Name: 一步一步:显微外科培训方法相结合的两个无生命的动物模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-05-09T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 25 s
Description: 学习显微外科培训方法，使用鸡腿和鸡翅两种无生命动物模型进行血管吻合练习。该方法通过显微镜下操作股动脉和肱动脉，帮助初学者安全有效地掌握显微外科技术，为活体手术做好准备。

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作者没有致谢。

1. 准备：
<ol>
	<li>准备一台台式体视显微镜，具备3.5倍至45倍可变放大倍数、200 mm工作距离、55至75 mm可调瞳距，并配备LED环形光源附件。任何性能相似的显微镜均可使用，该设备可放置于小型实验台，且价格相对低廉。</li>
	<li>准备一套显微外科器械，包括两把显微镊、一把解剖剪和一把持针器；此为最低配置要求，需注意这些仅为练习用器械，无需使用高端品质的仪器。</li>
	<li>所有练习均使用9/0单丝显微缝合线。在本地超市购买市售鸡腿或鸡翅以及食用色素。</li>
	<li>使用20 G血管导管对鸡股动脉进行通畅性测试；对于肱动脉，则需使用较细的27 G导管。这些材料可通过互联网、本地药店或随器械套装一并购买。另需购买市售注射器用于注入食用色素。</li>
</ol>
2. 大体解剖技术：
<ol>
	<li>股血管的暴露方法较为直接。对于鸡大腿，采用钝性分离技术，在股骨骨干内侧进行操作，将股骨肌肉与骨骼分离，从而暴露股动脉、股静脉和神经。神经可进一步分离为两条独立的神经束，用于不同类型的神经修复训练。</li>
	<li>为了暴露鸡翅中的臂动脉，使用剪刀从肩部至翅尖沿纵轴切开皮肤，观察走行于肱二头肌与肱三头肌之间的动脉。</li>
</ol>
3. 推荐的训练方案：
<ol>
	<li>使用股动脉进行训练。 
	注意：训练方案的第一步是用鸡股动脉进行练习。</li>
</ol>

<ol>
	<li>将组织置于显微镜下，开始显微外科解剖。游离股动脉与其下方组织，并将其水平切断。进行外膜剥离术。使用显微镊和显微剪仔细清除覆盖在动脉管腔上的任何外膜组织。用普通自来水冲洗管腔内部。记录开始时间。</li>
	<li>进行端对端吻合。
	<ol>
		<li>从动脉背侧、操作者对侧开始。放置第一针；若水平操作，则从左侧开始；若垂直操作，则从下侧开始。进针方向为从动脉外壁穿入管腔，再从管腔穿出至动脉外壁。</li>
		<li>打结时先打一个双结，随后交替方向打两个单结。用上述技术完成整个后壁的缝合。</li>
		<li>若水平操作，则从右侧开始；若垂直操作，则从上侧开始，放置一针：从动脉外壁穿入管腔，再从管腔穿出至外壁。按上述方法打结。重复步骤3.1.2.2所述操作，完成前壁缝合。</li>
		<li>记录最终时间，以便保留操作时间记录，从而监控自身进步情况。 
		注：作者更倾向于采用单向连续缝合法；但也可练习其他类型的显微缝合技术。建议受训者以本方法完成约25例显微吻合手术后，再尝试其他临床场景，包括动脉缺损的静脉移植、端对端神经修复，以及使用静脉套管修复神经缺损。微血管外科中一项重要的技术——连续或运行缝合，也可通过本训练方法掌握：操作时按3.1.2.1步骤进行，但不剪断缝线，持续按3.1.2.1方式进针，直至完成全部缝合，最后将末端缝线与起始缝线打结固定。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol start="2">
	<li>肱动脉训练
	<ol>
		<li>将标本置于显微镜下，按照上述股动脉的操作步骤完成手术。 
		注意：唯一区别在于尺寸。肱动脉比股动脉小得多，吻合难度显著增加。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>通畅性测试
	<ol>
		<li>将一根光滑的20或27 G血管导管穿过吻合口，以检查缝线是否将血管壁两侧缝合在一起造成阻塞。</li>
		<li>将装有市售食用色素的注射器连接至血管导管末端，向动脉内灌注染料，检测是否有喷射性渗漏。</li>
		<li>沿纵轴切开动脉，观察缝线排列是否平行、缝合所带入的管壁组织量。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Lee, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Historical+events+on+development+of+experimental+microsurgical+organ+transplantation%5BTitle%5D)+AND+%22Yonsei+Med+J%22%5BJournal%5D)">Historical events on development of experimental microsurgical organ transplantation.</a> Yonsei Med J. 45 (6), 1115-1120 (2004).</li>
<li>Shurey, S., Akelina, Y., Legagneux, J., Malzone, G., Jiga, L., Ghanem, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+rat+model+in+microsurgery+education%3A+classical+exercises+and+new+horizons%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">The rat model in microsurgery education: classical exercises and new horizons.</a> Arch Plast Surg. 41 (3), 201-208 (2014).</li>
<li>Olabe, J., Olabe, J., Sancho, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Human+cadaveric+infusi%C3%B3n+model+for+neurosurgical+training%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Human cadaveric infusión model for neurosurgical training.</a> Surg Neurol. 72, 700-702 (2009).</li>
<li>Peled, I. J., Kaplan, H. Y., Wexler, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsilicone+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsilicone anastomoses.</a> Ann Plast Surg. 10 (4), 331-332 (1983).</li>
<li>Gluer, N. M., Rao, G. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Canniesburn+%E2%80%9Cever-ready%E2%80%9D+model+to+practise+microsurgery%5BTitle%5D)+AND+%22Br+J+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Canniesburn “ever-ready” model to practise microsurgery.</a> Br J Plast Surg. 43 (3), 381-382 (1990).</li>
<li>Hino, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Training+in+microvascular+surgery+using+a+Chicken+wing+artery%5BTitle%5D)+AND+%22Neurosurgery%22%5BJournal%5D)">Training in microvascular surgery using a Chicken wing artery.</a> Neurosurgery. 52 (6), 1495-1498 (2003).</li>
<li>Marsh, D. J., Norton, S. E., Mok, J., Patel, H. D., Chen, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+the+Chicken+thigh+model%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training the Chicken thigh model.</a> Ann Plast Surg. 59 (3), 355-356 (2007).</li>
<li>Jeong, H. S., Moon, M. S., Kim, H. S., Lee, H. K., Yi, S. Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+with+fresh+chicken+legs+and+their+histological+characteristics%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Plast+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training with fresh chicken legs and their histological characteristics.</a> Ann Plast Surg. 70 (1), 57-61 (2013).</li>
<li>Couceiro, J., Ozyurekoglu, T., Sanders, S., Tien, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+regimen+with+nonliving+chicken+models%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training regimen with nonliving chicken models.</a> Microsurgery. 33 (3), 251-252 (2013).</li>
<li>Phoon, A. F., Gumley, G. J., Rtshiladze, M. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgical+training+using+a+pulsatile+membrane+pump+and+chicken+thigh%3A+A+new%2C+realistic%2C+practical%2C+nonliving+educational+model%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Microsurgical training using a pulsatile membrane pump and chicken thigh: A new, realistic, practical, nonliving educational model.</a> Plast Reconstr Surg. 126 (5), 278e-279e (2010).</li>
<li>Zhou, Y., Gu, X., Xiang, J., Qian, S., Chen, Z. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+comparative+study+on+suture+versus+cuff+anastomosis+in+mouse+cervical+cardiac+transplant%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">A comparative study on suture versus cuff anastomosis in mouse cervical cardiac transplant.</a> Exp Clin Transplant. 8 (3), 245-249 (2010).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

显微外科的临床实践需要持续训练和高水平的专业技能，其应用包括游离皮瓣移植、再植术和血管重建手术、神经外科手术中的颅内外吻合、周围神经手术等。尽管有许多手术需要显微外科技术，但其中一些手术在许多医疗中心很少开展。因此，外科医生有时需要通过在不同训练模型上反复练习手术操作，以维持其技术水平。
目前应用最广泛的培训模型是大鼠1,2；许多人认为其在显微外科教学中是“金标准”。大鼠确实是显微外科教学与学习中非常有价值的工具，能够提供与临床实际情况非常相似的环境。然而，这种方法存在一些固有的局限性。使用活体动物会引发伦理争议，通常需要经过机构审查委员会的批准。此外，实验还需要麻醉，以及专门的技术人员和设施。所有这些因素都意味着较高的经济成本，从而将活体动物培训限制在具备相应资源的特定教学单位、实验外科部门和医院内。
本方案中所述的非生命动物模型具有无需考虑伦理问题的优势，因此不需要机构审查委员会的批准。在经济性方面，其相较于活体动物培训也更具优势。所需设备有限，且可通过互联网以合理价格购得；作者的台式体视显微镜购价约...

已有大量训练模型被用于学习和掌握基础及高级显微外科技术。这些模型包括活体动物1,2、人体尸体标本3、惰性模型4,5以及非活体动物模型6-9。其中，使用大鼠的活体动物模型在显微外科教学中被广泛应用1,2，并被认为是当前训练的金标准。尽管其教学价值显著，但在需要高强度或长期训练的情况下，经济和伦理方面的考量可能限制其实际应用。
尸体模型3能够在与真实临床环境相似的条件下提供训练机会；但遗憾的是，这类模型仅限于解剖实验室及类似设施中使用，且实验室必须配备显微镜；因此，此类模型的可及性有限。惰性模型（如橡胶管或手套）4,5成本低廉且易于获取，其使用所需设备极少。然而，这些模型与真实临床情境的相似度较低，通常仅适用于培训初期阶段，即学员开始在大鼠上进行训练之前。据我们所知，Hino6是首位提出利用非活体鸡组织来发展和维持临床显微外科技能的研究者。该模型基于从市售鸡翅中提取并使用鸡肱动脉。这种方法无需机构审查委员会批准、无需使用啮齿类动物麻醉、无需实验技术人员参与，也无需术后护理。
继Hino描述鸡翅动脉模型之后，众多其他非活体动物模型相继被发表。Marsh等人7首次提出使用市售鸡腿进行训练，报道了利用鸡股动、静脉及神经进行教学的方法。该特定模型拓展了训练的可能性，纳入了除动脉以外的多种结构，使受训者能够进行多种复杂操作，如静脉移植、神经移植或束膜修复。Jeong等人8进一步研究了Marsh的鸡腿模型及其在住院医师教学中的应用。作者对鸡组织样本进行了组织学分析，发现其与人类组织具有相似性。在他们的研究中，受训者通过练习显著缩短了完成吻合所需的时间。他们得出结论：“鸡股部的神经血管束是用于教学和练习显微外科技术的合适且有效的模型”。2013年，我和同事9发表了一种显微外科训练方案，结合了鸡腿模型与鸡翅模型；该方法兼具鸡腿模型的多功能性以及鸡翅动脉尺寸较小的特点，对于更高水平的受训者而言，后者比股部血管更具挑战性。
本文详细描述了建立显微外科训练平台的逐步流程，包括所需材料、各模型中神经血管结构的解剖方法，以及如何有效实施训练方案。

<table><tbody><tr><td>体视显微镜</td><td>Amscope</td><td>SM-1BX</td><td>显微镜</td></tr><tr><td>LED 光源</td><td>Amscope</td><td>LED-80S-YA</td><td>照明系统</td></tr><tr><td>显微外科器械套装</td><td>Chen hen microsurgical instruments</td><td>HC- X803-1</td><td>显微外科器械</td></tr><tr><td>显微外科缝合线</td><td>S/T microsurgical</td><td>9/0 Suture</td><td>缝合线</td></tr></tbody></table>

逐步详解：结合两种无生命动物模型的显微外科训练方法



Step By Step: Microsurgical training method combining two nonliving animal models

显微外科技术的学习与技能维持传统上依赖于使用活体动物，主要是实验大鼠。尽管该方法极具价值，但对术者及其资助机构而言，经济负担较重；此外，该方法还需要特殊的培训设施，而这些设施并不总是可用或可及。同时，伦理方面的顾虑也可能限制活体动物在培训中的使用。其他替代性培训方法，如使用惰性管路和手套，由于无法提供与临床情境相似的操作体验，因此在外科医生中并未得到广泛接受。非活体动物模型包括使用鸡大腿和鸡翅；这类模型在很大程度上能够提供接近临床实际的操作体验。此类培训相对廉价且易于获取。所需显微镜和器械可通过互联网购置，而鸡的部位则可在本地超市购买。
这种方法使有积极性的受训者能够在成本合理的情况下反复练习多种外科技术，有助于在缺乏更复杂设施时培养或保持其外科专业技能。本文将介绍如何建立一个小型练习台，如何解剖标本，以及如何逐步使用鸡大腿和鸡翅膀进行练习。该方法充分利用了鸡大腿模型的多功能性以及鸡翅肱动脉较小的尺寸优势。

作者采用当前的训练方法对操作时间进行了计时，发现到第三周结束时，股动脉吻合时间显著缩短。学员可通过记录操作时间、通畅率百分比以及缝合对合情况来评估自身技术的改进。本论文所述系统如图1所示，包括一台台式显微镜和一套显微外科器械。宏观解剖示意图见图2和图3。股动脉显微外科吻合示例见图4。图5显示了肱动脉显微外科吻合。图6展示了使用静脉移植物修复股动脉。通畅性检测结果见图7。

<img alt="体视显微镜和镊子放置在桌面上；用于详细标本检查的显微镜装置。" src="/files/ftp_upload/52625/52625fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 1"> 
图 1： 本文通讯作者自用的显微外科训练工作站。该装置包括一台台式显微镜和一套训练用显微外科器械，可在办公室或家中有限的空间内进行设置。
<p cl...

本文介绍了如何建立一个小型显微外科练习工作站，以及一种使用无生命动物模型进行显微外科训练的简单且经济的方法。

显微外科技术的学习与技能保持传统上主要基于使用活体动物，……

以下实验的总体目标是开发一种显微外科训练方法，结合两种无生命的动物显微外科模型。对于无显微外科经验的受训者，建议首先解剖市售的鸡大腿，在显微镜下分离出股动脉、股静脉和神经。随后将组织置于显微镜下，进行所需的显微外科技术操作。例如，对鸡股动脉进行端对端吻合。当受训者能够熟练操作大腿组织后，可进一步在商业可得的鸡翅中找到较小的肱动脉进行该手术练习。最终，通过鸡股动脉和肱动脉完善这些显微外科技术，可为神经外科医生开展更小体型的活体动物模型实验以及临床实际操作做好准备。与现有的大鼠显微外科训练技术相比，本技术的主要优势在于无需麻醉，也无需专用设施，从而最大限度地减少了经济投入和动物牺牲。通过将手指沿股骨骨干内侧滑动，可轻松暴露鸡大腿的股血管和坐骨神经。随后可在解剖平面附近观察到股骨头，该平面位于股骨骨干的平行位置，可用于在鸡股动脉上采用单向向上技术练习端对端吻合。接下来将组织置于显微镜下。此时应观察到股动脉、静脉和坐骨神经的位置。分离动脉下方的组织，并进行横向切断。然后使用显微镊子和显微剪刀修剪覆盖在动脉管腔上的任何外膜组织，接着用普通自来水冲洗管腔内部。若进行计时训练，需记录开始时间，随后在股动脉组织远端的后壁处开始缝合第一针，将缝针从动脉外侧穿入管腔内，再从管腔内穿出至动脉外侧以打结固定。首先打一个双重结，然后交替方向再打两个单结。然后完成整个后壁的缝合，按照刚刚演示的方法来回穿针。接下来，在血管前壁从外侧穿过管腔，再从管腔穿回外侧，放置单个缝线。然后按照刚刚演示的方法打结，使用前述的单个缝线完成前壁的缝合。记录完成情况。现在开始练习鸡的肱动脉操作。首先，使用剪刀从肩部开始，沿翅膀纵向切开皮肤，直至翼尖。现在可以观察到动脉在肱二头肌和肱三头肌之间走行，如箭头所示。为了检测任一显微外科手术的通畅性，可将一根光滑的20或27号血管导管穿过吻合口，以检查是否存在阻塞。然后将装有市售食用色素的注射器连接到导管末端，并将染料灌注入动脉，以检测是否有渗漏。最后沿纵轴切开动脉，以观察缝线、缝线的平行度以及所缝合的血管壁范围。下图显示的是采用单向进针技术、如上所述使用单针缝合完成的股动脉端对端吻合的显微图像。而在此图像中，则展示了一例典型的鸡肱动脉端对端吻合。肱动脉比股动脉小得多，因此手术操作的技术难度显著更高。鸡腿模型具有很高的灵活性，可用于多种不同类型的练习操作。事实上，在本项代表性实验中，进行了利用自体股静脉获取的静脉移植物对股动脉进行修复的手术。观看该视频后，您应该能够很好地掌握如何完成端对端动脉吻合，以及如何吻合鸡的股动脉或桡动脉。同时，您还应了解如何评估手术结果的成功程度。

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一步一步：显微外科培训方法相结合的两个无生命的动物模型

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逐步详解：结合两种无生命动物模型的显微外科训练方法

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