Name: 使用Active波尔图腔静脉分流术猪肝脏采购和原位移植技术 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 12 min 27 s
Description: 学习使用主动门腔静脉-颈静脉分流术进行猪原位肝脏移植的标准化操作流程。该技术通过建立主动分流避免肠道淤血，确保围手术期血流动力学稳定，为异种肝移植研究提供可靠动物模型。

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本研究得到了罗氏器官移植研究基金会（ROTRF）和安斯泰来公司的研究资助。Markus Selzner 获得了美国移植外科协会（ASTS）职业发展奖的支持。Matthias Knaack 获得了安斯泰来研究奖学金的支持。我们感谢 Uwe Mummenhoff 和伯明翰家族的慷慨支持。

所有动物均按照加拿大安大略省国家医学研究协会制定的《实验动物护理原则》以及美国国立卫生研究院发布的《实验动物护理指南》接受人道护理。多伦多综合研究所动物护理委员会批准了所有研究。
1. 器官获取
<ol>
	<li>在移植前将体重介于30至35 kg的雄性约克夏猪饲养于研究机构中1周，以防止应激引发的生理反应（这可能影响灌注结果10,11），并使动物适应饲养环境。在麻醉诱导前至少禁食6小时。</li>
	<li>通过肌内（i.m.）注射给予供体猪混合麻醉剂，包括氯胺酮（25 mg/kg）、阿托品（0.04 mg/kg）和咪达唑仑（0.15 mg/kg）进行麻醉。</li>
	<li>在插管前，确保猪自主呼吸含5%异氟烷的2 L氧气。仰卧位下，在插管前2分钟向声带喷洒2%利多卡因，以避免声带痉挛。对于35 kg的猪，使用6.5 Fr气管导管。用3–5 ml室温空气封闭气管导管。</li>
	<li>插管后，使用二氧化碳波形图确认插管位置正确。通过尾部脉搏血氧仪监测心率和血氧饱和度。将异氟烷挥发罐浓度下调至2%。
	<ol>
		<li>根据最低肺泡有效浓度（MAC）值调整麻醉深度；目标为2–2.5 MAC。将呼吸机设置为14–16次/分钟的呼吸频率，潮气量为10–15 ml/kg体重。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在耳缘静脉置入18 G静脉（i.v.）导管，用于输注乳酸林格液（200 ml/hr）。对猪进行术前消毒，并覆盖无菌手术巾。</li>
	<li>确保无菌条件后，行正中腹切口并延伸至左侧。使用纱布覆盖大肠和小肠，然后将其移向左侧。</li>
	<li>使用电灼器切断镰状&#160;韧带和三角韧带。</li>
	<li>使用电灼器从右侧膈肌处松解肝脏；在下腔静脉与膈肌之间的上部区域使用剪刀分离。解剖肝下下腔静脉，直至右侧肾上腺静脉分支和左侧肾静脉处。</li>
	<li>将肝下下腔静脉与远端主动脉分离；结扎主动脉向脊柱发出的分支；游离并分离肾动脉周围的粘连组织。在每条肾动脉周围预留2-0结扎线。</li>
	<li>在左肾静脉头侧解剖主动脉和肠系膜上动脉。在肠系膜上动脉周围预留2-0结扎线。</li>
	<li>在肠系膜上动脉头侧打开腹膜后，小心沿主动脉追踪至腹腔干。从腹腔干尾侧解剖至门静脉；分离并预留从腹腔干后方发出的脾动脉和左胃动脉。将腹腔干与门静脉分离。</li>
	<li>通过胰腺与门静脉之间的腹膜切口松解门静脉。结扎从胰腺引流至门静脉的静脉分支。</li>
	<li>从肝十二指肠韧带中分离胆管，并在结扎后远端切断。</li>
	<li>结扎肝十二指肠韧带内的淋巴管，以防淋巴液渗漏。在结扎线之间切断胃十二指肠动脉和右胃动脉。结扎较小的静脉。</li>
	<li>在膈肌后方解剖心脏与腹腔干之间的主动脉。在腹腔干头侧的主动脉上放置一根2-0结扎线。</li>
	<li>切除胆囊，并电灼胆囊床的任何出血点。</li>
	<li>切开膈肌。经心脏内或静脉给予1,000 iU/kg供体体重的肝素。将异氟烷浓度调至5%（&#62; 2.5 MAC），以达到更深的麻醉水平。对于循环死亡后供体（DCD）模型，在肝素给药后3分钟经心内注射40 mval KCl诱导心脏停搏。将心脏停搏设定为热缺血的起始时间点。</li>
	<li>结扎先前预留的肾动脉、脾动脉、肠系膜上动脉和左胃动脉周围的结扎线。在肾动脉与髂动脉之间远端结扎主动脉，并用器官灌注管进行主动脉插管。</li>
	<li>尽可能靠近近端结扎门静脉，并用另一根器官灌注管进行插管。</li>
	<li>在夹闭近端主动脉的预置结扎线后，通过主动脉（加压袋驱动）和门静脉（重力驱动）双通路灌注，使用2 L冷的威斯康星大学（UW）溶液对肝脏进行灌洗。</li>
	<li>切除肝脏时保留所有剩余血管的长度。在肝上下腔静脉周围保留足够宽的膈肌边缘。将肝脏置于冰上的无菌器官袋中。</li>
	<li>在背板准备过程中，使用Satinsky钳夹闭肝上下腔静脉，并经肝下下腔静脉逆行再次灌洗肝脏，使用约0.5 L UW溶液，直至门静脉流出液澄清。</li>
	<li>结扎主动脉和腹腔干的所有动脉分支。使用剩余的0.5 L UW溶液进行动脉背板加压灌注12。</li>
	<li>使用UW溶液冲洗胆管。</li>
	<li>将膈肌补片修剪至合适大小。使用4-0单丝聚丙烯缝线关闭所有膈静脉——通常共3支，左右各1支，后方1支。</li>
	<li>封闭器官袋&#160;，并将肝脏置于冰上保存。</li>
</ol>
2. 受体肝切除术
<ol>
	<li>通过肌肉注射给予受体猪混合麻醉剂（氯胺酮 25 mg/kg、阿托品 0.04 mg/kg 和咪达唑仑 0.15 mg/kg）进行麻醉。</li>
	<li>将猪仰卧位放置于手术台上，台面铺有加热垫。用循环加热毯覆盖猪体。</li>
	<li>插管前，确保猪自主呼吸含有5%异氟烷的2 L氧气。插管前2分钟，向声带喷洒2%利多卡因，以避免声带痉挛。对于35 kg的猪，使用6.5 Fr气管导管。用3–5 ml室温空气封闭气管导管。</li>
	<li>插管后，使用二氧化碳测定法确认插管位置正确。通过尾部脉搏血氧仪监测心率和血氧饱和度。将温度探头插入猪的鼻部并固定。将异氟烷蒸发器浓度下调至2%（目标为2 - 2.5 MAC）。将呼吸机参数设置为呼吸频率14 - 16次/分钟，潮气量10 - 15 ml/kg体重。</li>
	<li>麻醉期间使用眼膏以防止眼睛干燥。</li>
	<li>使用塞爾丁格技術13 将套管扩张器（8.5 Fr）插入左侧颈外静脉，后续通过该导管建立门腔-颈静脉转流通道。</li>
	<li>采用塞丁格技术将全肠外营养（TPN）导管（9.5 Fr）插入右侧颈外静脉。</li>
	<li>在无菌条件下，分离右侧颈总动脉，插入聚丙烯导管（18 G）以进行有创动脉压监测。用2-0丝线环绕动脉，以便紧急结扎。</li>
	<li>将异氟烷蒸发器调至1%（1.5 - 2 MAC），并持续静脉输注丙泊酚（5 - 8 mg/kg/hr）以维持麻醉深度。镇痛方面，首选持续静脉输注枸橼酸芬太尼（2 μg/kg/hr），次选雷米芬太尼（15 µg/kg/hr）。</li>
	<li>皮肤切开前，静脉注射1,000 mg头孢呋辛和500 mg甲硝唑。使用乳酸林格液加5%葡萄糖，以150 ml/hr的速度设置输液泵。</li>
	<li>将循环加热毯放置于头部和颈部区域。对猪进行消毒刷洗，并用无菌铺巾覆盖。</li>
	<li>在无菌条件下，行正中腹切口。插入腹部牵开器，以充分暴露右上腹区域。</li>
	<li>使用电灼法切开镰状韧带和三角韧带。</li>
	<li>分步在结扎线之间靠近肝脏处离断肝十二指肠韧带。识别、离断并标记肝动脉和胆管的分支。</li>
	<li>逆行解剖肝动脉，直至胃十二指肠动脉分叉处。确保在胃十二指肠动脉近端的肝总动脉处可放置血管夹，以便后续夹闭。</li>
	<li>游离门静脉周围的粘连组织。</li>
	<li>使用电凝设备从右侧后腹膜游离下腔静脉。在下腔静脉与膈肌之间的上部使用剪刀分离。解剖肝下段下腔静脉，直至右侧肾上腺静脉分支和左侧肾静脉分支处。</li>
	<li>暴露脾门。沿脾脏长度约一半处，仔细分离脾动脉和脾静脉与附着的腹膜层。用4根2-0丝线分别环绕脾动脉和脾静脉。</li>
	<li>将一根8.5 Fr带鞘导引管（导管尖端带有2个额外侧孔）插入脾静脉，导管方向朝向门静脉远端。用一根2-0结扎线在插入部位远端固定导管，再用另一根2-0结扎线结扎插入部位近端的静脉。其余两根结扎线保持开放。</li>
	<li>从导管中抽血，用10 ml生理盐水冲洗，并关闭导管夹。</li>
	<li>将生理盐水注入由离心泵头、颈静脉管（3/16”）和旁路组成的管路中&#160;来自门静脉分支（3/16英寸）和腔静脉分支（1/4英寸，近端开口带鲁尔锁接头）的灌流液流入。在腔静脉管路的近端装上一个管夹。</li>
	<li>将旁路的入口端和颈静脉开口端分别连接至两个鞘管导入导管图1）并用金属软管卡箍密封连接。将离心泵头放入其泵体位置。</li>
	<li>在交叉阻断前3分钟静脉注射1,000 mg氨甲环酸和10,000 iU肝素。在无肝期期间，将丙泊酚输注速率下调至2 mg/kg/hr。根据动脉压和猪的反应性调整异氟烷浓度。</li>
	<li>打开两个鞘管导入导管的夹子，交叉夹闭门静脉。确保血液通过旁路被动流动。</li>
	<li>以约1,500转/分钟启动离心泵。若满足以下条件，则继续进行交叉阻断：a）猪的心血管状态稳定；b）旁路血流速度维持在约500 ml/min。若猪无法耐受交叉阻断，应给予容量补充（晶体液或胶体液）及正性肌力药物（小剂量去甲肾上腺素推注）。</li>
	<li>使用De Bakey-Beck钳在肾静脉上方紧邻肝下腔静脉处进行横断阻断。对肝组织施加适当压力，挤出部分残留血液。在向尾侧牵拉肝脏的同时，使用Satinsky钳夹闭肝上腔静脉，包括部分膈肌边缘组织。</li>
	<li>在肝组织边界处直接切断肝上腔静脉。随后，在肝门附近切断门静脉。</li>
	<li>在下腔静脉阻断夹头侧约4 cm处，于下腔静脉前壁切开一小口。将旁路装置的下腔静脉接口插入此切口，接口的鲁尔锁朝向前方。</li>
	<li>固定连接器于肝下腔静脉&#160;用1-0丝线结扎下腔静脉，然后打开分流装置静脉支路的管夹。</li>
	<li>最后，打开肝下腔静脉夹，以建立腔静脉-颈静脉旁路，同时保留已有的门静脉-颈静脉旁路。将泵速提高至约2,500转/分钟，使旁路在颈静脉侧的流出量维持在900–1,100 ml/min。</li>
	<li>切除肝脏在下肝旁路连接器头侧的残余连接，确保不切断固定旁路连接的结扎线。小心放置旁路导管，避免扭曲。给予500 mg甲基泼尼松龙以启动免疫抑制治疗。</li>
</ol>
3. 血管重建
<ol>
	<li>使用 4-0 单丝聚丙烯缝线，闭合受体侧上腔静脉开口处的所有 3 个膈静脉开口。将双针 4-0 单丝聚丙烯缝线从内向外缝合在受体侧上腔静脉的两个角部。</li>
	<li>从冰盒中取出供体器官袋。打开器官袋，取出供体肝脏，并将其放入腹腔中。</li>
	<li>为进行上腔静脉端对端吻合，修剪供体上腔静脉，使其与受体侧匹配。使用受体侧角部缝线的内针，在供体上腔静脉的每一侧角部进行从内向外的角部缝合。</li>
	<li>将右侧缝线的两头打结固定。对齐受体和供体上腔静脉的两个开口，然后将左侧缝线的两头打结。</li>
	<li>剪短较短的一端，并在结扎处旁的受体上腔静脉后壁进行从外向内的缝合。沿后壁连续缝合，理想情况下应使静脉壁外翻。</li>
	<li>当到达右侧时，用同一根缝线再加 2-3 针前壁缝合，然后剪断该缝线末端。使用左侧角部剩余的缝线继续缝合前壁。将用于后壁和前壁的两根缝线打结固定。将右侧角部的另外两根缝线末端打结。</li>
	<li>将供体门静脉修剪至适当长度后，以相同方式使用 6-0 单丝聚丙烯缝线进行端对端门静脉吻合。在即将完成前壁缝合前，通过另一根灌注管插入下腔静脉管腔，并经下腔静脉-门静脉通路在室温下用 1 L 生理盐水冲洗出 UW 溶液。</li>
	<li>完成吻合并打结固定缝线，保留约 0.5 cm 的线尾。在供体下腔静脉处再放置一个 De Bakey-Beck 钳。</li>
	<li>打开上腔静脉钳，检查有无出血。然后通过打开门静脉钳使肝脏再灌注。</li>
	<li>使用 6-0 单丝聚丙烯缝线进行止血缝合。将旁路泵转速降至约 1,500 转/分钟，并关闭门静脉鞘导入导管的夹钳。</li>
	<li>重新夹闭受体侧下腔静脉，并在旁路的下腔静脉段上放置一个管夹。停止离心泵。</li>
	<li>剪断腔静脉连接器的结扎线并将其移除。通过颈静脉导管将旁路中剩余的血液回输给猪。</li>
	<li>关闭颈静脉导管的夹钳并断开旁路连接。给予 100 mg 鱼精蛋白硫酸盐以拮抗肝素。在这些操作过程中需特别注意猪的血流动力学；使用儿茶酚胺类药物支持血压，并用碳酸氢钠纠正代谢性酸中毒。</li>
	<li>再次使用 5-0 单丝聚丙烯缝线，按上述方法进行下腔静脉端对端吻合。通过松开两个夹钳使下腔静脉下段再灌注。</li>
	<li>围绕供体腹腔干修剪一段主动脉组织片。靠近肝总动脉处结扎受体胃十二指肠动脉。在胃十二指肠动脉汇合处近端的肝总动脉上放置一个血管夹。使用胃十二指肠动脉汇合处周围的血管组织，用 Potts 剪刀修剪一小段动脉组织片。</li>
	<li>用 10 ml 肝素化生理盐水冲洗供体肝动脉，并在更远端再加一个血管夹以防止反向出血。使用 6-0 单丝聚丙烯缝线，采用连续降落伞技术进行动脉开口端对端吻合。先打开远端血管夹，再打开近端血管夹，以实现再灌注。</li>
	<li>使用 2 根 6-0 单丝聚丙烯缝线，采用上述连续缝合技术进行胆管端对端吻合。注意应包含较大范围的胆管周围组织，因为猪的胆管非常脆弱，容易撕裂。</li>
	<li>确认止血后，从脾静脉中移除鞘管导入导管。用剩余的两根结扎线闭合近端和远端开口。</li>
	<li>使用 1 号单丝可吸收缝线关闭腹壁。皮肤可用皮肤缝合器或连续 2-0 缝线缝合。</li>
</ol>
4. 术后阶段
<ol>
	<li>使用加热垫和循环加热毯以保持猪的体温。</li>
	<li>每小时采集血气样本。通过提高输注速率来调整脱水状况。</li>
	<li>逐步减少麻醉。继续为猪通气2小时。</li>
	<li>从左侧颈静脉移除套管导入导管，用力按压数分钟以防止出血。</li>
	<li>将全肠外营养（TPN）导管在皮下穿至猪颈部侧面，用2-0缝线固定。</li>
	<li>若猪在停用儿茶酚胺支持后血流动力学稳定，2小时后移除动脉导管。确保穿刺侧无出血。若存在出血，应在动脉穿刺孔周围缝合一圈6-0荷包缝线，但不结扎动脉。最后缝合切口部位。</li>
	<li>当猪能够自主呼吸时，停止通气。将通气管路从气管插管上断开。反复检查猪的呼吸是否充分。</li>
	<li>将猪置于俯卧位，放入配备加热灯的单个动物圈舍中。当猪能够自主抬头时，拔除气管插管。在动物恢复足够的意识以维持胸卧位之前，不得无人看护。在整个术后期间，将猪单独饲养。</li>
	<li>术后提供足够的静脉镇痛药物（例如, 布托啡诺 0.01 - 0.05 mg/kg，每6小时一次。</li>
	<li>如果猪不能自主饮水，则通过静脉补充足够体积的液体</li>
	<li>继续使用甲泼尼龙作为免疫抑制剂（术后第1天早晨250 mg，之后每日早晨125 mg）。从术后第2天起开始给予头孢菌素2 mg/kg，口服，每日两次。</li>
	<li>给予甲硝唑500 mg和头孢唑啉1,000 mg，每日两次，以及泮托拉唑20 mg，每日一次，直至术后第3天。</li>
	<li>密切监测猪的状况。若出现痛苦迹象（例如，嗜睡、拒绝饮水、持续性酸中毒或低血糖、出血或腹膜炎征象），应毫不犹豫地实施安乐死。实施安乐死时，应在深度异氟烷麻醉（5%）下进行放血处死。 &#62;2.5 MAC）通过切断肝上腔静脉。</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

在缺乏临床环境重症监护资源的研究条件下，实验性猪肝移植术（OLTx）是一项具有挑战性的操作。可能的并发症包括血流动力学不稳定、出血、器官缺血、低体温以及代谢和呼吸功能失代偿。对于任何研究团队而言，必须充分培训手术技术5和猪的麻醉管理14,15，以获得具有代表性且可重复的实验结果。
文献中已描述了许多技术细节，特别是关于血管重建阶段5。上述所描述的OLTx方案提供了与人类OLTx相似的腔静脉置换模型所需的信息。所提供的结果表明，在HBD和DCD模型中，动物存活和移植物功能恢复均具有可靠性。该方案适用于移植物再灌注实验等短期存活情况，也可用于耐受性研究等长期存活模型。
猪肝移植（OLTx）的一大难题在于下腔静脉和门静脉阻断的耐受性相对较差。无肝期的内脏淤血可导致静脉高压和毛细血管损伤，可能引发严重的肠道缺血以及血流动力学不稳定，甚至在器官再灌注后仍可能发展为不可逆的休克7。由于下腔静脉完全包埋于肝实质内，无法实施保留下腔静脉的“背驮式”手术。在下腔静脉重建阶段完全阻断下腔静脉会损害猪的血流动力学稳定性。尽管有少数报道显示，猪肝移植可在下腔静脉和门静脉总阻断时间少于25分钟的条件下完成16,17，但在血管重建期间采用门腔-颈静脉转流技术更为安全且更具实用性7-9,18。根据作者的经验，在无肝期采用被动门-颈静脉转流并不能有效维持猪的血流动力学稳定。而包含主动减压肝下下腔静脉和门静脉的转流模型，即使因意外并发症导致阻断时间延长，也能实现平静的肝上下腔静脉和门静脉吻合重建。与早期报道7相反，在移除门静脉转流导管时，并不强制要求行脾切除术。脾动脉和脾静脉可在脾脏长度约一半处结扎，使近端半脾仍保持充分灌注。通过仔细放置并妥善固定转流管路，可避免因转流管脱开导致的出血或空气栓塞等并发症。
在长期存活的肝移植（OLTx）实验中，胆管吻合口被认为是薄弱环节，因其并发症发生率较高19。胆道组织非常脆弱，在操作时需要特别小心。已有多种不同的吻合技术被报道5,19。端对端吻合在技术上较为简便，且并发症最少19。使用无切割针进行连续缝合，并包含较大范围的胆管周围结缔组织，其效果优于间断缝合。间断缝合在打结时会使胆管承受不必要的张力，可能导致组织撕裂及继发性胆漏。缝合材料——可吸收或不可吸收——通常并不重要，因为实验猪的存活时间有限。但对于持续数月以上的长期存活模型，应优先选用可吸收缝线，如同人类肝移植（OLTx）中的做法。
术后随访必须格外注意。充足的营养和液体供应、可靠的镇痛方案以及适当的免疫抑制方案是必需的。对于长期实验，免疫抑制尤其重要。与其他哺乳动物相比，猪在肝移植（OLTx）后表现出出人意料的低免疫排斥率20,21。圆细胞浸润在移植后第二周达到高峰，即使不使用免疫抑制剂也会自行消退。排斥反应很少是猪肝移植后死亡的原因22。然而，即使采用此处提到的静脉注射类固醇和口服钙调神经磷酸酶抑制剂的免疫抑制方案，移植物排斥仍表现为OLTx后约第4天开始出现转氨酶轻度升高，并通过门脉区明显的圆细胞浸润得以确认。钙调神经磷酸酶抑制剂可口服23,24或静脉给药25,26；两种方法均存在缺点。即使使用口服辅助剂，实际到达胃肠道的药量仍难以确定。另一方面，在饲养环境中对活跃的猪进行持续静脉输注也十分困难。因此，静脉给药必须以推注方式进行，这会导致药物浓度峰值升高，并可能产生毒性作用。尽管如此，这两种给药方式似乎均能支持长期存活。
与临床情况类似，建议进行术后应激性溃疡预防。术后消化性溃疡出血是一个常见问题，可能与肝功能受损有关27。在两组肝移植受者中均出现数例胃肠道出血后，作者开始常规使用泮托拉唑进行预防，自此之后再未发生任何胃肠道出血&#160;。
术中严格维持无菌条件，达到临床手术室的同等标准，并采取相应的抗生素预防措施，可降低感染并发症的风险。
总之，本文为在科研环境中建立猪的原位肝移植（OLTx）项目提供了实用信息。充分的投入、实践和团队合作对于缩短学习周期、获得可靠结果以及降低成本和减少实验动物使用数量至关重要。

原位肝移植（OLTx）是治疗终末期肝病或晚期肝细胞癌患者的唯一治疗选择。在过去25年中，等待移植的患者人数逐渐增加，&#160;目前已远远超过可用移植物的数量。在大多数移植地区，20%至30%的肝移植等待名单上的患者因未能接受器官移植而死亡，或因疾病进展被移出名单。迫切需要采取策略扩大供体来源，从而增加可用移植物的数量。扩大标准器官分配、延长移植物保存时间以及诱导免疫耐受仍是主要的临床挑战1-3。因此，实验性OLTx研究对于优化临床OLTx实践至关重要。
猪的原位肝移植（OLTx）是一种成熟的实验模型，在肝脏大小、解剖结构和生理学等多个方面与人类的原位肝移植相似4-6。因此，它已成为外科技术、生理学、免疫学、器官保存以及缺血-再灌注损伤等研究领域的标准实验方法。文献中已报道了多种移植物获取、受体肝切除以及特别是血管重建的技术5。适宜技术的选择取决于研究者的偏好和技术能力。
与人类情况不同，内脏淤血在猪OLTx的无肝期是一个重要问题。随后发生的肠缺血和淤血性血管损伤可导致严重的血流动力学不稳定，危及猪的存活，从而影响实验的成功7-9。因此，充分的肠道减压是必需的，尤其是在技术条件不够完善的实验环境中。
在无肝期使用主动的门腔静脉-颈静脉分流是一种避免肠道充血的可靠方法。该系统既可用于早期再灌注实验，也可用于长期存活研究。以下方案包含了猪肝移植模型中稳定且可重复的所有相关信息，包括供体肝脏的切取、受体手术（含肝切除和端对端血管重建技术）以及术后护理。

<table><tbody><tr><td>硫酸阿托品 15 mg/30ml</td><td>Rafter 8 产品</td><td>238481</td><td></td></tr><tr><td>布托啡诺 0.3 mg/ml</td><td>RB Pharmaceuticals LDT</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>头孢唑林 1 g</td><td>加拿大制药合作伙伴公司</td><td>2237138</td><td></td></tr><tr><td>环孢素口服溶液 5,000 mg/50 ml</td><td>诺华制药加拿大公司</td><td>2150697</td><td></td></tr><tr><td>枸橼酸芬太尼 0.25 mg/5 ml</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td>2240434</td><td></td></tr><tr><td>肝素 10,000 iU/10 ml</td><td>Leo Pharma A/S</td><td>453811</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷 99.9%，250 ml</td><td>加拿大制药合作伙伴公司</td><td>2231929</td><td></td></tr><tr><td>盐酸氯胺酮&amp;nbsp; 5000 mg/50 ml</td><td>Bimeda-MTC Animal Health Inc.</td><td>612316</td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格液&amp;rsquo;s + 5% 葡萄糖，0.5 L</td><td>百特公司</td><td>61131</td><td></td></tr><tr><td>乳酸林格液&amp;rsquo;秒，1 升</td><td>Baxter Corporation</td><td>61085</td><td></td></tr><tr><td>甲硝唑 500 mg/100 ml</td><td>百特公司</td><td>870420</td><td></td></tr><tr><td>咪达唑仑 50 mg/10 ml</td><td>加拿大制药合作伙伴公司</td><td>2242905</td><td></td></tr><tr><td>泮托拉唑 40 mg</td><td>Sandoz Canada Inc.</td><td>2306727</td><td></td></tr><tr><td>氯化钾 40 mEq/20 ml</td><td>Hospira Healthcare Corporation</td><td>37869</td><td></td></tr><tr><td>丙泊酚 1,000 mg/100 ml</td><td>Pharmascience 公司</td><td>2244379</td><td></td></tr><tr><td>硫酸鱼精蛋白 50 mg/5 ml</td><td>加拿大制药合作伙伴公司</td><td>2139537</td><td></td></tr><tr><td>0.9% 氯化钠溶液，1 L</td><td>Baxter Corporation</td><td>60208</td><td></td></tr><tr><td>碳酸氢钠 50 mEq/50 ml</td><td>Hospira Healthcare Corporation</td><td>261998</td><td></td></tr><tr><td>Solu-Medrol 500 mg</td><td>辉瑞加拿大公司</td><td>2367963</td><td></td></tr><tr><td>氨甲环酸 1,000 mg/10 ml</td><td>辉瑞加拿大公司</td><td>2064413</td><td></td></tr><tr><td>威斯康星大学溶液，SPS-1</td><td>器官回收系统</td><td>SPS-1</td><td></td></tr><tr><td>Xylocaine 气管内用 10 mg/50 ml</td><td>阿斯利康</td><td>2003767</td><td></td></tr><tr><td>对接 ULC 35 W 皮肤缝合器</td><td>Covidien Canada</td><td>803712</td><td></td></tr><tr><td>Maxon, 1</td><td>Covidien Canada</td><td>606173</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk, 0</td><td>Covidien Canada</td><td>S606</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk，2-0</td><td>Covidien Canada</td><td>S405</td><td></td></tr><tr><td>Sofsilk，3-0</td><td>Covidien Canada</td><td>S404</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II，4-0</td><td>Covidien Canada</td><td>VP581X</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II，5-0</td><td>Covidien Canada</td><td>VP725X</td><td></td></tr><tr><td>Surgipro II，6-0</td><td>Covidien Canada</td><td>VP733X</td><td></td></tr><tr><td>静脉导管，18 G</td><td>BD Canada</td><td>381147</td><td></td></tr><tr><td>煮沸 TPN 导管，9.5 Fr</td><td>Cook Medical 公司</td><td>C-TPNS-9.5-90</td><td></td></tr><tr><td>PSI导管鞘套件，8.5 Fr</td><td>Arrow International</td><td>ASK-09803-UHN</td><td></td></tr><tr><td>输液泵管路</td><td>Smith Medical ASD 公司</td><td>21-0442-25</td><td></td></tr><tr><td>肝素封管套装（冲洗管路）</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>17175</td><td></td></tr><tr><td>Mallinckrodt，气管插管，6.5 mm</td><td>Covidien Canada</td><td>86449</td><td></td></tr><tr><td>Med-Rx 吸引连接管</td><td>Benlan Inc.</td><td>70-8120</td><td></td></tr><tr><td>器官袋</td><td>CardioMed Supplies Inc</td><td>2990</td><td></td></tr><tr><td>吸液管尖</td><td>泰科医疗集团有限公司</td><td>8888501023</td><td></td></tr><tr><td>瓦里安实验室，电烙笔</td><td>Covidien Canada</td><td>E2515H</td><td></td></tr><tr><td>瓦里安实验室，患者回路电极</td><td>Covidien Canada</td><td>E7507</td><td></td></tr><tr><td>旁路连接器 3/8&amp;rdquo; x 1/4&amp;ldquo;</td><td>Raumedic AG</td><td>955083-001</td><td></td></tr><tr><td>旁路连接器 3/8&amp;rdquo; x 3/8&amp;rdquo; 鲁尔锁</td><td>Raumedic AG</td><td>955163-001</td><td></td></tr><tr><td>旁路连接器 Y 型 3/8&amp;rdquo; x 3/8&amp;rdquo; x 1/4&amp;rdquo;</td><td>Raumedic AG</td><td>961360-002</td><td></td></tr><tr><td>旁路管 1/4&amp;rdquo; x 1/16&amp;rdquo;</td><td>Raumedic AG</td><td>039505-010</td><td></td></tr><tr><td>旁路管 3/8&amp;rdquo; x 3/32&amp;rdquo;</td><td>Raumedic AG</td><td>039535-005</td><td></td></tr><tr><td>Rotaflow 离心泵</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>HC 2821</td><td></td></tr><tr><td>不锈钢软管夹环，5 mm</td><td>Oetiker</td><td>16700007</td><td></td></tr><tr><td>腹部拉钩</td><td>Medite GmbH</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>德贝基 &amp;ndash; 贝克，肝下下腔静脉钳</td><td>Aesculap 公司</td><td>FB519R</td><td></td></tr><tr><td>Deithrich无创钳（门静脉）</td><td>Aesculap 公司</td><td>FB525R</td><td></td></tr><tr><td>Gregory牛头犬钳，弯型</td><td>Aesculap 公司</td><td>FB382R</td><td></td></tr><tr><td>Gregory Bulldog 钳，直型</td><td>Aesculap 公司</td><td>FB381R</td><td></td></tr><tr><td>Potts &amp;ndash; 德·马泰尔，剪刀</td><td>Aesculap 公司</td><td>BC648R</td><td></td></tr><tr><td>Satinsky，肝上腔静脉钳</td><td>Aesculap 公司</td><td>FB605R</td><td></td></tr><tr><td>对称式管夹</td><td>Codman Instruments</td><td>198010</td><td></td></tr><tr><td>麻醉机，Optimax</td><td>Moduflex 麻醉设备</td><td>SN5180</td><td></td></tr><tr><td>旁路流量计，HT 110</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>HT110B11106</td><td></td></tr><tr><td>H6XL 流量计探头</td><td>Transonic Systems Inc.</td><td>H6Xl689</td><td></td></tr><tr><td>热疗泵，T/Pump</td><td>Gaymar Industries Inc</td><td>TP500-G89D19</td><td></td></tr><tr><td>输液泵 3,000</td><td>SIMS Graseby LTD.</td><td>SN300050447</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷蒸汽 19.1</td><td>Draeger Medical Canada Inc.</td><td>N/A</td><td></td></tr><tr><td>Monitor，Datex AS 3</td><td>Instrumentarium Corp./ Hitachi</td><td>D-VHC14-23-02</td><td></td></tr><tr><td>Rotaflow 离心驱动装置</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>952301</td><td></td></tr><tr><td>Rotaflow 控制台</td><td>Maquet-Dynamed</td><td>706035</td><td></td></tr><tr><td>温度治疗垫</td><td>Gaymar Industries Inc</td><td>TP26E</td><td></td></tr><tr><td>Valleylab Force Tx</td><td>Valleylab 公司</td><td>216151480</td><td></td></tr><tr><td>呼吸机，AV 800</td><td>DRE 医疗设备</td><td>40800AVV</td><td></td></tr><tr><td>温触式患者加温系统</td><td>Nellcor / Covidien 加拿大</td><td>5015300A</td><td></td></tr></tbody></table>

采用主动性门腔分流术的猪肝脏获取与原位移植技术

Technique of Porcine Liver Procurement and Orthotopic Transplantation using an Active Porto-Caval Shunt

肝移植的成功导致了严重的器官短缺。每年，都有相当数量的肝移植等待名单上的患者因未能接受器官移植而死亡，或因病情进展而被移除名单。即使成功进行了移植，排斥反应和免疫抑制治疗的副作用仍然是影响移植物存活和患者并发症的主要问题。
实验动物研究对肝移植的成功至关重要，并且在临床移植实践的发展中仍发挥着关键作用。特别是，猪原位肝移植模型（OLTx）由于在体型、解剖结构和生理特征上与人类高度相似，是面向临床研究的理想模型。
在猪同种异体肝移植（OLTx）的无肝期，缓解肠道淤血对确保动物可靠存活至关重要。采用主动门腔-颈静脉分流系统可实现优异的肠道减压效果。该系统既可用于短期也可用于长期存活实验。以下方案包含了猪肝移植模型中稳定且可重复的所有技术细节，包括术后动物护理。

在首次移植研究中，将心脏跳动供体模型（HBD，n = 5）与经历45分钟热缺血的DCD模型（n = 10）进行了比较 原位两组移植物在获取后均在冰上保存10小时。
在HBD组中，所有受体猪在移植后第5天随访结束时均存活。在DCD组中，由于术后肝功能下降导致的凝血问题或代谢失代偿，仅50%的受体猪存活了5天。
所有血样均从中心静脉导管采集。离心后获取血清样本，并检测肝细胞损伤指标（天冬氨酸氨基转移酶，AST）、胆道功能（总胆红素和碱性磷酸酶）以及肝功能（国际标准化比值，INR）。各指标的时间变化曲线见图2 - 5。
AST 水平在 24 小时后达到峰值（HBD 组为 1414 ± 538 U/L，DCD 组为 2296 ± 1313 U/L，p = 0.13），5 天后恢复至接近正常水平。同样，与 HBD 组（162 ± 54 U/L，p = 0.27）相比，DCD 组在 36 小时后碱性磷酸酶水平显著升高（224 ± 111 U/L）。总胆红素在 HBD 组中保持稳定（全程 ≤ 10 µmol/L），而在 DCD 组中则逐渐升高，直至第 5 天（23 ± 31 µmol/L，p = 0.43）。DCD 组胆红素值较大的标准差表明该组存在特殊的胆道损伤异质性。作为肝功能指标的国际标准化比值（INR）表现出与 AST 值相似的趋势：在 24 小时达到峰值，5 天后恢复至接近正常水平。HBD 组的峰值较低，为 1.47 ± 0.34，而 DCD 组峰值为 1.70 ± 0.36（p = 0.32）。
<img alt="肝旁路设备设置示意图，显示手术图解中的导管和离心泵。" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图1"> 
图1. 门腔-颈静脉分流示意图。 旁路系统先用乳酸林格液充满，随后用管夹夹闭腔静脉段，颈静脉段和脾静脉段连接至预置的导管，打开旁路，并在门静脉阻断后启动离心泵。肝脏切除术后，将旁路的腔静脉段插入并固定于肾静脉头侧的肝下腔静脉残端。松开管夹，以实现腔静脉减压，同时完成门静脉减压。
<img alt="移植结果；肝功能检测图表，AST 水平，HBD 与 DCD，术后时间线。" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig2.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 2"> 
图 2. 天冬氨酸氨基转移酶（AST）（HBD n = 5，DCD n = 10）。 AST 是肝细胞损伤的敏感标志物。HBD 组在术后 24 小时的峰值低于 DCD 组，提示肝再灌注损伤较轻；较小的标准差表明 HBD 组的结果更为均一。
<img alt="移植后胆红素水平图表；两组数据，时间与总胆红素（μmol/L）的关系。" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="Figure 3"> 
图3. 总胆红素（HBD n = 5，DCD n = 10）。 总胆红素作为胆道清除功能和胆管完整性的指标，在HBD组中呈现稳定且均一的趋势，数值均低于10 µmol/L。DCD组的胆红素曲线随时间逐渐升高，且标准差较大，提示仅在部分实验组动物中出现胆道损伤。
<img alt="碱性磷酸酶水平、移植时间、比较HBD与DCD条件的图表。" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图4"> 
图4. 碱性磷酸酶（HBD n = 5，DCD n = 10）。 碱性磷酸酶是胆道损伤的指标。HBD组的数值低于DCD组，提示胆道损伤较轻。
<img alt="移植后INR比较，线形图；HBD组与DCD组在5天内的变化，含统计分析。" src="/files/ftp_upload/52055/52055fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图5"> 
图5. 国际标准化比值（INR）（HBD组 n = 5，DCD组 n = 10）。 INR值升高提示肝细胞功能下降，原因是凝血因子释放减少。在HBD组和DCD组中，移植后5天INR值均恢复至正常水平，表明肝功能得到恢复。HBD组的数值似乎更低。

实验动物研究在临床移植技术的发展中起着至关重要的作用。猪原位肝移植模型（OLTx）与人类生理条件高度相似，常用于临床导向的研究。以下方案包含了使用主动门腔静脉-颈静脉分流建立稳定猪 OLTx 模型的全部信息。

肝移植的成功导致了器官严重短缺。每年，都有大量等待肝移植的患者……

本操作的总体目标是在猪体内可靠地完成同种异体肝移植，确保动物在术中及术后血流动力学的稳定。为此，首先在阻断下腔静脉和门静脉之前建立主动的门腔静脉-颈静脉分流，以避免在移植植入阶段发生肠道充血。随后采用下腔静脉置换技术进行原位肝移植，首先进行肝上腔静脉的吻合。然后进行门静脉吻合，恢复肝脏血流灌注。最后，移除门腔-颈静脉分流管，并完成肝下腔静脉、肝动脉和胆总管的剩余吻合。最终，猪脱离麻醉，并在术后予以密切监护。与现有的全血管阻断或被动充血等方法相比，该技术的主要优势在于，在特定的代谢期完全避免了脾脏充血。通过这种方式，我们防止了静脉高压和毛细血管损伤，这些损伤可能导致严重的肠道缺血和血流动力学不稳定。在按照文本方案从供体猪切除肝脏并对受体猪实施麻醉后，将受体猪仰卧位放置于手术台上，台面覆盖加热垫。插管后，使用脉搏血氧仪监测猪尾或猪耳，以确认插管操作正确完成。监测心率和血氧饱和度。采用塞丁格技术将鞘管导入器插入左侧颈外静脉，用于后续的主动门静脉-颈静脉转流。在无菌条件下将全肠外营养导管插入右侧颈外静脉后，分离右侧颈总动脉，并插入聚丙烯导管以进行有创动脉压监测。然后使用两根0号丝线环绕动脉，以便进行紧急结扎。接下来，行正中腹切口，并插入腹部拉钩以充分暴露右上腹区域。随后在中间步骤中，在结扎线之间靠近肝脏处离断肝十二指肠韧带。识别、分离并标记肝动脉和胆管的分支。接着，逆行解剖肝动脉，直至胃十二指肠动脉分叉处。然后使用电凝刀游离门静脉周围的粘连组织，从右侧后腹膜游离出腔静脉（vena CVA），暴露脾脏约一半长度处的脾门。仔细分离脾动脉和脾静脉上粘连的腹膜层。随后使用4根2-0丝线，环绕脾动脉和脾静脉。用一根带有两个额外侧孔的8.5 French导管鞘引入器，通过其中一根0号丝线，将其插入脾静脉，导管尖端朝向远端的门静脉。在导管插入部位远端进行固定，并使用另外两根结扎线在插入部位近端结扎静脉。接下来，将生理盐水注入旁路系统，该系统由离心泵头、颈静脉导管以及来自门静脉分支和下腔静脉分支的流入管组成。在下腔静脉导管的近端放置一个管夹。然后将旁路的门静脉端和颈静脉端分别连接至两个鞘管导引器导管，并使用金属软管夹环密封连接处。在静脉注射1000毫克替扎酸和10,000 IU肝素后三分钟，将离心泵头放入泵体位置。打开两个鞘管导引器导管的夹子，并交叉夹闭门静脉。接下来，在约 1,500 转/分钟的转速下启动离心泵。然后使用 Debakey 动脉夹交叉夹闭肾静脉 cranial 侧的肝下腔静脉。对肝组织施加稳固压力，以挤出部分残留血液。然后使用血管钳夹闭肝上腔静脉，夹闭时包括膈肌边缘，并轻柔地牵拉肝脏。现在在肝组织边缘处直接切断肝上腔静脉，并在肝门附近、下腔静脉阻断钳头侧约4厘米处切断门静脉。在腔静脉前壁上切开一个孔，将血管插入此孔中。将旁路导管的连接器开口端朝前，用一根零号丝线固定。将连接器固定于肝下腔静脉。然后打开旁路导管分支的管夹。最后打开肝下下腔静脉钳，以允许在已有门静脉-颈静脉旁路的基础上增加颈静脉旁路。将泵速提高至约每分钟 2,500 转后，确认颈静脉侧旁路的流出量在每分钟 900 至 1,000 毫升之间。使用 4-0 单丝聚丙烯缝线。在受体侧上腔静脉开口处，结扎并闭合所有三条膈静脉骨性骨结构。在受体侧上腔静脉的两个角部，使用双针四零单丝聚丙烯缝线，采用腔外进针、腔内出针的方式缝合。将供体器官置入腹腔后，修剪供体上腔静脉，使其与受体侧相匹配。利用受体侧角缝合的内针，将超肝供体腔静脉（cva）两侧缝合为内-外角缝合。当受体与供体的腔静脉（Austria）对合后，结扎左侧缝线的两端。然后在结扎处邻近的受体腔静脉后壁进行外-内缝合，并沿后壁连续缝合。理想情况下，用剩余的缝线从左侧角开始，将前壁连续缝合，以避免卡瓦壁的阻碍。然后将用于后壁和前壁的两条缝线打结固定。在将供体门静脉修剪至适当长度后，使用6-0单丝聚丙烯缝线进行端对端门静脉吻合；在即将完成前壁缝合前，使用另一根冲洗管插入肝下下腔静脉管腔，并用1升室温生理盐水进行冲洗。通过肝下下腔静脉门静脉冲洗出 UW 溶液。接下来，完成吻合并打结缝线，留出约 0.5 厘米的生长因子。然后将另一个血管夹重新放置到供体肝下下腔静脉上。打开供肝下腔静脉钳，检查有无出血。然后开放门静脉钳以恢复肝脏灌注，重新夹闭受体端肝下下腔静脉，并在转流管的导管部分夹上管夹。停止离心泵后，剪断导管连接器的结扎线并将其移除。通过颈静脉导管将旁路中剩余的血液回输至猪体内。随后关闭夹子，结扎颈静脉导管，并断开旁路装置。接着给予100毫克鱼精蛋白硫酸盐以拮抗肝素作用，然后使用5-0单股缝线对肝下腔静脉进行端对端吻合。再次通过松开两个夹钳，恢复肝下段腹主动脉的再灌注。修剪供体腹腔干周围的一段主动脉补片后，在胃十二指肠动脉分叉近端的肝总动脉上放置一个血管夹。肝动脉用肝素冲洗后，使用6-0单丝聚丙烯缝线进行吻合。采用连续降落伞缝合技术将动脉骨端对端吻合，然后先开放远端、再开放近端血管夹，使用2-0单丝缝线恢复血流。采用连续缝合技术将胆管端对端吻合。确认止血完全后，从脾静脉中移除鞘管引入导管。使用剩余的两根缝线，以1号单丝可吸收缝线闭合近端和远端。关闭腹壁。最后，使用皮肤缝合钉或连续的2-0缝线闭合皮肤。请参阅术后护理的文字方案。在我们的首次移植研究中，接受心脏跳动供体（HBD）肝脏的受体猪100%存活至移植后5天随访结束。然而，接受循环死亡后供体（DCD）肝脏的猪仅有50%存活至第5天，用于进行肝细胞损伤的血液样本随访分析。胆道和肝功能显示，两组的ST水平均在24小时达到峰值。其中，DCD组的峰值明显高于HCD组，并在五天后恢复至接近正常水平。同样，如本图所示，与HBD组相比，DCD组的碱性磷酸酶水平在36小时后显著升高，如图中所示。尽管 HPD 组的总胆红素水平保持稳定，但 DCD 组的总胆红素水平持续升高至第 5 天，且标准差较大，提示仅部分实验动物出现胆道损伤。本图中，作为肝功能指标的国际标准化比值（INR）呈现出与 AST 值相似的变化趋势，在术后 24 小时达到峰值，随后逐渐恢复至接近正常水平。五天后，观看本视频后，您应能够充分掌握在猪同种原位肝移植过程中如何使用主动静脉-静脉转流技术。通过这种方式，我们可在整个操作过程中确保稳定且适宜的条件。

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本文所述的猪肝脏常温机械灌注（NMP）模型可成功用于研究NMP作为一种器官保存策略、活力评估工具以及器官修复平台。该模型具有较高的转化价值，但在技术上具有挑战性且劳动强度大。...

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利用显微计算机断层扫描血管造影术在小鼠中成功实施原位肝移植

本方案概述了利用变温控制的机械灌注（MP）技术保存供体肝脏，随后进行原位肝移植（OLTx）的猪模型建立方法。该方案旨在提高使用循环死亡后捐献（DCD）供体肝脏进行OLTx的成功率，并建立一个稳定的实验模型。...

通过灌注保存心脏死亡后捐献（DCD）猪肝脏及原位肝移植

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小鼠原位肝移植中采用套管技术进行血管重建

学习使用主动门腔静脉-颈静脉分流术进行猪原位肝脏移植的标准化操作流程。该技术通过建立主动分流避免肠道淤血，确保围手术期血流动力学稳定，为异种肝移植研究提供可靠动物模型。

采用主动性门腔分流术的猪肝脏获取与原位移植技术

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