Name: 训练大鼠自愿潜水水下：哺乳动物潜水响应调查 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2014-11-12T15:00:00.000+00:00
Duration: 11 min 56 s
Description: 学习训练大鼠自愿潜水的方法，通过五米长的有机玻璃迷宫研究哺乳动物潜水反应。该实验可采集动脉血压数据，帮助探索中枢神经系统在潜水反射中的整合通路。

ai_agent_IP

ai_agent

maintenance

instantTrialDurationMinutes

isBiopharma

enableNewMyJoveSectionDesign

educationFeatures

seoMetaApi

ai_copilot_institution_blacklist

ai_chat_institution_blacklist

freeAccessWindow

ssoRoleCapture

scheduledMaintenanceBanner

joveLabsFeatures

disable_autoplay_for_bots

extended_trial_duration

5 minutes

playerTrialDesktop

本研究由中西部大学研究与资助项目办公室的资助支持。同时感谢中西部大学动物设施和 Erik Warren。

注意：在中西部大学开展的实验方案已获中西部大学动物护理与使用委员会（IACUC）批准。
1. 房间要求
<ol>
	<li>准备一个配有冷热水供应的诊疗室，并配备排水设施，通常为地面设置的排水口，以便排出水箱中的水。</li>
	<li>使用一张实验台放置潜水箱。由于设有地面排水口的房间地面通常为便于排水而设计成倾斜状，需将橡胶垫片裁短后垫在桌腿下方，以确保台面水平，从而使水箱中的水面保持水平。</li>
</ol>
2. 潜水气瓶
<ol>
	<li>潜水箱构造
	<ol>
		<li>使用厚度为3/4英寸的有机玻璃（Plexiglas）作为底部，1/2英寸厚的有机玻璃作为侧壁，构建一个矩形水箱（100 × 60 × 15 cm）（图1）。使用氰基丙烯酸酯胶水或三氯甲烷等溶剂将水箱的外部有机玻璃部件永久粘接在一起。</li>
		<li>使用可拆卸的、厚度为1/2英寸、尺寸为85 × 15 cm的有机玻璃板将水箱分隔为5个通道，每个通道长约100 cm。在水箱底部和边缘永久设置凹槽，以便插入这些通道隔板并固定位置。</li>
		<li>从通道隔板上悬挂水平的有机玻璃板，形成水下潜水“隧道”的“顶盖”。</li>
		<li>在水箱的一角设置一个可拆卸的抬高平台，作为大鼠完成游泳和潜水训练后出水休息的“终点区”。大鼠通常在终点区梳理毛发并甩干体表水分。在终点区边缘加装较高的侧壁，以确保大鼠在训练间歇期间停留在平台上。</li>
		<li>在与终点区相对的水箱另一角，设置一个仅可通过水下进入迷宫的区域。这个可拆卸的“起始区”仅用于潜水实验。 
		注：在每次潜水实验开始时，将大鼠置于起始室内的平台上并缓慢浸入水中，因此该平台被称为“升降台”。 
		注：采用模块化设计，使起始区、终点区以及所有通道隔板均可从水箱中拆卸。这样设计有两个目的：1）便于在移除所有隔板后向水箱注水和排水；2）当大鼠在水中（尤其是水下）迷失方向时，可快速拆解部件以营救大鼠。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>向水箱注水与排水
	<ol>
		<li>向水箱注水
		<ol>
			<li>每次训练开始前，向水箱注入约12 cm深的新鲜32 °C自来水。搅拌水箱中的水，以尽量减少局部温差。 
			注：通常训练12只大鼠约需2小时。在此期间，水温会下降约4 °C，训练结束时水温降至约28 °C。由于30 °C的水温对大鼠而言为热中性温度，使用这种温水而非室温水可显著减少重复训练过程中的热量散失。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>从水箱排水
		<ol>
			<li>每次训练结束后，使用一根大口径软管（例如内径1英寸、长4 m的管子）将水从水箱中排出。将软管完全浸入水箱中，确保管内无气泡。迅速将软管一端放入地面排水口，利用虹吸效应将水排出。</li>
			<li>保持软管在水箱一端始终处于水面以下以维持虹吸状态，同时将水箱倾斜，以促进水完全排空。 
			注：也可选择不使用虹吸方式，而是在水箱底部附近安装一个水龙头，并用软管将水龙头连接至地面排水口。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 大鼠过敏原的注意事项
<ol>
	<li>在处理和训练大鼠时，应始终佩戴一次性手套。手套可减少与水箱中水的接触，因为水箱中的水不可避免地会含有大鼠尿液。 
	注意：大鼠在训练过程中会变湿，房间内将充满“湿鼠”气味。因此，预防性地使用抗组胺药物可能有助于预防或减轻大鼠过敏反应。若训练人员对大鼠过敏原敏感，还可能需要佩戴一次性防尘口罩或N95口罩。</li>
</ol>
4. 游泳训练
<ol>
	<li>每日游泳训练 
	注意：根据个人经验，幼年大鼠学习迷宫的能力更强、速度更快，因此建议使用刚断奶、体重约35 g的大鼠开始训练，优于使用成年大鼠。
	<ol>
		<li>向水箱中注水。参见2.2.1。</li>
		<li>插入终点区域和通道隔板，形成5条游泳通道。</li>
		<li>在首次训练过程中，用手轻轻将大鼠放入水中，位置距离终点区域约3-5 cm。 
		注意：大鼠初次接触水时，由于首次感受到漂浮感，行动会显得不稳。它们会以不协调的方式划水，试图寻找离开水的路径，最终到达附近的终点区域。由于大鼠天生具备游泳能力，在后续试验中，它们会以更加协调的动作朝终点区域游泳。 
		注意：应从下方托住大鼠，使其脚掌置于实验人员的手上。轻轻将大鼠放入水中，让其从手上自行游开，而不是直接将其丢入水中。</li>
		<li>两次试验之间，让大鼠在终点区域停留至少1分钟。此举可让大鼠进行理毛和探索行为，使其将终点区域视为试验间歇的“安全”场所。这与在大鼠完成一次试验后立即抓取并重新放入水中开始下一次试验的做法形成对比。 
		注意：训练过程中不要使用外部奖励（i.e.，食物），以避免激活大脑中的奖赏回路。</li>
		<li>在终点区域停留结束后，开始下一次试验前，应轻轻握住大鼠1分钟。在此试验前的握持期间，用毛巾轻轻擦干大鼠身体，因为反复入水会使大鼠全身湿透，擦干可防止低体温。</li>
		<li>重复4.1.3至4.1.5步骤，完成每只待训大鼠每日训练 session 中的3至5次试验。</li>
		<li>从水箱中移除所有通道隔板和终点区域。</li>
		<li>将水箱中的水排空。参见2.2.2。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>每周游泳训练计划
	<ol>
		<li>每周进行5天的每日训练（参见4.1），最好每天在相同时间进行。</li>
		<li>第一次试验的起始位置为前一天成功完成的距离；第二和第三次试验则从更远的距离开始。</li>
		<li>在每次后续的每日训练中，逐步增加大鼠入水位置与终点区域之间的距离。在最初几次训练中，每次增加5-10 cm；当大鼠游泳表现更自如后，每次增加30-50 cm。</li>
		<li>当大鼠学习沿游泳通道直线段游泳时，可采用较大的距离增量。相比之下，学习在通道之间的U形弯道游泳可能需要2-3个训练 session。 
		注意：大鼠在终点区域等待时，常会重新进入水中游泳，和/或在仍坐在终点平台上的情况下将头部浸入水中。</li>
		<li>重复此每日训练方案共3周，以确保大鼠能够成功完成全部5条通道的游泳。这种重复性训练方案可确保迷宫任务的成功完成，尤其因为该迷宫包含交替的左、右U形转弯。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 潜水训练
注意：大鼠成功学会在迷宫中游泳后，即可开始潜水训练。
<ol>
	<li>初次潜水训练（第一天）
	<ol>
		<li>安装起始室。向水箱中注水（参见2.2.1）。确保水位低于起始区域开口处1 cm。</li>
		<li>插入终点区域和通道隔板，形成5条游泳通道。</li>
		<li>在首次潜水训练期间，训练大鼠通过升降平台缓慢下降至起始室的水中。迷宫的入口位于起始室底部。在本次训练中，水位较低，使大鼠能够轻松地从起始室游入迷宫。允许大鼠继续在迷宫中游泳，直至到达终点区域。</li>
		<li>每次试验之间，让大鼠在终点区域停留至少1分钟。 
		注意：训练过程中不要使用外部奖励（即食物），以避免激活大脑中的奖赏回路。</li>
		<li>在终点区域停留结束后，开始下一次试验前，轻柔地握住大鼠1分钟。在此试验前的握持期间，用毛巾轻轻擦干大鼠。</li>
		<li>重复步骤5.1.3至5.1.5，为每只接受训练的大鼠完成3次试验，以结束本次初始潜水训练。</li>
		<li>从水箱中移除所有通道隔板、起始室和终点区域。</li>
		<li>将水箱中的水排空。参见2.2.2。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>初次潜水训练（第二天）
	<ol>
		<li>安装起始室。向水箱中注水（参见2.2.1）。确保水位略高于起始区域的开口。</li>
		<li>插入终点区域和通道隔板，形成5条游泳通道。</li>
		<li>在第二次潜水训练中，水位已升高，大鼠必须将头部潜入起始室边缘下方才能进入迷宫。将此视为大鼠的第一次潜水。允许大鼠随后继续在迷宫中游泳至终点区域。</li>
		<li>每次试验之间，让大鼠在终点区域停留至少1分钟。 
		注意：训练过程中不要使用外部奖励（即食物），以避免激活大脑中的奖赏回路。</li>
		<li>在终点区域停留结束后，开始下一次试验前，轻柔地握住大鼠1分钟。在此试验前的握持期间，用毛巾轻轻擦干大鼠。</li>
		<li>重复步骤5.2.3至5.2.5，为每只接受训练的大鼠完成3次试验，以结束本次潜水训练。</li>
		<li>从水箱中移除所有通道隔板、起始室和终点区域。</li>
		<li>将水箱中的水排空。参见2.2.2。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>初次潜水训练（第三天）
	<ol>
		<li>安装起始室。向水箱中注水（参见2.2.1），确保水位高于起始区域的开口。</li>
		<li>插入终点区域和通道隔板，形成5条游泳通道。在起始区域外立即放置一段水平的有机玻璃板，形成一个5 cm长的潜水隧道。</li>
		<li>在第三次潜水训练中，大鼠必须将头部潜入起始室边缘下方，并在水下向前游动5 cm，才能进入游泳通道的开放水域。允许大鼠随后继续在迷宫中游泳至终点区域。 
		注意：一旦被放置在起始区域，大鼠会自主开始水下潜行，因此这些潜水被视为“自主性”潜水。</li>
		<li>每次试验之间，让大鼠在终点区域停留至少1分钟。 
		注意：训练过程中不要使用外部奖励（即食物），以避免激活大脑中的奖赏回路。</li>
		<li>在终点区域停留结束后，开始下一次试验前，轻柔地握住大鼠1分钟。在此试验前的握持期间，用毛巾轻轻擦干大鼠。</li>
		<li>重复步骤5.3.3至5.3.5，为每只接受训练的大鼠完成3至5次试验，以结束本次潜水训练。</li>
		<li>从水箱中移除所有通道隔板、起始室和终点区域。</li>
		<li>将水箱中的水排空。参见2.2.2。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>每周潜水训练计划
	<ol>
		<li>每周进行5天日常训练（参见5.3），最好每天在相同时间进行。</li>
		<li>第一次试验从前一天成功完成的距离开始。第二和第三次试验则增加潜水距离。</li>
		<li>在后续的每日训练中，通过增加额外的水平隔板来延长潜水隧道的长度，从而增加大鼠必须在水下游泳的距离。在最初的几次训练中，每次增加5–10 cm。当大鼠对潜水表现出更适应时，可每次增加30–50 cm。 
		 注意：不要在连续试验中过度延长潜水距离。如有必要，可抬起水平通道盖的末端，以提供较短的潜水距离。如果在某次潜水试验中，大鼠未能到达潜水隧道末端并在水下开始转身，应迅速抬起通道盖末端，让大鼠浮出水面并继续游泳。这将帮助大鼠成功完成更长距离的潜水。这种正向强化可促使大鼠在每次潜水试验中持续向前穿过水下隧道。</li>
		<li>当大鼠学习在游泳通道的直线段潜水时，可采用较大的距离增量。相比之下，学习在通道之间的U形弯道处潜水可能需要2–3次训练。 
		注意：大鼠在终点区域等待时，常会重新进入水中游泳，和/或在仍坐在终点平台时将头部潜入水中。</li>
		<li>重复此日常训练方案共3周，以确保大鼠能够成功完成全部5条通道的潜水。这种重复性训练方案可确保大鼠顺利完成迷宫任务，尤其是因为迷宫包含交替的左转和右转U形弯道。 
		注意：完整的6周游泳与潜水训练周期，与35 g刚断奶的大鼠生长至300 g体重的时间相吻合。</li>
		<li>日常训练结束后，将大鼠放回其饲养笼中，确保它们通过理毛迅速干燥毛发；如有必要，可在笼子下方放置加热垫，保持大鼠温暖直至毛发干燥。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 实验方案的变体
注意：上述内容已描述基本的实验设置和动物训练方法。然而，行为训练仅提供了一个模型，需结合其他实验技术以采集感兴趣的数据。为研究潜水反应的特定方面，需对基本方案进行修改。以下列举了这些修改方法的示例，以及使用这些生理学和神经解剖学技术采集数据时的一些注意事项。
<ol>
	<li>可植入式遥测发射器
	<ol>
		<li>完成训练后，使用市售的遥测发射器将游泳和潜水大鼠的脉动性动脉血压信号进行无线传输。相关手术及术后恢复操作须获得当地实验动物管理与使用委员会（IACUC）的批准。遵循发射器厂商推荐的植入操作流程，并确保大鼠在返回水中前已完全从手术中恢复。</li>
		<li>当大鼠在水中时，确保接收无线信号的天线位于附近。 
		注意：水会衰减无线信号，因此信号穿过水体的距离成为水箱尺寸设计的限制因素。</li>
		<li>使用手持式天线探头，而非适用于大鼠笼具的大型天线，以便在大鼠穿越迷宫过程中跟随其移动。保持探头天线与大鼠之间的距离在30 cm以内，以确保大鼠处于水下时不会丢失无线信号。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>拖曳式导管
	<ol>
		<li>重新设计通道隔板和构成潜水隧道顶部的水平构件，使导管在大鼠穿越迷宫过程中可随其身后拖曳。 
		注意：通道的模块化设计至关重要，同时还必须允许快速将大鼠从水下迷宫中取出。若导管被卡住并从大鼠体内脱落，若不能迅速重新连接，大鼠可能在水下迅速失血。</li>
		<li>使用拖曳式动脉导管记录自主潜水大鼠的动脉血压和心率。采用一段90 cm长的PE50导管作为拖曳式导管。 
		注意：该导管长度足以将大鼠连接至压力换能器，同时允许其在迷宫中自由移动；同时又足够短，以尽量减少导管死腔，并确保其靠近压力换能器，从而保证动脉压信号的足够保真度。</li>
		<li>使用拖曳式静脉（或动脉）导管注射药物试剂，如副交感神经和交感神经激动剂与拮抗剂，或注射示踪剂或染料以测定心输出量的分布情况。</li>
		<li>在大鼠处于水下时，通过静脉（或动脉）导管采集血样，以测定水下儿茶酚胺水平或血液化学指标。 
		注意：应尽量缩短拖曳式导管的长度，并在采血时考虑导管死腔的影响。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>激活脑干神经元的检测
	<ol>
		<li>利用Fos蛋白的免疫学检测方法，识别参与潜水反应的脑干特定区域。 
		注意：在反复启动心呼吸反射的过程中，参与该反射回路的脑干神经元可被激活，并产生一种称为Fos的蛋白。</li>
		<li>每5分钟重复让大鼠穿越迷宫一次，持续2小时，共进行24次潜水。 
		注意：也可采用其他可诱导神经元Fos蛋白表达的实验方案。为避免激活与应激反应相关的脑干神经元，所重复的行为应纳入行为训练的常规内容中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>潜水过程中的血液皮质酮水平
	<ol>
		<li>使用皮质酮作为评估大鼠在游泳和潜水过程中所受应激水平的指标。</li>
		<li>为获取用于皮质酮分析的血液样本，在3次自主游泳或潜水后15分钟，从大鼠尾静脉采集0.1 ml血液样本。 
		注意：初步实验表明，15分钟足以使皮质酮生成并释放入循环系统，导致血浆皮质酮水平达到峰值。由于皮质酮水平具有昼夜节律性，所有采血操作应安排在每天的同一时间，并与训练时段保持一致。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Butler, P. J., Jones, D. R. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aButler%2C+PJ+%22Advances+in+Comparative+Physiology+and+Biochemistry%22">Advances in Comparative Physiology and Biochemistry</a>. Lowenstein, O. 8, Academic Press. 179-364 (1982).</li>
<li>Butler, P. J., Jones, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Physiology+of+diving+birds+and+mammals%29%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Rev%22%5BJournal%5D)">Physiology of diving birds and mammals).</a> Physiol. Rev. 77, 837-899 (1997).</li>
<li>Butler, P. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Metabolic+regulation+in+diving+birds+and+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Resp.+Physiol.+Neurobiol%22%5BJournal%5D)">Metabolic regulation in diving birds and mammals.</a> Resp. Physiol. Neurobiol. 141, 297-315 (2004).</li>
<li>Foster, G. E., Sheel, A. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+human+diving+response%2C+its+function%2C+and+its+control%5BTitle%5D)+AND+%22Scand.+J.+Med.+Sci.+Sports%22%5BJournal%5D)">The human diving response, its function, and its control.</a> Scand. J. Med. Sci. Sports. 15, 3-12 (2005).</li>
<li>Lindholm, P., Lundgren, C. E. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physiology+and+pathophysiology+of+human+breath-hold+diving%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The physiology and pathophysiology of human breath-hold diving.</a> J. Appl. Physiol. 106, 284-292 (2009).</li>
<li>McCulloch, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+investigating+the+central+control+of+the+mammalian+diving+response%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Animal models for investigating the central control of the mammalian diving response.</a> Front. Physiol. 3, 1-16 (2012).</li>
<li>Krogh, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+progress+of+physiology%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The progress of physiology.</a> Am. J. Physiol. 90, 243-251 (1929).</li>
<li>Panneton, W. M., Gan, Q., Juric, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat%3A+a+laboratory+model+for+studies+of+the+diving+response%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The rat: a laboratory model for studies of the diving response.</a> J. Appl. Physiol. 108, 811-820 (2010).</li>
<li>Lin, Y. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Autonomic+nervous+control+of+cardiovascular+responses+during+diving+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Autonomic nervous control of cardiovascular responses during diving in the rat.</a> Am. J. Physiol. 227, 601-605 (1974).</li>
<li>Lin, Y. C., Baker, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+output+and+its+distribution+during+diving+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac output and its distribution during diving in the rat.</a> Am. J. Physiol. 228, 733-737 (1975).</li>
<li>Huang, T. F., Peng, Y. I. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Role+of+the+chemoreceptors+in+diving+bradycardia+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Jap.+J.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Role of the chemoreceptors in diving bradycardia in the rat.</a> Jap. J. Physiol. 26, 395-401 (1976).</li>
<li>Fahlman, A., Bostrom, B. L., Dillon, K. H., Jones, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+genetic+component+of+the+forced+diving+bradycardia+response+in+mammals%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The genetic component of the forced diving bradycardia response in mammals.</a> Front. Physiol. 2, 1-7 (2011).</li>
<li>Blix, A. S., Folkow, B. Handbook of Physiology. Shepher, J. T., Abboud, F. M. , American Physiological Society. 917-944 (1984).</li>
<li>Kooyman, G. L. Diverse Divers. 200, Springer-Verlag. (1989).</li>
<li>MacArthur, R. A., Karpan, C. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Heart+rates+of+muskrats+diving+under+simulated+field+conditions%3A+persistence+of+the+bradycardia+response+and+factors+modifying+its+expression%5BTitle%5D)+AND+%22Can.+J.+Zool%22%5BJournal%5D)">Heart rates of muskrats diving under simulated field conditions: persistence of the bradycardia response and factors modifying its expression.</a> Can. J. Zool. 67, 1783-1792 (1989).</li>
<li>McCulloch, P. F., Jones, D. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cortical+influences+on+diving+bradycardia+in+muskrats+%28Ondatra+zibethicus%29%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Zool%22%5BJournal%5D)">Cortical influences on diving bradycardia in muskrats (Ondatra zibethicus).</a> Physiol. Zool. 63, 1098-1117 (1990).</li>
<li>McCulloch, P. F., Dinovo, K. M., Connolly, T. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cardiovascular+and+endocrine+responses+to+voluntary+and+forced+diving+in+trained+and+untrained+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">The cardiovascular and endocrine responses to voluntary and forced diving in trained and untrained rats.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 298, 224-234 (2010).</li>
<li>Panneton, W. M., Gan, Q., Dahms, T. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiorespiratory+and+neural+consequences+of+rats+brought+past+their+aerobic+dive+limit%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiorespiratory and neural consequences of rats brought past their aerobic dive limit.</a> J. Appl. Physiol. 109, 1256-1269 (2010).</li>
<li>Chotiyanonta, J. S., DiNovo, K. M., McCulloch, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bilateral+sectioning+of+the+anterior+ethmoidal+nerves+does+not+eliminate+the+diving+response+in+voluntarily+diving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Physiol.+Reports%22%5BJournal%5D)">Bilateral sectioning of the anterior ethmoidal nerves does not eliminate the diving response in voluntarily diving rats.</a> Physiol. Reports. 1, (2013).</li>
<li>Panneton, W. M., Anch, A. M., Panneton, W. M., Gan, Q. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Parasympathetic+preganglionic+cardiac+motoneurons+labeled+after+voluntary+diving%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Parasympathetic preganglionic cardiac motoneurons labeled after voluntary diving.</a> Front. Physiol. 5, 1-10 (2014).</li>
<li>McCulloch, P. F., Ollenberger, G. P., Bekar, L. K., West, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Trigeminal+and+chemoreceptor+contributions+to+bradycardia+during+voluntary+dives+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Regul.+Integr.+Comp.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Trigeminal and chemoreceptor contributions to bradycardia during voluntary dives in rats.</a> Am. J. Physiol. Regul. Integr. Comp. Physiol. 273, 814-822 (1997).</li>
<li>Ollenberger, G. P., Matte, G., Wilkinson, A. A., West, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Relative+distribution+of+blood+flow+in+rats+during+surface+and+submerged+swimming%5BTitle%5D)+AND+%22Comp.+Biochem.+Physiol.+A%22%5BJournal%5D)">Relative distribution of blood flow in rats during surface and submerged swimming.</a> Comp. Biochem. Physiol. A. 119, 271-277 (1998).</li>
<li>Ollenberger, G. P., West, N. H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Distribution+of+regional+cerebral+blood+flow+in+voluntarily+diving+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Exp.+Biol%22%5BJournal%5D)">Distribution of regional cerebral blood flow in voluntarily diving rats.</a> J. Exp. Biol. 201, 549-558 (1998).</li>
<li>McCulloch, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+the+trigeminal+medullary+dorsal+horn+during+voluntary+diving+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Activation of the trigeminal medullary dorsal horn during voluntary diving in rats.</a> Brain Res. 1051, 194-198 (2005).</li>
<li>Panneton, W. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+brainstem+neurons+by+underwater+diving+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Activation of brainstem neurons by underwater diving in the rat.</a> Front. Physiol. 3, 1-13 (2012).</li>
<li>McCulloch, P. F., Panneton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Activation+of+brainstem+catecholaminergic+neurons+during+voluntary+diving+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Activation of brainstem catecholaminergic neurons during voluntary diving in rats.</a> Brain Res. 984, 42-53 (2003).</li>
<li>McCulloch, P. F. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Globosa+neurons%3A+a+distinct+subgroup+of+noradrenergic+neurons+in+the+caudal+pons+of+rats%5BTitle%5D)+AND+%22Brain+Res%22%5BJournal%5D)">Globosa neurons: a distinct subgroup of noradrenergic neurons in the caudal pons of rats.</a> Brain Res. 964, 164-167 (2003).</li>
<li>Panneton, W. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+mammalian+diving+response%3A+an+enigmatic+reflex+to+preserve+life%5BTitle%5D)+AND+%22Physiology%22%5BJournal%5D)">The mammalian diving response: an enigmatic reflex to preserve life.</a> Physiology. 28, 284-297 (2013).</li>
</ol>

作者是 Stoelting 公司的顾问，并出于商业目的向该公司提供了 McCulloch Dive Tank Maze 的整体设计和规格。

野生状态下的大鼠能够并且确实会利用半水生环境，并且在觅食时经常潜入水下6。因此，大鼠能够非常容易地被训练来自愿进行水下潜水也就不足为奇了。所描述的训练程序可能持续长达6周，使刚断奶的大鼠达到大多数成年大鼠脑图谱中常用的身体大小（约300 g）。因此，这些经过训练的动物的大脑将更易于与这些图谱中所确定的解剖结构进行比较。
将大鼠放入起始区域后，大多数大鼠通常会在20秒内开始水下游泳。然而，偶尔也有大鼠可能需要长达5分钟甚至更长时间才会开始自主潜水。尽管在此阶段可能会倾向于迫使大鼠进入水下通道，但通常应避免这样做，以防大鼠将水环境与负面体验联系起来。啮齿类动物可能较为固执，在训练初期有时会拒绝潜水，但一旦它们意识到离开水的唯一方式是完成迷宫中的潜水路径，通常在被放入起始区域后不久便会主动开始潜水。
重复且系统化的训练程序的一个关键方面是，其实施方式应尽量减少大鼠所经历的压力。允许大鼠探索周围环境，尤其是在试次之间的终点区域时，似乎能进一步降低其压力水平。大鼠常常会重新进入水中游泳，或在仍坐在终点平台时将头部潜...

潜水反应包含一系列在所有脊椎动物类别中均可观察到的自主反射1。当动物潜入水中时，这种反射性诱发的反应表现为呼吸暂停、心动过缓以及血流分布的改变，从而维持对心脏、大脑和正在活动的肌肉的血液供应，同时限制对内脏和非活动肌肉的血流2。哺乳动物潜水反应中的许多代谢及心肺功能特征已被广泛研究2,3，包括人类在内的研究也已有报道4,5。然而，直到最近，关于潜水反应中枢整合机制的研究仍相对不足。在脑干内部发生了什么？在这一自主反射过程中，从传入信号到传出信号的神经元逐级通路是怎样的？要回答这些问题，需要一个合适的动物模型6。比较生理学中有一条格言，即克罗格原理7，指出对于每一个研究问题，总存在某种最适合用来方便地研究该问题的动物。研究潜水反应中枢机制最合适的动物之一是大鼠6,8。这在很大程度上是因为大鼠的大脑在解剖结构和功能上均已得到充分表征，并且已有多种大鼠脑图谱可供使用6。此外，大鼠在心肺研究中特别有用，因为其全身主要器官系统的生理特性已被广泛了解，且大鼠被公认为系统生物学研究中的重要动物模型6。最后，实验室大鼠是野生挪威鼠（Rattus norvegicus）的驯化形式，而这种动物通常会游泳并潜入水中6。基于上述因素，大鼠是研究哺乳动物潜水反应中枢机制的理想选择。相比之下，使用海洋动物来研究哺乳动物潜水反应的中枢机制将困难得多，主要原因在于海洋动物的大脑相对较大且尺寸不均一，同时饲养这些动物存在较大难度且成本高昂。
大鼠既往已被用于研究哺乳动物潜水反应的多个方面，主要是在强制性水下浸没的情况下进行研究9-12。然而，许多针对海洋和水生动物的研究表明，浸没为强制性或自主性时，其潜水反应可能存在差异2,13。在强制潜水期间，潜水动物可能出现极为显著的缓脉现象，而在自主潜水期间缓脉程度则明显较轻。强制浸没所带来的“应激”可显著改变多种动物潜水时的心血管反应14。例如，麝鼠等小型啮齿类动物在强制浸没期间的潜水反应也比自主潜水时更为强烈15,16。因此，若使用大鼠研究哺乳动物潜水反应的中枢机制，研究者应意识到，被强制浸没水下的大鼠所产生的反应可能不同于自主潜水的大鼠。
本文的目的是提供详细的操作指南，指导如何训练大鼠自愿潜入水下。这些操作本身在技术上并不复杂，但可能耗时较长。训练过程的设计旨在降低因强制性水下淹没可能引发的应激反应。这种自愿潜水技术可最大限度地减少中枢应激通路的激活，从而更有利于研究哺乳动物潜水反应的中枢机制。仅训练大鼠自愿潜水本身并不能产生可用于研究哺乳动物潜水反应中枢机制的数据。因此，本文还提供了自愿潜水大鼠如何与其他生理学和神经解剖学研究技术结合使用的实例，并说明了为适应这些附加技术，基础潜水训练可能需要进行的相应调整。

<table><tbody><tr><td>McCulloch 潜水迷宫水箱</td><td>Stoelting 公司</td><td>60139</td><td></td></tr><tr><td>内径 1 英寸的管路&amp;nbsp;</td><td>Fisher</td><td>14-169-63</td><td>用于注水或排水</td></tr><tr><td>Plexiglas 大鼠固定装置（经济型平底固定器）</td><td>Braintree</td><td>FB-M/L&amp;nbsp;</td><td>用于强制潜水</td></tr><tr><td>遥测发射器&amp;nbsp;</td><td>DSI</td><td>型号 PA-C40 (270-0040-008)</td><td>用于传输脉动性动脉血压信号</td></tr><tr><td>手持式天线探头</td><td>DSI</td><td>型号 RLA 3000 (272-5007)</td><td>确保在大鼠穿越水下迷宫时，无线电天线靠近发射器</td></tr><tr><td>Intramedic PE50，内径 0.023&quot;</td><td>Fisher</td><td>14-170-12B</td><td>用作拖尾式动脉插管</td></tr><tr><td>N95 口罩 - Moldex #2300N 系列</td><td>Fisher</td><td>19-003-246D</td><td>用于减少吸入大鼠过敏原</td></tr></tbody></table>

训练大鼠自主潜水：哺乳动物潜水反应的研究

Training Rats to Voluntarily Dive Underwater: Investigations of the Mammalian Diving Response

水下潜没会引起几乎所有潜水动物都会出现的自主性生理变化。这种反射性反应包括呼吸暂停、副交感神经介导的心动过缓，以及交感神经介导的血管阻力改变，从而维持对心脏、大脑和运动肌肉的血液供应。尽管海洋动物潜水反应的许多代谢和心肺方面已得到广泛研究，但针对该脑干反射中枢整合机制的研究仍相对不足。由于大鼠的生理学和神经解剖学特征已被充分阐明，因此可利用大鼠来帮助确定哺乳动物潜水反应的中枢通路。本文提供了详细的指导，介绍如何训练大鼠在5米长的聚甲基丙烯酸甲酯（Plexiglas）迷宫中游泳并自愿潜入水下。同时给出了关于水箱设计和实验操作室条件的考虑因素。行为训练过程经过精心设计，以减少可能因强制性水下潜没而引发的应激反应，从而最大限度地降低中枢应激通路的激活。这些训练程序在技术上并不复杂，但可能耗时较长。由于动物行为训练仅能为其他实验技术提供模型，本文还举例说明了自愿潜水大鼠如何与其他生理学和神经解剖学研究技术结合使用，以及基本训练程序可能需要如何调整以适应这些技术。这些实验表明，自愿潜水的大鼠表现出与其他潜水动物典型的相同的心肺反应。大鼠易于训练以实现自愿水下潜水，且已有大量来自其他神经生理学研究的现成数据，这使得自愿潜水大鼠成为研究哺乳动物潜水反应中枢机制的理想行为模型。

成功完成所述的游泳和潜水训练程序可降低大鼠在水下潜水时所经历的应激反应。血液皮质酮水平表明，重复的每日训练可降低与自主潜水相关的应激程度，经过训练的大鼠在潜水时所感受到的应激程度并不比每天被人抓握更高（图2；17）。相反，未经潜水训练的大鼠则认为自主潜水具有应激性（图2；17）。此外，无论是否经过训练，大鼠均认为强制潜水是最具应激性的（图2；17）。
通过植入式遥测装置（图3；8,17-20）和拖尾导管（图4；21-23）记录了游泳、自主潜水和强制潜水大鼠的心血管反应。在自主浸没的瞬间，仅一个心动周期内，心率即下降78%，平均动脉血压下降25%17。这些结果表明，自主潜水的大鼠表现出与其他潜水动物典型的呼吸循环变化相同的特征。通过拖尾动脉导管注射毒蕈碱型拮抗剂阿托品，可消除与自主潜水相...

本文提供了详细的训练方法，指导如何训练大鼠自愿潜入水下，通过一个长5 m的有机玻璃迷宫。由于大鼠的大脑结构已被充分研究，利用自愿潜水的大鼠可能有助于阐明哺乳动物潜水反应的中枢神经通路。

水下潜没会引发几乎所有潜水动物体内自主神经系统的改变。这种反射性反应包括呼吸暂停、心率减慢以及……

以下实验方案的总体目标是训练大鼠游泳，并使其自愿潜入水下，穿过一个五米长的有机玻璃迷宫。该目标的实现首先需要对刚断奶的大鼠进行逐步训练，使其学会在五通道迷宫中游泳，游向位于迷宫一端的抬高终点平台，并逐步增加其到达平台所需游过的距离。当大鼠学会游完整个迷宫后，再训练其将头部浸入起始区域垂直边缘的水面以下。即潜水，进入迷宫并游至终点平台。随后逐渐增加大鼠在水下潜水的距离，直至形成一个长达五米的潜水通道。最后，当大鼠完全训练完成后，可在其游泳和潜水过程中采集脉动性动脉血压读数。最终，哺乳动物潜水反应的核心机制。例如，可以通过对照、非潜水以及经过潜水训练的动物，分析在潜水过程中脑干的哪些区域被激活。由于大鼠的生理学和神经解剖学特征已被充分阐明，训练这些动物自愿进行水下潜水有助于回答潜水生理学领域中的关键问题，例如，负责哺乳动物潜水反应的中枢整合通路究竟是什么。开始游泳训练之前，用新鲜的32摄氏度自来水将水箱注水至约10厘米深。搅拌水体以尽量减少局部温差，并插入终点区域和通道分隔板，形成五个游泳通道。为准备大鼠的首次训练，用手将大鼠缓慢 lowered 至与终点平台正对的位置，然后让动物自行走上平台而不使其沾水。接着，将大鼠缓慢放下，使其足部刚好接触水面，并让它再次走向平台。待大鼠适应该环境后，轻柔地将其从终点区域约3至5厘米处放入水中，注意支撑其足部，让大鼠自行游开，而非直接将其丢入水中。大鼠刚接触水时，由于初次感受到漂浮感，会显得动作不稳，划水动作不协调，同时试图寻找离开水的方法。由于其天生的游泳能力，最终到达附近的终点区域。在后续的实验中，大鼠会在各次试验之间以更加协调的方式向终点区域游泳。让大鼠在终点区域停留至少一分钟，使其能够理毛和探索，从而使终点区域被视为一个安全的场所。经过这一等待期后，在开始下一次试验前，将大鼠握住静置一分钟，并用毛巾轻轻擦干动物，以防止大鼠在训练过程中发生低体温。完成每日三至五次试验的训练后，移除水箱中所有的通道隔板和终点区域，并将水排空。第二天的试验应从大鼠前一天成功完成的距离处开始。随后在接下来的几次每日训练中，将大鼠入水位置与终点区域之间的距离每次增加5至10厘米。当动物表现出对游泳更加适应后，每日增加30至50厘米的距离，直至最终达到5米的距离。在学习游泳过程中，通道之间需完成发夹式转弯。建议采用较小的增幅，动物可能需要进行两到三次训练。在大鼠学习沿泳道直线游泳时，可逐渐增加游泳距离。这里有一个小提示。在水箱的角落放置有机玻璃片。这可以防止动物在游过水箱时爬出，并促进大鼠的正确训练。每天重复此训练方案，持续三周，以确保大鼠能够成功游完全程的五个通道并顺利完成迷宫，尤其是因为该迷宫包含交替的左右发夹弯道。当大鼠学会成功完成穿越迷宫的游泳后，将水箱注水至起始区域开口下方1厘米处。插入终点区域和通道分隔板，形成5条游泳通道，然后开始

training-rats-to-voluntarily-dive-underwater-investigations-mammalian

Research

科研

JoVE Journal

Behavior

行为

训练大鼠自愿潜水水下：哺乳动物潜水响应调查

小鼠能够游泳，但许多品系似乎认为这种活动具有应激性。为解决这一问题，研究人员设计了迷宫，通过让小鼠从浅水中逃脱来激发其行为动机。这些迷宫已被证明至少能支持与传统且广泛应用的莫里斯水迷宫相当的学习效果。...

小鼠浅水（涉水）版水迷宫测试变体

强迫游泳实验已被验证为一种用于评估啮齿类动物潜在抗抑郁药效的实验方法。将实验动物放入盛水的容器中，量化其与逃脱相关的运动行为。本文描述了该实验小鼠版本的常规操作步骤。...

小鼠强迫游泳实验

本文介绍了一种评估斑马鱼应激反应的行为学方法。斑马鱼在受到应激刺激时，倾向于在水箱底部游动，直至应激源被移除。本文提供的示例方案详细描述了实施该检测的逐步操作流程。...

新型水箱潜水实验：一种研究斑马鱼先天应激反应的方法

在本视频中，我们介绍了带有平台重置的莫里斯水迷宫实验，这是一种用于研究啮齿类动物工作记忆的导航任务。...

带平台重置的水迷宫：一种评估工作记忆的方法

评估大鼠行为灵活性等执行功能的能力，有助于研究完整动物和疾病模型中的认知神经生物学机制。本文描述了用于评估策略转换和反转学习的自动化任务，这些任务对前额叶皮层网络的功能障碍尤为敏感。...

评估大鼠行为灵活性的操作性实验方法

本方案描述了强迫游泳实验，该实验用于研究啮齿类动物类似抑郁的行为。该操作包括将动物放入盛有水的容器中，最终导致动物表现出静止行为，这种行为被认为反映了行为绝望。...

强迫游泳实验作为类抑郁行为的模型

本实验方案的目的是研究啮齿类动物的空间认知能力。双H形水迷宫是一种新型测试方法，特别适用于阐明学习、巩固和记忆的不同组分，以及记忆系统之间的相互作用。...

双迷宫：一种用于啮齿类动物学习与记忆研究的稳健行为学测试方法

本方案描述了一种新模型，即健康大鼠通过接触慢性不可预测应激（CUS）大鼠，可在一定时间内通过传染方式产生抑郁样行为。...

一种诱导大鼠抑郁样行为的新方法

本方案介绍了一种通过响片训练实现大鼠笼具更换的方法。大鼠不仅可以通过直接训练学习目标行为，还能通过观察学习掌握该行为。实施这一快速且简便的方案，可能有助于改善啮齿类动物饲养设施中的福利与卫生状况。...

使用点击器训练与社会观察法教会大鼠自愿更换笼子

本方案描述了一种在大鼠模型中研究社会等级的方法。大鼠执行一项复杂的潜水取食任务，根据其潜入水下并游泳获取食物颗粒的意愿形成明确的等级关系。该方法用于理解高度社会性动物在小群体中的决策行为及社会关系。...

一种用于研究大鼠社会结构与相互作用的复杂潜水觅食任务

学习训练大鼠自愿潜水的方法，通过五米长的有机玻璃迷宫研究哺乳动物潜水反应。该实验可采集动脉血压数据，帮助探索中枢神经系统在潜水反射中的整合通路。

训练大鼠自主潜水：哺乳动物潜水反应的研究

探索更多视频