Name: 对于肿瘤基质相互作用的三维共培养模式 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-02-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 39 s
Description: 了解三维共培养方法用于研究肺癌细胞与肿瘤相关成纤维细胞的相互作用。该方法利用胶原凝胶基质模拟肿瘤微环境，为研究癌症侵袭和基质相互作用提供了比传统二维培养更真实的平台。

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本研究得到了科学研究费补助金（KAKENHI）（26461185 和 25460137）的资助。

注意：本研究已获得相应伦理委员会的批准。
1. 人肺成纤维细胞的原代培养
<ol>
	<li>肺组织的采集：
	<ol>
		<li>直接从外科手术室获取人肺组织样本。从癌变和非癌变肺组织中分别采集约 1 cm3 的组织块，非癌变组织样本应尽可能远离肿瘤部位采集。</li>
		<li>将组织样本悬浮于添加了 100 单位/ml 青霉素、100 μg/ml 链霉素和 0.25 μg/ml 两性霉素 B 的杜尔贝科改良伊格尔培养基（DMEM）中（无血清培养基）。将悬浮的样本置于无菌的 50 ml 离心管中，并转移至实验室。 
		注：成纤维细胞相较于上皮细胞、内皮细胞和平滑肌细胞等其他细胞类型具有更强的迁移性和增殖能力。组织块外翻法正是利用了成纤维细胞的这些特性，从组织切片中长出的细胞以成纤维细胞为主。经过数次传代后，其他类型的细胞在含 10% 胎牛血清（FBS）的 DMEM 培养基中无法存活和扩增，从而获得纯化的成纤维细胞培养物。细胞可在原代培养后第 3–7 代使用。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>组织块培养及细胞外翻的准备：
	<ol>
		<li>采用先前报道的方法并加以改进进行成纤维细胞的原代培养5。</li>
		<li>在实验室中，将组织样本置于 10 cm 组织培养皿中，不加培养基，使用无菌镊子和手术刀将其切成约 2–3 mm 大小的小块。操作过程中应避免组织干燥，否则将影响细胞外翻的效率。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>上皮细胞层与结缔组织的分离：
	<ol>
		<li>将切好的组织块浸泡于含有 2,000 PU/ml 分散酶 I 的培养基中，在 4 °C 下孵育 16 小时。</li>
		<li>将组织块转移至培养皿中，分离上皮细胞层与其相邻的结缔组织。在超净工作台中进行操作，以避免微生物污染。 
		注：若需进行上皮细胞的原代培养，请执行步骤 1.3；若仅需分离成纤维细胞，则可省略步骤 1.3，因为后续的组织块培养和细胞传代不利于上皮细胞生长，从而获得纯化的成纤维细胞群体。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>组织块的贴附：
	<ol>
		<li>使用两把手术刀将组织切成 1 mm 大小的碎片。若碎片过大，则容易从培养皿上脱落，导致细胞无法在皿表面外翻生长。</li>
		<li>将小块肺组织彼此分开放置，使每一块周围均留有空隙区域。使用手术刀片在组织培养皿表面划痕，以促进组织块的贴附。 
		注：划痕似乎也有助于细胞外翻，为细胞迁移提供路径。
		<ol>
			<li>或者，将切碎的组织块分别放入 6 孔板的各个孔中，并用盖玻片覆盖。使用硅脂将盖玻片固定在孔板表面。</li>
			<li>使用无菌针头在每个孔中相距 1.5 cm 的两个位置点加硅脂。覆盖组织块可提高细胞外翻效率，并在多次传代后增强细胞扩增效果。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>后续组织块培养：
	<ol>
		<li>在组织块干燥前轻柔地加入培养基，因为一旦样本干燥，细胞外翻效率将显著下降。加入培养基时不可过快，以免导致组织块脱落。</li>
		<li>在含 10% FBS 的 DMEM 中培养细胞。加入足够覆盖组织的培养基，但不宜过多，以免组织漂浮；过多的浮力会促进组织块从皿上脱落。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>细胞传代：
	<ol>
		<li>始终小心操作培养基，频繁移动培养皿可能导致组织块脱落。</li>
		<li>将培养皿置于 37 °C 培养箱中培养 5–7 天。每隔一天更换一次培养基，换液过程中尽量减少对培养皿的操作。成纤维细胞将在接下来的几周内从组织块边缘向外生长。 
		注：约 2–3 周后，外翻的成纤维细胞几乎达到汇合状态，具体取决于培养表面积的大小。</li>
		<li>用 1× PBS 洗涤细胞，然后向培养板中加入 1 ml 胰蛋白酶 I。</li>
		<li>胰酶消化后，加入 9 ml 含 10% FBS 的 DMEM 终止消化并吹打下细胞。将悬浮于培养基中的细胞连同组织块一起收集至 10 ml 离心管中。离心后形成细胞沉淀，将沉淀重悬于新鲜培养基中。</li>
		<li>将细胞和组织块接种至新的培养皿中，此时组织块无法贴壁，而细胞则贴壁并继续生长。次日通过吸除去除漂浮的组织块，并更换培养基。贴壁的成纤维细胞将在后续培养中持续扩增。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 人肺成纤维细胞与癌细胞的三维共培养
<ol>
	<li>细胞与试剂的准备：
	<ol>
		<li>每个孔大约使用 2 × 105 个上皮细胞和 2.5 × 105 个成纤维细胞。准备 I 型胶原蛋白（3 mg/ml，pH 3）、胎牛血清（FBS，100%）、重构缓冲液（50 mM NaOH、260 mM NaHCO3、200 mM HEPES）、5× DMEM、含 10% FBS 的 DMEM（用于成纤维细胞培养），以及 3D 共培养培养基（成纤维细胞培养基与癌细胞培养基按 1:1 混合）。</li>
		<li>在含 10% FBS 的 DMEM 中培养 A549 肺腺癌细胞、成纤维细胞以及 A549 3D 共培养体系。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>胶原凝胶的形成：
	<ol>
		<li>用 1× PBS 洗涤在 10 cm 培养皿中培养的成纤维细胞，加入 1 ml 胰蛋白酶 I。在 37 °C 下消化约 5 分钟后，用 9 ml 含 10% FBS 的 DMEM 终止消化并吹打收集细胞。将细胞悬液收集至 10 ml 离心管中，在 200–300 × g 条件下离心形成细胞沉淀。</li>
		<li>将所得细胞沉淀重悬于 100% FBS 中，细胞密度为 5 × 105/ml。</li>
		<li>在冰上制备胶原凝胶。在操作前将试剂、移液器和离心管预先冷却至冰箱中。即使在冰上，混合物也会部分凝固，总体积小于各组分体积之和。</li>
		<li>在每个孔中，通过混合以下成分制备胶原凝胶：0.5 ml 含成纤维细胞的 FBS 悬液（2.5 × 105 个细胞）、2.3 ml I 型胶原蛋白、670 μl 5× DMEM 和 330 μl 重构缓冲液。将凝胶置于室温下使其迅速凝固。
		<ol>
			<li>剧烈吹打以确保混合均匀。吹打过程中避免产生气泡。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>将混合液（3 ml）加入 6 孔板的每个孔中，在 37 °C 培养箱中静置 30–60 分钟，使其充分凝胶化。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在胶原凝胶上进行癌细胞培养：
	<ol>
		<li>采用先前报道的方法并加以改进进行三维共培养6。</li>
		<li>将癌细胞重悬于 3D 共培养培养基中（对于 A549 细胞可使用含 10% FBS 的 DMEM），细胞密度为 1 × 105/ml。</li>
		<li>将 2 ml 重悬的细胞悬液（含 2 × 105 个细胞）均匀铺加至每块凝胶表面。根据实验条件可调整共培养中癌细胞或成纤维细胞的数量。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>凝胶收缩：
	<ol>
		<li>将凝胶在 37 °C 培养过夜，使癌细胞充分贴附于胶原凝胶。随后将每块凝胶剥离，于 6 孔板的每个孔中建立“悬浮培养”体系。 
		注：通过悬浮培养，共培养的癌细胞与成纤维细胞之间的细胞相互作用可介导机械张力和胶原降解，从而引起凝胶尺寸的多种变化。</li>
		<li>使用倾斜的 21 G 针头或小刮铲将每块凝胶从孔壁边缘分离。每隔 2–3 天更换 2 ml 新鲜的 3D 共培养培养基。连续 5 天每天测量每块凝胶的尺寸。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>胶原凝胶的分析：
	<ol>
		<li>使用胶原定量方法（如 Sircol 法）测定每块凝胶中的胶原含量。从凝胶中提取 RNA 后，进行转录组分析或定量 RT-PCR5。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 气液界面培养与侵袭实验
<ol>
	<li>将胶原凝胶在 37 °C 下培养 5 天后，通过将其置于新 6 孔板中的筛网（70 μm 孔径）上使其暴露于空气中。筛网可由市售的流式细胞术用细胞滤器制成。</li>
	<li>用无菌移液器轻轻向每孔加入 11 ml 3D 共培养基。</li>
	<li>使用无菌勺子将凝胶放置在筛网上，并去除凝胶表面残留的培养基。在此条件下，使凝胶浸没于培养基中，同时将凝胶的上表面暴露于空气。将此培养条件定义为空气-液体界面。 
	注意：在 37 °C 培养箱中维持空气-液体界面培养 5–7 天后，侵袭性癌细胞会迁移进入凝胶。根据细胞类型以及细胞间相互作用的结果，空气-液体界面培养可诱导癌细胞出现不同程度的形态学改变。</li>
	<li>用于组织学评估时，将凝胶在室温下用福尔马林溶液固定过夜，并包埋于石蜡中。对垂直切片（4 μm）进行苏木精-伊红（H&amp;#38;E）染色。对切片进行免疫组织化学分析4。</li>
</ol>

<ol><li>Strell, C., Rundqvist, H., Ostman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fibroblasts-a+key+host+cell+type+in+tumor+initiation%2C+progression%2C+and+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Ups.+J.+Med.+Sci%22%5BJournal%5D)">Fibroblasts-a key host cell type in tumor initiation, progression, and metastasis.</a> Ups. J. Med. Sci. 117 (2), 187-195 (2012).</li>
<li>Augsten, M., Hägglöf, C., Peña, C., Ostman, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+digest+on+the+role+of+the+tumor+microenvironment+in+gastrointestinal+cancers%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Microenviron%22%5BJournal%5D)">A digest on the role of the tumor microenvironment in gastrointestinal cancers.</a> Cancer Microenviron. 3 (1), 167-176 (2010).</li>
<li>Augsten, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cancer-Associated+Fibroblasts+as+Another+Polarized+Cell+Type+of+the+Tumor+Microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Front.+Oncol%22%5BJournal%5D)">Cancer-Associated Fibroblasts as Another Polarized Cell Type of the Tumor Microenvironment.</a> Front. Oncol. 4, 62(2014).</li>
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<li>Calvo, F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanotransduction+and+YAP-dependent+matrix+remodelling+is+required+for+the+generation+and+maintenance+of+cancer-associated+fibroblasts%5BTitle%5D)+AND+%22Nat.+Cell+Biol%22%5BJournal%5D)">Mechanotransduction and YAP-dependent matrix remodelling is required for the generation and maintenance of cancer-associated fibroblasts.</a> Nat. Cell Biol. 15 (6), 637-646 (2013).</li>
<li>Horie, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Histamine+induces+human+lung+fibroblast-mediated+collagen+gel+contraction+via+histamine+H1+receptor%5BTitle%5D)+AND+%22Exp.+Lung+Res%22%5BJournal%5D)">Histamine induces human lung fibroblast-mediated collagen gel contraction via histamine H1 receptor.</a> Exp. Lung Res. 40 (5), 222-236 (2014).</li>
</ol>

作者声明不存在相互竞争的经济利益。

CAFs 构成癌细胞周围细胞外基质（ECM）的主要部分，不仅为肿瘤提供结构支架，还积极参与肿瘤的发展7。越来越多的证据揭示了 CAFs 或其相关分子对最终预后的影响，凸显了 CAF 介导的肿瘤进展的关键作用8。
在之前的研究中，我们采用组织块法分离肺部CAFs4。在本实验中，维持组织切片与培养皿表面的黏附至关重要。若组织切片漂浮于培养基中，则细胞无法从组织中迁移出来；一旦组织切片脱离表面，便无法在同一培养皿上继续用于细胞外生长。切割组织时产生的渗出物可作为黏附于培养皿表面的“胶水”。使用盖玻片固定组织切片时，所用封固剂的量也十分关键：用量过少会导致盖玻片无法固定，而用量过多则会遮蔽细胞培养区域。利用盖玻片并施加适当压力固定组织切片，是促进细胞外生长的关键步骤。
目前，癌细胞增殖和侵袭的实验模型主要依赖于二维单层组织培养或Boyden小室实验。为了更深入地理解细胞间通讯以及细胞外基质（ECM）对癌细胞行为的调控作用，三维共培养是一种强有力的工具。类器官培养也有助于...

癌组织可被视为一种器官，其演化过程依赖于癌细胞与肿瘤间质微环境之间的密切相互作用，后者由癌症相关成纤维细胞（CAFs）、免疫细胞、肿瘤血管以及细胞外基质（ECM）构成。CAFs 是多种可溶性因子（如细胞因子、生长因子和趋化因子）的主要来源，这些因子对癌细胞具有促有丝分裂、促迁移和促侵袭的作用。此外，CAFs 还能促进肿瘤血管生成，并募集骨髓来源细胞（BMDC）等前体细胞。活化的 CAFs 参与 ECM 的合成与重塑，从而促进癌细胞的生长与扩散1。CAFs 还可形成有利于肿瘤细胞定植和转移的微环境，并能够将干细胞样表型赋予邻近的癌细胞。病理学观察表明，癌组织中的间质反应或纤维化改变提示预后不良。近期研究还发现，肿瘤间质特征（如基因表达谱）可用于预测患者的预后。此外，CAFs 分泌的因子可调节肿瘤对化疗的敏感性，凸显了 CAFs 在决定药物敏感性与耐药性中的关键作用2。
由于癌症相关成纤维细胞（CAFs）通过介导CAFs与肿瘤微环境中不同类型细胞之间相互作用的信号通路，在促进肿瘤进展中发挥多重作用，因此它们作为癌症治疗的新靶点正受到越来越多的关注。癌症微环境中细胞群体的异质性为靶向CAFs带来了挑战。已有若干CAFs的标志物被提出，例如α-平滑肌肌动蛋白（α-SMA）、成纤维细胞活化蛋白（FAP）和成纤维细胞特异性蛋白-1（FSP-1：也称为S100A4）；然而，这些分子标志物并不能特异性地区分CAFs与非癌组织中存在的其他细胞3。因此，需要进一步研究以更深入地了解CAFs的特异性特性。为此，将原代培养的CAFs与患者匹配的正常成纤维细胞进行比较表征具有重要意义。
近期，多项研究报道了来源于不同癌症类型的患者源性癌相关成纤维细胞（CAFs）的分析结果，揭示了其相较于非癌组织来源的成纤维细胞具有独特的基因表达模式和细胞行为特征。我们利用从人肺癌组织中分离得到的CAFs，建立了一种三维共培养方法，可用于评估肺来源CAFs的生物学特性。在该模型中，我们研究了CAFs对肺癌细胞侵袭、增殖以及胶原凝胶收缩的影响，从而在实验上重现了肺CAFs促进肿瘤发展的功能作用4。

<table><tbody><tr><td>DMEM</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>D5796</td><td></td></tr><tr><td>FBS</td><td>GIBCO</td><td>10437</td><td></td></tr><tr><td>Ⅰ型胶原蛋白A</td><td>Nitta gelatin Inc.</td><td>CELL-1A</td><td></td></tr><tr><td>重悬缓冲液</td><td>Nitta gelatin Inc.</td><td></td><td></td></tr><tr><td>盖玻片</td><td>NUNC</td><td>174934</td><td></td></tr><tr><td>硅脂</td><td>Dow Corning Toray</td><td>高真空润滑脂</td><td></td></tr><tr><td>Dispase I</td><td>WAKO</td><td>386-02271</td><td></td></tr><tr><td>6孔板</td><td>BD Falcon</td><td>353046</td><td></td></tr><tr><td>细胞筛（70 &amp;mu;m）</td><td>BD Falcon</td><td>352350</td><td></td></tr></tbody></table>

三维共培养模型用于肿瘤-间质相互作用研究

Three-dimensional Co-culture Model for Tumor-stromal Interaction

癌症的发生（起始、生长、侵袭和转移）是通过恶性细胞与周围肿瘤间质细胞相互作用而实现的。肿瘤微环境由多种细胞类型组成，例如成纤维细胞、免疫细胞、血管内皮细胞、周细胞以及骨髓来源的细胞，这些细胞嵌入在细胞外基质（ECM）中。癌症相关成纤维细胞（CAFs）通过分泌可溶性因子、促进血管生成以及重塑ECM，在肿瘤发生过程中发挥促瘤作用。目前针对癌细胞存活、增殖、迁移和侵袭的实验模型，主要依赖于二维的单细胞或单层组织培养，或Boyden小室实验。然而，这些实验并不能精确反映病变器官中的生理或病理条件。为了更深入地理解肿瘤间质或肿瘤基质之间的相互作用，多细胞和三维培养体系为研究细胞间通讯以及细胞外基质对癌细胞行为的依赖性调控提供了更强大的工具。作为此类研究的平台，我们提出一种实验模型，即在嵌有原代培养的CAFs的胶原凝胶上共培养癌细胞。

这种共培养方法通过模拟肿瘤微环境，成为研究癌细胞与嵌入胶原凝胶中的成纤维细胞之间相互作用的有效工具。在先前的研究中，该实验模型评估了三个参数：胶原凝胶收缩、癌细胞侵袭以及形态学变化。同时通过Ki67免疫染色法估测癌细胞的增殖情况4。肺组织样本取自切除肺叶中的癌变区域和非癌变区域（图1A）。将样本切碎成小块，并在添加10%胎牛血清（FBS）的DMEM培养基中进行培养（图1B）。在显微镜下观察从组织块中迁移生长出的成纤维细胞（图1C）。将原代培养的肺成纤维细胞嵌入胶原凝胶中（图2A, a），并在凝胶上共培养A549肺癌细胞（图2A, b）。在培养基中进行漂浮培养后（图2A, c），将凝胶进一步置于气-液界面条件下继续培养（图2A, d）。随后用福尔马林固定凝胶，用于免疫组织化学分析（图2A, e）。对于气-液界面培养，将凝胶置于6孔板中一个网格支架上（...

本文介绍一种三维共培养方案，可用于研究多细胞相互作用以及细胞外基质对癌细胞行为的调控作用。在此实验模型中，将癌细胞培养在嵌有人大肠癌相关成纤维细胞的胶原凝胶上。

癌症进展（起始、生长、侵袭和转移）通过恶性细胞与周围肿瘤间质之间的相互作用发生……

本实验的总体目标是通过三维共培养方法研究肺癌细胞与癌相关成纤维细胞之间的细胞相互作用。首先，从获取的肺组织中分离人源肺癌相关成纤维细胞，将组织剪碎至约1毫米大小，进行原代培养。第二步是制备嵌有成纤维细胞的胶原凝胶，通过将胶原溶液与胰蛋白酶消化后的细胞混合，转移至六孔板中使其凝固。接下来将肺腺癌细胞接种到每种凝胶表面，以制备癌细胞与成纤维细胞的三维共培养体系，并将凝胶从孔壁边缘分离，形成悬浮培养。最后一步是通过将收缩后的凝胶置于六孔板中的网格上，使其暴露于空气-液体界面，从而进行气液界面培养及侵袭实验。最终通过组织学检查评估癌细胞的侵袭能力及形态学变化。与现有的二维单层培养等方法相比，该方法的主要优势在于能够在三维培养条件下研究多细胞间的相互作用。本实验流程首先从获取的肺组织中进行成纤维细胞的原代培养，具体步骤如文本方案中所述并已引用相关文献。在本视频中，使用小鼠肺脏而非人肺癌组织。将肺组织样本置于一个10厘米的组织培养皿中，不加培养基。使用无菌镊子和手术刀将组织切成约1毫米大小的小块。在此过程中，避免组织干燥，否则会影响细胞爬出的效率。将小块肺组织彼此分开放置，以确保每块周围留有空余区域。使用手术刀片在组织培养皿表面划痕。或者，在多次传代后，组织块的覆盖可增强细胞迁移和细胞增殖的效果。首先，在每个孔中相距 1.5 厘米的两个位置放置硅脂。接下来，将剪碎的组织块分别放置于每个孔的中央。然后使用硅脂将盖玻片固定在培养板表面。在组织切片干燥之前，轻轻向培养皿或六孔板中加入培养基。大部分情况下，细胞的有效迁移生长能力会丧失。如果样本变干，切勿过快地加入培养基，以免组织切片脱落，影响胶原凝胶的形成。用一倍磷酸盐缓冲液（PBS）洗涤成纤维细胞，然后加入胰蛋白酶作用约五分钟，以使迁移生长的细胞脱落。在37摄氏度下，使用9毫升添加了10% FBS的DMEM培养基消化细胞，收集悬浮于培养基中的细胞至10毫升离心管中，并在200至300 ×g条件下离心以形成细胞沉淀。将所得沉淀重悬于100% FBS中，细胞密度为每毫升50万个细胞。在制备胶原凝胶前，将试剂、移液器和离心管置于冰箱中预冷。接下来，通过将成纤维细胞悬液与胎牛血清、I型胶原蛋白、5倍DMEM以及重构缓冲液充分混合来制备胶原凝胶，使用移液器剧烈吹打以确保混合均匀，并在移液过程中避免产生气泡。然后将3毫升该混合液加入6孔板的每个孔中，在37摄氏度的培养箱中静置30至60分钟，使其不受干扰地凝固，用于后续在胶原凝胶上进行癌细胞培养。将癌细胞以每毫升1×10⁵个细胞的密度悬浮于3D共培养培养基中。将重悬的 A549 肺腺癌细胞溶液各 2 毫升加入每块凝胶表面。根据实验条件，调整共培养体系中癌细胞或成纤维细胞的细胞数量，以进行凝胶收缩实验。将凝胶在 37 摄氏度下孵育过夜，使癌细胞能够黏附于胶原凝胶。然后将每个凝胶分离，并在每

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对于肿瘤基质相互作用的三维共培养模式

异质性三维 体外 卵巢癌起始与进展过程中间质-上皮相互作用的建模

本视频展示了一种建立三维肿瘤球体与T细胞共培养的方法。首先制备含有肿瘤球体的琼脂糖微孔模具，随后加入T细胞。经过孵育后，该体系可在可控的三维环境中研究T细胞与肿瘤球体之间的相互作用。...

肿瘤类球体中浸润性T细胞的三维共培养模型

通过将脑组织切片与癌细胞进行器官型共培养，可以在癌细胞侵袭脑组织的过程中，利用荧光显微镜以及明场（视频）显微镜观察其形态学变化。该模型系统还支持细胞交换与补充操作，并可进行多种实验干预和分析。...

具有类器官脑切片与癌细胞三维球体的共培养系统

关键词：共培养系统，类器官脑切片，癌细胞，三维球体，肿瘤微环境，脑转移，体外模型

在重建基底膜上进行乳腺上皮细胞的三维培养是一种有效模拟 体内...

三维培养：研究乳腺细胞正常腺泡结构与恶性转化的工具

我们展示了一种生成三维乳腺癌替代模型的方法，该模型可通过灌注生物反应器系统进行培养，以提供氧气和营养物质。在培养完成后，将替代模型固定并经处理制成石蜡包埋样本，用于评估相关参数。本文详细说明了其中一项参数——细胞密度的评估方法。...

制备与分析 体外 三维乳腺癌替代模型

将癌细胞嵌入胶原凝胶中，然后夹在无细胞的纤维蛋白凝胶内，以构建一种三维培养系统，在该系统中可监测癌细胞的侵袭性及卫星肿瘤的形成。...

三维培养实验用于探究癌细胞侵袭性及卫星肿瘤形成

建立了一种体外模型系统，用于在与癌症相关成纤维细胞（CAFs）的三维（3D）共培养中捕获肺鳞状细胞癌（LUSC）进展过程中的组织结构变化。该类器官系统为研究多种肿瘤细胞内在和外在变化在调控肿瘤表型中的作用提供了独特的平台。...

多维共培养系统模拟肺鳞状细胞癌进展

建立了一种基于肿瘤细胞与基质成纤维细胞异质相互作用的新型三维球体模型。本文介绍了肿瘤细胞与基质成纤维细胞的共培养、延时成像及共聚焦显微镜技术，用于可视化球体的形成过程。该三维模型为研究肿瘤-基质相互作用及筛选抗癌治疗药物提供了一个恰当的研究平台。...

一种新型的由基质成纤维细胞调控的三维肿瘤球模型，用于研究肿瘤-基质相互作用及药物发现

该方法可同时评估三维球状体实验中的癌细胞侵袭和T细胞介导的细胞毒性。球状体在无支架的琼脂糖多微孔模具中生成。共培养及包埋于I型胶原基质均在同一装置内完成，从而可实时监测癌细胞的侵袭行为以及T细胞介导的细胞毒性效应。...

在三维培养中监测癌细胞侵袭和T细胞毒性

全面的 体外 缺乏能够真实再现相关人类疾病的模型。本研究介绍了三维（3D）肿瘤球体的构建与培养，一种可靠的 体外...

一种用于研究肝细胞癌中肿瘤-间质相互作用的三维球状模型

迫切需要能够模拟异质细胞间串扰的三维癌症模型来研究癌症转移。本研究展示了在有支架和无支架环境中构建异质多细胞间质-上皮模型的方法，可用于研究细胞侵袭行为及空间分布特征。...

无支架三维上皮癌细胞培养中异源多细胞间质细胞驱动侵袭

了解三维共培养方法用于研究肺癌细胞与肿瘤相关成纤维细胞的相互作用。该方法利用胶原凝胶基质模拟肿瘤微环境，为研究癌症侵袭和基质相互作用提供了比传统二维培养更真实的平台。

三维共培养模型用于肿瘤-间质相互作用研究

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