5BTitle%5D)+AND+%22Liver+Int%22%5BJournal%5D)">Impact of deep sedation on the accuracy of hepatic and portal venous pressure measurements in patients with cirrhosis.</a> Liver Int. 34 (1), 16-25 (2014).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

监测肝脏血流动力学是肝病学和肝胆外科研究中的重要工具。获取肝脏血流动力学数据有助于表征肝胆手术对循环系统的影响。此外，在研究影响门脉压力和门脉血流量的药物效应时也需要获取肝脏血流动力学数据，例如，在评估血管活性药物的研究中即需如此。
尽管小鼠体型较小，但仍可对其生命体征、全身及肝脏血流动力学进行监测。该实验方案中的关键步骤如下：首先，整个操作过程中必须将动物置于加热垫上，以防止低体温，因为低体温可能导致循环功能障碍。其次，在解剖小鼠血管时需格外小心，因为小鼠的血管壁非常脆弱且纤薄。最佳做法是通过夹取血管表面的脂肪组织来固定血管壁，而不是直接夹取血管壁本身。第三，在肠系膜静脉周围放置固定缝线时，必须避免意外结扎肠系膜动脉，以免影响动脉供血。
然而，这种侵入性监测技术存在一些局限性。第一，其本身具有侵入性。该监测方法属于侵入性技术，需要进行外科手术干预，因此监测过程本身可能对动物造成副作用。基于此，我们仅在正常动物和急性实验中使用该方法获取血流动力学参数，而未将其用于存活实验。下...

本视频的总体目标是展示一种用于实时监测小鼠全身及肝脏血流动力学参数的方法。开发该方法的依据在于其对小鼠实验干预具有重要价值&#160;需要&#160;获取全身及肝脏血流动力学参数。该方法可应用于未经处理的动物，也可在特定肝胆外科实验性手术干预期间或之后使用，例如部分肝切除术、门静脉结扎术和肝移植术。
在啮齿类动物中获取肝脏血流动力学数据需要采用本文所述的侵入性操作。肝脏灌注无法通过非侵入性方法获得。然而，系统性血压的测量存在替代方法。诸如尾套法8等监测技术已被用于大鼠和小鼠的血压测量。尾套法可用于清醒动物。在测量血压时，动物需要被固定于特定的不适体位。根据尾套仪使用手册，制造商指出小鼠可能会因紧张和应激而导致尾部血液循环减少。在此情况下，于尾部测得的外周血压可能显著低于中心血压。
完整的监测过程采用集成的多通道监测仪，并通过一系列传感器进行数据采集。在显微镜下经精细显微外科分离和暴露相应血管后，通过将导管插入血管内获取血压。通过将超声血流探头放置于每条血管周围来测量血流速率。
我们此前已报道过一种用于大鼠的类似术中监测方法，该方法可获得一系列全面的生理血流动力学数据，这些数据与其他研究团队报道的单个数据具有可比性7。因此，我们认为该方法为将其改进应用于小鼠提供了良好的基础，而小鼠的体型仅为大鼠的十分之一。与大鼠操作方法的关键区别在于，采用Millar导管获取血压数据，而非基于液体的导管系统。血流数据也使用Transonic血流探头获取，但所用探头比用于相应大鼠血管的探头小得多。
由于动物体型较小，对小鼠进行仪器操作在技术上具有挑战性，但可行。一旦完成仪器操作，数据采集和初步生命数据的分析就变得简单，因为可以使用预定义的设置文件。该设置文件只需在一系列实验开始时定义一次，之后可保存并用于所有后续实验。
迄今为止，我们已应用该方法在急性实验中评估肝脏血流动力学效应。我们在70%部分肝切除术（PH）前后以及夹闭/松解实验中立即测量了肝动脉压（CAP）和门静脉压（PVP）。我们首先夹闭代表肝脏质量20%的右叶肝十二指肠韧带，随后短暂夹闭（5分钟）中叶和左外侧叶，总计阻断90%的肝脏血流。松解过程首先从释放右叶的夹子开始，随后松开中叶和左外侧叶。最长夹闭时间少于10分钟。

<table><tbody><tr><td>PowerLab 16/30&amp;nbsp;</td><td>ADInstruments</td><td>PL3516</td><td></td></tr><tr><td>四通道桥式放大器</td><td>ADInstruments</td><td>FE224</td><td>桥式放大器&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>动物生物放大器</td><td>ADInstruments</td><td>FE136</td><td></td></tr><tr><td>FE136用针状电极（3个装）</td><td>ADInstruments</td><td>MLA1213</td><td></td></tr><tr><td>血管周围血流计模块</td><td>Transonic</td><td>TS420</td><td></td></tr><tr><td>流量探头 MA0.5PSB/MA1PSB</td><td>Transonic</td><td>MA0.5PSB/MA1PSB</td><td></td></tr><tr><td>SPR-1000 小鼠压力导管</td><td>Millar instruments</td><td>841-0001</td><td></td></tr><tr><td>液体填充导管&amp;nbsp;</td><td>Terumo</td><td>SR+DU2619PX</td><td>26G, 0.64&amp;times;19mm</td></tr><tr><td>显微剪刀</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 14058-09</td><td></td></tr><tr><td>显微止血钳</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No.18055-05</td><td></td></tr><tr><td>显微夹持器施加器</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 18057-14</td><td></td></tr><tr><td>直头显微镊</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 00632-11</td><td></td></tr><tr><td>弯头显微镊</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 00649-11</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>F&amp;middot;S&amp;middot;L</td><td>No. 12061-01</td><td></td></tr><tr><td>6-0 丝线</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>6-0 普理灵缝线</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>7-0 普理灵缝线</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>10-0 普理灵缝线</td><td>ethicon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>尾部切除装置&amp;nbsp;</td><td>Kent Scientific</td><td></td><td>www.kentscientific.com</td></tr><tr><td>LabChart7</td><td>ADInstruments</td><td></td><td>数据&amp;nbsp;分析软件&amp;nbsp;</td></tr></tbody></table>

小鼠全身及肝脏血流动力学参数的监测

Monitoring of Systemic and Hepatic Hemodynamic Parameters in Mice

在实验研究中，小鼠模型对于研究肝脏生理学及病理生理学紊乱具有极其重要的意义。然而，由于小鼠体型微小，适用于小鼠的术中监测技术细节很少被详细描述。此前我们已报道了一种用于获取大鼠血流动力学参数的监测方法。现在，我们将该方法改进并应用于小鼠，以获取这一比大鼠小十倍的物种的全身及肝脏血流动力学参数。本视频展示了动物的仪器连接过程以及评估小鼠全身和肝脏血流动力学所需的数据采集流程。在整个操作过程中，持续记录了体温、呼吸&#160;频率&#160;和心&#160;率等生命体征参数。全身血流动力学参数包括颈动脉压（CAP）和中心静脉压（CVP）。肝脏灌注参数则包括门静脉压（PVP）、门静脉血流速率以及肝总动脉的血流速率（表1）。记录正常值所需的仪器连接和数据采集在1.5小时内完成。在此操作过程中，全身及肝脏血流动力学参数均保持在正常范围内。
该操作具有挑战性，但切实可行。我们已将此方法应用于评估正常小鼠、70%部分肝切除术期间以及肝叶阻断实验中的肝脏血流动力学。切除术后（n=20）的平均门静脉压为11.41±2.94 cmH2O，显著高于切除前（6.87±2.39 cmH2O）（P&#60;0.05）。肝叶阻断实验的结果表明，该监测方法灵敏且适用于检测门静脉压力和门静脉血流速率的微小变化。综上所述，该操作在经验丰富的显微外科医生操作下是可靠的，但应仅限于必须使用小鼠的实验研究。

小鼠的呼吸频率和心率等生命参数明显高于大鼠。平均体循环血压和颈静脉压与大鼠数值相似，甚至与人类数据相近。
肝脏血流动力学数据明显不同。我们从8只小鼠中获得了正常值。正常小鼠门静脉血流量在1.6至2.3 ml/min之间。肝总动脉血流量范围为0.10至0.35 ml/min。正常动物门静脉压范围较宽，为4.4至11.2 cmH2O，平均值为8.09 ± 2.47 cmH2O（表1）。这种较宽的范围可能导致在比较少量正常动物组的平均值时出现微小但无统计学意义的差异。
由于我们观察到个体间差异较大，尤其是在门静脉压力方面，因此我们检测了该技术是否能够发现较小的个体内差异。我们在两种不同的实验条件下评估了这一操作流程：部分肝切除和肝叶夹闭/松开。同一动物在70%部分肝切除前与切除后即刻的门静脉压力（n=20）相比（图1），升高了2倍，从6.87±2.39升至11.41±2.94 cmH2O（P =&lt;0.001）。这些结果与其他物种...

本视频展示了如何在小鼠中获取全身和肝脏血流动力学参数。整个监测过程包括获取小鼠的生命体征参数、全身血压、中心静脉压、肝总动脉血流速率、门静脉压力以及门静脉血流速率。

在实验研究中，小鼠模型对于肝脏生理学及病理生理学紊乱的研究具有极其重要的意义。

本视频展示了监测小鼠全身及肝脏血流动力学的操作流程。监测内容包括获取生命体征参数、全身血压、中心静脉压、门静脉压力以及小鼠的门静脉血流速度。完整监测过程所需的设备包括一台安装有 LabChart 7 软件的计算机、体视显微镜、麻醉机和 DI 系统。系统组件 A。组件包括传输时间、血管周围流量计、功率实验室和四桥装置。为了数据采集，我们还需要温度和心电图信号调节器，用于记录定向温度和心率。以下是所需的仪器。所需的缝合材料包括6-0丝线、6-0普理灵、7-0普理灵和10-0普理灵。这是温度传感器、心电图传感器和呼吸传感器。这是用于测量门静脉血流速度的血流探头 MA one PSB。这是用于测量腹主动脉、颈动脉和颈静脉血流速度的血流探头 MA 0.5 PSB。这是 Milli C Theater，一种高灵敏度的压力换能器，用于测量血压。Milli C 仪校准。将一个 Miller 传感器连接至 Miller 双通道，该通道设置用于采集门静脉压力。将 Miller 传感器的尖端插入水柱毫米刻度中。首先，在实验图表七窗口中将水柱的数值设置为零厘米水。选择桥路放大并调零，运行程序，然后停止。通过这种方式，我们可以将基线值校准至零厘米水。然后将水柱值设置为20厘米水柱。运行程序，随后在此停止。20厘米水柱的基线已显示。在窗口中选择单位。将零和20厘米水柱的基线设置为对应的电压值。调整单位以进行厘米水柱血流探头校准。将探头放入去离子水中。将探头连接至透音流量探头系统和 LabChart 窗口。选择输入放大以调零流量探头。调整单位。按下按钮测试通道以采集信号。如果信号显示三到四个条，则表示信号良好。如果获得了良好的信号，我们可以继续下一步。按下按钮查看道路通道和标度通道，以确认数值是否已完成校准。按下按钮以测量通道，用于后续测量，并使用含2%ISO氟化物和0.3毫升/分钟氧气的鼠标进行操作。将小鼠固定在带有加热垫的手术台上。在颈部下方放置纱布垫，以充分暴露手术区域。将心电图针插入足垫皮下。将呼吸传感器置于小鼠背部下方。将温度探头插入小鼠直肠。在实验室内记录小鼠的体温、心电图和呼吸频率。进行七步颈部操作以实现全身心血管监测。对小鼠颈部进行消毒。确定颈部中线、锁骨中点以及下颌角。从下颌角沿中线左侧约0.5厘米处，向锁骨中点做一条长约2厘米的纵行切口。该动画将演示颈部的解剖结构。切开后可立即辨认出下颌下腺。翻转下颌下腺后，可辨认出颈外静脉及其分支。在颈外静脉下方，可见肌层结构，包括胸锁乳突肌、肩胛舌骨肌上腹和胸骨舌骨肌。将这些肌肉牵开后，可辨认出颈动脉，需特别注意观察颈动脉和颈外静脉。进行ceds插入需要这两个血管。这里我们将演示手术过程。首先，解剖下腺体，将其翻转，并用浸有生理盐水的纱布覆盖。我们可以辨认出外部的耳后静脉。立即解剖耳后静脉，并放置3根6-0丝线缝合线，其中一根用于

monitoring-of-systemic-and-hepatic-hemodynamic-parameters-in-mice

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科研

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Medicine

医学

全身及肝脏血流动力学参数的监测小鼠

经胸超声心动图提供了一种无创评估小鼠心脏功能的方法。结合超声成像和多普勒成像技术，可获取心脏的结构尺寸和心内血流信息，从而综合评价心脏的收缩和舒张功能。...

小鼠经胸超声心动图检查

本实验方案的目的是利用可植入式遥测设备，在清醒且自由活动的小鼠中评估其系统性血压。...

使用遥测技术对自由活动小鼠进行长期血压测量

不受控制的出血是创伤患者死亡的重要原因，可通过小鼠模型中的标准肝损伤来模拟。该模型可产生稳定的失血量和存活率，并可用于止血剂的测试。本文提供了实施这一重要模型的逐步操作流程。...

通过小鼠肝裂伤建立实时血流动力学监测的非控制性失血性休克模型

本文介绍了一种详细的实验方案，用于测量大鼠门静脉压力、内脏血流和全身血流动力学参数，以表征门静脉高压综合征。...

肝硬化大鼠门静脉高压综合征的侵入性血流动力学表征

本文描述并比较了在小鼠中获取心尖四腔切面的两种体位。这两种体位均可用于量化右心室功能，结果具有可比性，且可互换使用。...

小鼠右心室舒张期参数的超声心动图测量

本文介绍了一种通过开胸手术方法在小鼠中进行右心室和肺动脉有创血流动力学评估的实验方案。...

小鼠右心室系统侵入性血流动力学评估及缺氧诱导的肺动脉高压

本方案提供了在小鼠中进行多次静脉推注给药及有创血流动力学监测的逐步操作流程。研究人员可利用本方案开展未来针对肺动脉高压的治疗性化合物筛选。...

低氧诱导小鼠肺动脉高压模型中的多次静脉推注给药与侵入性血流动力学评估

黄体生成素（LH）的脉冲式分泌是生殖功能的显著特征。本文介绍一种通过远程激活特定神经元群体并结合连续自动采血的实验方案。该技术可实现定时激素调控、多重检测，并最大限度减少操作干预对清醒、自由活动且未受干扰动物体内LH水平的影响。...

远程神经元激活结合自动化采血以诱导并测量小鼠循环黄体生成素

利用超快多普勒超声成像及定量小鼠肝脏血管系统

丧失翻正反射长期以来被用作实验室动物无意识状态（也称为催眠）的标准行为替代指标。通过精心控制的高通量评估系统，可以检测药理学干预引起的挥发性麻醉剂敏感性的改变，该系统也可适用于任何吸入性治疗药物的递送。...

评估局部或全身药物干预后小鼠对挥发性全身麻醉药敏感性的变化

学习小鼠全身及肝脏血流动力学监测技术，掌握系统血压、中心静脉压、门静脉压及血流量的精准测量方法。该实验方案适用于肝胆外科及药理学研究中的急性或慢性实验。

小鼠全身及肝脏血流动力学参数的监测

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