Name: 在大鼠缺血性皮肤创伤模型的演示 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-04-01T15:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 35 s
Description: 学习在大鼠缺血性皮肤创伤模型中创建可重复的缺血性伤口，使用无菌活检打孔器和双蒂皮瓣技术。该方法通过硅胶片支持伤口并防止血管再生，结合数字摄影监测愈合过程，为研究慢性伤口病理生理学提供可靠的实验平台。

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作者感谢南佛罗里达大学外科系（Mack Wu，医学博士，哲学博士）提供的经费支持。

注意：以下所有动物实验程序均已获得南佛罗里达大学动物护理委员会（IACUC）的批准，并严格遵守《动物福利法》及《实验动物护理与使用指南》的全部要求。
1. 硅胶片和手术器械的准备
<ol>
	<li>将非加厚型、厚度为0.01、医用级硅胶片裁剪成10.5 cm × 3.0 cm的条状，并使用高压灭菌器进行灭菌。</li>
	<li>清洁并灭菌合适的外科手术器械（如剪刀、镊子，以及用于手术过程中建立无菌区域的手术单或毛巾）。</li>
</ol>
2. 实验动物
<ol>
	<li>使用来自商业养殖商的成年雄性或雌性大鼠，体重范围为250–350 g。若使用老龄大鼠，其体重应≥350 g，以确保术后更高的存活率。在开始任何实验前，所有动物均应在12小时光照-黑暗循环的标准条件下适应至少7天，并可自由获取食物和水。 随意摄取.</li>
</ol>
3. 麻醉、术前镇痛与手术准备
<ol>
	<li>使用异氟烷通过诱导室以3%-4%浓度诱导全身麻醉，并在皮肤准备和手术期间通过鼻罩以1%-2%浓度维持麻醉，同时使用O2。通过观察呼吸频率和深度、趾间夹捏反应或眼睑眨眼反射来监测麻醉深度。 
	注意：此时可在动物眼睛上涂抹兽医专用眼膏，以防止麻醉期间角膜干燥。</li>
	<li>在远离无菌手术区域的位置，将大鼠置于俯卧位，使用电动剪毛器从颈部基部向下约11 cm处剃除背部毛发。用永久性记号笔标出3.0 cm × 10.5 cm皮瓣的轮廓（见图1A）。</li>
	<li>将大鼠转移至配备经认证的加热垫以及无菌手术单或毛巾的清洁专用手术区域。在首次手术切口前，皮下注射5 mg/kg酮洛芬用于镇痛。可根据需要额外给予皮下生理盐水补液（最多5 cc）。</li>
	<li>进一步用70%异丙醇棉片擦拭皮肤，随后使用0.2%氯己定擦拭，然后铺设无菌手术单以建立无菌区域。也可使用10%聚维酮碘（贝塔碘）进行皮肤消毒。 
	注意：可皮下注射抗生素（氨苄西林，15 mg/kg），但如果严格遵循无菌操作技术，则无需使用。</li>
</ol>
4. 制备切除性伤口和双蒂皮瓣
<ol>
	<li>使用无菌的一次性6 mm活检打孔工具，在指定皮瓣区域中心创建两个圆形“缺血性”伤口（图1B）。伤口深度应达皮下肉膜肌（panniculus carnosus muscle）的筋膜层，但不穿透该筋膜（图1B插图）。</li>
	<li>用镊子提起活检打孔所形成的伤口轮廓中央的皮肤，然后使用虹膜剪（带弯曲尖端）切除圆形组织块（包括皮下肉膜肌）。最终形成以筋膜为基底的全层伤口。 
	注意：切除的组织（伤口塞）可立即在液氮中速冻，或在10%缓冲福尔马林中固定过夜，用于后续处理作为对照的正常皮肤样本。</li>
	<li>沿预先画好的标记线，使用无菌手术刀在缺血性伤口两侧制作切口（图1C），切口长度为10.5 cm，间距3.0 cm，形成双蒂皮瓣。切口深度应达脊旁肌层。使用虹膜剪将皮下肉膜肌筋膜与脊旁肌分离，注意保持筋膜完整，作为6 mm打孔区域的“基底”（图1D）。</li>
	<li>取一张无菌预裁剪的硅胶片，将其置于皮下肉膜肌筋膜与脊旁肌之间（图1E），确保硅胶片不发生弯曲或折叠。使用黑色不可吸收缝线（4.0号），沿皮瓣长度方向在每侧至少施加8个间断缝合，将硅胶片固定于皮肤，闭合两侧切口（图1F和1G）。</li>
	<li>使用无菌一次性活检打孔工具，在皮瓣两侧、距缺血性伤口1 cm处的外侧，创建两个内部对照“非缺血性”伤口（深度达皮下肉膜肌前筋膜层）（图1G）。</li>
	<li>将标尺置于伤口下方，拍摄数码照片以用于伤口测量（见图3A）。此时可使用激光多普勒或其他方法监测血流（灌注），或进行其他操作（如局部用药）。</li>
	<li>在伤口的头侧和尾侧涂抹经批准的液体粘合剂，并覆盖透明薄膜敷料，以保持伤口环境湿润和清洁（无菌）。可在皮瓣尾端额外加用敷料，防止动物撕扯最尾侧的缝线。</li>
</ol>
5. 术后操作步骤
<ol>
	<li>将动物单独饲养于配备浅底食槽的笼具中，以防止手术部位与食槽发生摩擦。在动物恢复足够的意识、能够维持胸卧位并表现出有目的的运动之前，不得使其无人看管或与其他动物合笼。在恢复期间，应在笼具下方放置加热垫，持续不超过2天。</li>
	<li>为控制术后疼痛，于术后次日上午皮下注射酮洛芬（Ketoprofen，5 mg/kg），之后每日1次，持续给药最多48小时。还应每日监测动物是否出现持续性疼痛、体重减轻或手术部位感染等迹象。</li>
</ol>
6. 后续伤口测量与敷料更换
<ol>
	<li>在异氟烷诱导室（3%-4%）下进行全身麻醉，并通过鼻罩维持麻醉（1%-2%异氟烷配合氧气），频繁测量缺血性和非缺血性伤口2 如步骤 3.1 所述。</li>
	<li>轻柔地移除敷料，避免将粘合剂从皮肤上撕下。此时根据研究者的需求，可进行额外的数码拍照以测量伤口、重新涂抹局部治疗药物，并进行激光多普勒成像（LDI）或其他相应操作。</li>
	<li>涂抹粘合剂并覆盖无菌敷料，然后按照步骤5.1让动物恢复。</li>
</ol>
7. 伤口样本采集与安乐死
<ol>
	<li>在动物处于异氟烷（通过诱导舱3%-4%浓度）全身麻醉状态下，并通过鼻罩以1%-2%浓度维持O2供氧（如步骤3.1所述），在研究人员认为合适的时间点采集缺血性和非缺血性伤口。</li>
	<li>使用手术刀在伤口周围进行方形切除，包含部分周围健康组织。将切除的组织置于1.5 ml带盖离心管中，立即在液氮中速冻（于-80 °C保存）用于后续分子分析，或在室温下用10%中性缓冲福尔马林固定过夜，用于组织学处理。 
	注意：伤口切除组织也可切成两半，以获得更多的分析样本。</li>
	<li>在伤口组织取出后，采用经批准的CO2吸入法处死动物。</li>
</ol>

<ol><li>Ansell, D. M., Holden, K. A., Hardman, M. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+wound+repair%3A+Are+they+cutting+it%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+dermatology%22%5BJournal%5D)">Animal models of wound repair: Are they cutting it.</a> Experimental dermatology. 21 (8), 581-585 (2012).</li>
<li>Dorsett-Martin, W. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rat+models+of+skin+wound+healing%3A+a+review%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+repair+and+regeneration+%3A+official+publication+of+the+Wound+Healing+Society+%5Band%5D+the+European+Tissue+Repair+Society%22%5BJournal%5D)">Rat models of skin wound healing: a review.</a> Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 12 (6), 591-599 (2003).</li>
<li>Davidson, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+wound+repair%5BTitle%5D)+AND+%22Arch+Dermatol+Res%22%5BJournal%5D)">Animal models for wound repair.</a> Arch Dermatol Res. 290 (S1-11), (1998).</li>
<li>Finn, G., Magnus, S. A., Tonny, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+for+use+in+wound+healing+research%3A+A+survey+focusing+on+in+vitro+and+in+vivo+adult+soft+tissue%29%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+and+Regeneration%22%5BJournal%5D)">Models for use in wound healing research: A survey focusing on in vitro and in vivo adult soft tissue).</a> Wound Repair and Regeneration. 8, (2000).</li>
<li>Gould, L. J., Leong, M., Sonstein, J., Wilson, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Optimization+and+validation+of+an+ischemic+wound+model%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+repair+and+regeneration+%3A+official+publication+of+the+Wound+Healing+Society+%5Band%5D+the+European+Tissue+Repair+Society%22%5BJournal%5D)">Optimization and validation of an ischemic wound model.</a> Wound repair and regeneration : official publication of the Wound Healing Society [and] the European Tissue Repair Society. 13 (6), 576-582 (2004).</li>
<li>Loots, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Differences+in+cellular+infiltrate+and+extracellular+matrix+of+chronic+diabetic+and+venous+ulcers+versus+acute+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+investigative+dermatology%22%5BJournal%5D)">Differences in cellular infiltrate and extracellular matrix of chronic diabetic and venous ulcers versus acute wounds.</a> The Journal of investigative dermatology. 111 (5), 850-857 (1998).</li>
<li>Schwartz, D. A., Lindblad, W. J., Rees, R. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Altered+collagen+metabolism+and+delayed+healing+in+a+novel+model+of+ischemic+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+Regen%22%5BJournal%5D)">Altered collagen metabolism and delayed healing in a novel model of ischemic wounds.</a> Wound Repair Regen. 3 (2), 204-212 (1995).</li>
<li>Chen, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Molecular+and+mechanistic+validation+of+delayed+healing+rat+wounds+as+a+model+for+human+chronic+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Wound+Repair+and+Regeneration%22%5BJournal%5D)">Molecular and mechanistic validation of delayed healing rat wounds as a model for human chronic wounds.</a> Wound Repair and Regeneration. 7, (1999).</li>
<li>Zhang, Q., Chang, Q., Cox, R. A., Gong, X., Gould, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperbaric+oxygen+attenuates+apoptosis+and+decreases+inflammation+in+an+ischemic+wound+model%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+investigative+dermatology%22%5BJournal%5D)">Hyperbaric oxygen attenuates apoptosis and decreases inflammation in an ischemic wound model.</a> The Journal of investigative dermatology. 128 (8), 2102-2112 (2008).</li>
<li>Zhang, Q., Gould, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hyperbaric+oxygen+reduces+matrix+metalloproteinases+in+ischemic+wounds+through+a+redox-dependent+mechanism%5BTitle%5D)+AND+%22The+Journal+of+investigative+dermatology%22%5BJournal%5D)">Hyperbaric oxygen reduces matrix metalloproteinases in ischemic wounds through a redox-dependent mechanism.</a> The Journal of investigative dermatology. 134 (1), 237-246 (2013).</li>
<li>Moor, A. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Consequences+of+age+on+ischemic+wound+healing+in+rats%3A+altered+antioxidant+activity+and+delayed+wound+closure%5BTitle%5D)+AND+%22Age+%28Dordrecht%2C+Netherlands%29%22%5BJournal%5D)">Consequences of age on ischemic wound healing in rats: altered antioxidant activity and delayed wound closure.</a> Age (Dordrecht, Netherlands). 36 (2), 733-748 (2014).</li>
<li>Roy, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+preclinical+model+of+chronic+ischemic+wound%29%5BTitle%5D)+AND+%22Physiological+genomics%22%5BJournal%5D)">Characterization of a preclinical model of chronic ischemic wound).</a> Physiological genomics. 37 (3), 211-224 (2009).</li>
<li>Biswas, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hypoxia+inducible+microRNA+210+attenuates+keratinocyte+proliferation+and+impairs+closure+in+a+murine+model+of+ischemic+wounds%5BTitle%5D)+AND+%22Proceedings+of+the+National+Academy+of+Sciences+of+the+United+States+of+America%22%5BJournal%5D)">Hypoxia inducible microRNA 210 attenuates keratinocyte proliferation and impairs closure in a murine model of ischemic wounds.</a> Proceedings of the National Academy of Sciences of the United States of America. 107 (15), 6976-6981 (2010).</li>
<li>Winocour, S., Vorstenbosch, J., Trzeciak, A., Lessard, L., Philip, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((CD109%2C+a+novel+TGF-beta+antagonist%2C+decreases+fibrotic+responses+in+a+hypoxic+wound+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Dermatol%22%5BJournal%5D)">CD109, a novel TGF-beta antagonist, decreases fibrotic responses in a hypoxic wound model.</a> Exp Dermatol. 23 (7), 475-479 (2014).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

大鼠的伤口愈合常引发争议，因其具有愈合感染性伤口的能力，且个体间差异率较高5该模型在开发过程中的最初目标之一是降低这种变异性。通过调整皮瓣宽度、减少伤口数量并进行特定定位（将伤口置于皮瓣中央，且保持一致的头尾方向位置），以及引入硅胶片，已成功实现这一目标。此外，伤口收缩性愈合也得到减少，而以表皮再生方式进行的愈合（与人类相似）成为主要的评估指标。该模型已被适配至不同品系的大鼠， 即F344大鼠也已成功应用，其产生的缺血程度与使用Sprague Dawley大鼠所观察到的相当。总体而言，该模型所需的外科技术（活检、缝合和伤口切除）对于大多数手术经验有限的学生和技术人员而言均易于掌握。
为了在进行多次手术时与该模型保持一致，研究发现，在抬起皮瓣以放置硅胶片之前，应先制备缺血性伤口5。此外，避免穿破肉膜筋膜（panniculus carnosus fascia）至关重要，以确保在硅胶片下方保留一个有活力的伤口床。硅胶片不仅可防止血管再生，还可作为“夹板”促进伤口再上皮化。使用粘合剂和敷料以预防感染并维持有利于伤口愈合的湿润环境...

尽管已知动物模型的研究结果在转化为人类治疗手段方面存在一些问题，但有效的药物开发及其他伤口愈合治疗方法仍需要合适的体内模型1。以下详细描述了一种利用缺血性皮肤伤口愈合大鼠模型的研究方案，旨在探讨病理性伤口愈合的潜在机制，以加深对该过程的理解。大鼠因来源广泛、体型适中且性情温顺，常被用于伤口愈合研究，其体型足够大，可提供适宜的皮肤区域用于切开或切除性造伤、成像以及组织采集2。然而必须谨慎考虑的是，大鼠与人类的皮肤在解剖结构上存在差异，大鼠属于皮肤松弛型动物。这一显著特征使得大鼠皮肤伤口的闭合主要依赖于伤口收缩，而非上皮化过程2。此外，大鼠皮下存在肉膜肌（panniculus carnosus muscle），该结构通过促进伤口收缩和胶原形成参与愈合过程3,4。在建立大鼠缺血性皮肤伤口模型时，已充分考虑了这些重要的解剖学差异，并实施了特定的改进措施，以减少伤口收缩程度并降低肉膜肌对愈合过程的影响5。
在糖尿病足溃疡、静脉性腿部溃疡和压力性溃疡中，愈合过程延迟，这些伤口被视为慢性伤口。这些伤口的特征是存在过度的炎症反应，从而阻碍伤口进入修复过程的后续阶段6。导致慢性伤口形成的主要因素之一是局部组织缺血（血流减少）5，这导致炎症无法被有效清除。在本模型开发和验证期间（2003–2004年），尚无标准化的动物模型能够提供足够的组织用于检测伤口床中血管生成的诱导情况，而血管生成是正常伤口愈合过程中的关键阶段，也是开发本模型的动因5。需要说明的是，本文所介绍的模型是对Schwartz et al.7最初描述的缺血性伤口模型的改进版本，并已被Chen et al.8以修改形式后续采用。
在改良的缺血性伤口模型中，已对上述大鼠解剖学特征进行了调整，以避免其通过收缩而非上皮化的方式愈合：（1）在双蒂背侧皮瓣内创建两个全层切除性伤口，并通过在肌肉筋膜上方进行解剖，将肉膜肌（panniculus carnosus muscle）从伤口床中去除。（2）皮瓣本身的尺寸更窄，确保血供为随机性，且位于皮瓣中点处的伤口处于缺血状态。（3）在皮瓣下方插入一片硅胶片，防止皮瓣与下方组织重新黏附和再灌注。通过将皮瓣固定或缝合至硅胶片上，可限制伤口收缩（但无法完全消除）5。
该模型最近已被用于多项研究，涵盖高压氧对缺血性伤口愈合的影响9,10，以及年轻与老龄大鼠缺血性伤口愈合的比较11，并已被证实为一种可靠的持续组织缺血模型。双蒂皮瓣的尺寸也已根据不同大鼠品系进行了调整，包括Sprague Dawley大鼠（长11 cm，宽2 cm）和F344大鼠（长10.5 cm，宽3.0–3.5 cm），以及其他物种，如猪12和小鼠13,14。本视频在展示缺血性皮肤伤口模型时，采用F344近交系大鼠进行演示。
以下所有动物实验程序均已获得南佛罗里达大学动物护理委员会（IACUC）的批准，并严格遵守《动物福利法》和《实验动物护理与使用指南》的全部要求。

<table><tbody><tr><td>医用级Sil-Tec板材</td><td>Technical Products Inc.</td><td>500-3</td><td>非增强型，厚度0.01英寸</td></tr><tr><td>迷你虹膜剪刀，8 cm，弯曲型，不锈钢</td><td>World Precision Instruments</td><td>#503671</td><td></td></tr><tr><td>Ethilon尼龙缝线</td><td>Ethicon</td><td>1964G</td><td>黑色，4.0号，PC-3 16&amp;nbsp;mm针（3/8圆弧）</td></tr><tr><td>激光多普勒成像仪</td><td>Moor Instruments</td><td>moorLDI2-IR</td><td>标准血流成像仪：http://us.moor.co.uk/product/moorldi2-laser-doppler-imager/8</td></tr><tr><td>ImageJ</td><td>NIH</td><td>免费下载</td><td>http://rsb.info.nih.gov/ij/</td></tr><tr><td>Mastisol</td><td>Henry Schein</td><td>货号 # 7289210</td><td>Fisher Scientific NC9774929</td></tr><tr><td>Tegaderm</td><td>Medical Specialties&amp;nbsp;</td><td>3M1624W</td><td>Fisher Scientific NC9922128</td></tr></tbody></table>

大鼠缺血性皮肤伤口模型的建立与演示

Demonstration of the Rat Ischemic Skin Wound Model

人类慢性伤口的发生倾向随着年龄增长、糖尿病和心血管功能受损等疾病状态以及因活动受限导致的持续受压而增加。已开发出多种动物模型，旨在模拟这些情况，以增进我们对慢性伤口复杂性的理解。本文所述模型是一种大鼠缺血性皮瓣模型，可实现血流的长期减少，从而形成缺血性伤口，表现出慢性伤口的表型特征（血管化减少、炎症增强以及伤口闭合延迟）。该模型包括一个双蒂背侧皮瓣，在皮瓣中央设置两个缺血性伤口，皮瓣两侧设置两个非缺血性伤口作为对照。该缺血性皮瓣模型的一项创新改进是在皮瓣下方放置一层硅胶片，该硅胶片起到屏障和夹板的作用，可防止血管再通并减少伤口愈合过程中的收缩。尽管由于大鼠与人类在解剖和生理上存在显著差异（例如，存在肉膜肌、寿命较短、毛囊数量较多以及其能够愈合感染性伤口的能力），在伤口愈合研究中使用大鼠仍存在争议，但本模型所采用的改进措施使其成为先前所开发的缺血性皮瓣模型的一种有价值的替代方案。

若操作熟练，大鼠缺血性伤口愈合模型的建立每只动物大约需要20分钟。在敷料应用前，模型应呈现如图1G所示的外观。验证双蒂皮瓣及其内伤口是否处于缺血状态至关重要。在该模型的验证过程中，通过将极谱电极置入两个缺血性伤口之间的皮下组织，测量了伤口水平的皮下氧张力（PscO2）5，测得的PscO2值处于严重缺血范围（20–40 mmHg）。自该模型建立以来，激光多普勒成像（LDI） increasingly 被用于测量血流灌注，该技术可充分评估双蒂皮瓣的缺血状态。
简而言之，激光多普勒成像（LDI）技术基于由光纤探头传导的激光束发射。测量深度取决于组织特性和激光波长。在正常皮肤中，使用标准光纤间距（0.25 mm）探头并以780 nm波长激光进行测量时，其测量深度约为0.5–1 mm。图2显示了一个背侧双蒂皮瓣的代表性多普勒图像（左侧），其中可见灌注区域（缝合线左侧）和无灌注区域（缝合线右侧）。
除了测量...

由于大鼠体型、易得性以及相对温顺的行为，多年来一直被用作研究模型。本实验方案的目的是利用大鼠建立缺血性皮肤伤口愈合模型，以深入了解慢性伤口的病理生理机制。

人类慢性伤口的发生率随年龄增长、糖尿病和心血管功能受损等疾病状况而增加，以及……

本实验的总体目标是建立一种可重复的缺血性伤口模型。首先使用无菌打孔活检工具，在大鼠背部指定皮瓣范围内的标记区域上创建两个切除性缺血性伤口，以实现该目标。随后，沿预先画好的、位于两个缺血性伤口外侧的线条进行两次切口，形成一个双蒂皮瓣。然后切取双蒂皮瓣，并在筋膜与肌肉之间置入无菌硅胶片，以支撑创面并防止血管再生。最后，缝合两处切口，并在缝合线外侧创建两个切除性非缺血对照创面。最终通过数码摄影记录创面大小随时间的变化情况。激光多普勒用于显示血流变化，最后收获伤口组织进行组织学和分子分析。该技术相较于现有方法（如 McFarland 皮瓣）的主要优势在于，它是一种可重复的持续性缺血模型，可形成开放性伤口，能够添加局部试剂，并可用于组织学和分子分析。该方法的可视化演示至关重要。伤口切除和缝合步骤的学习具有一定难度。容易将伤口切得过深，且在缝合时必须保持创面平整，避免扭曲。开始前，可预先切割非加厚型、厚度为0.01的医用级硅胶片成条状，经高压灭菌消毒；同时清洁并灭菌合适的外科器械，包括剪刀、镊子，以及铺巾或毛巾，以在手术过程中建立无菌区域。根据文本方案，对一只体重为250至300克的成年雄性或雌性大鼠实施全身麻醉后，进行足趾夹捏以检查镇静深度，并使用鼻罩持续供给含1%至2%异氟烷的氧气以维持麻醉。将大鼠置于俯卧位，使用电动剪毛器从颈部基底部向下约11厘米处剃除背部毛发，并用永久性记号笔模板标出3.0厘米×10.5厘米皮瓣的轮廓。将大鼠转移至配备经批准的加热垫以及无菌手术单或毛巾的清洁指定手术区域。在进行首次手术切口前，皮下注射每公斤5毫克的酮洛芬，用于疼痛管理。使用70%异丙醇擦拭皮肤，然后使用0.2%氯己定消毒，再铺无菌洞巾，采用无菌一次性6毫米皮肤活检打孔工具创建无菌术区。在指定皮瓣区域中央制作两个圆形缺血性伤口，深度达阴茎海绵体肌下方筋膜层。使用镊子提起伤口轮廓中央的皮肤，然后用尖端弯曲的虹膜剪剪除圆形组织，包括肉膜肌。最终形成以筋膜为基底的全层伤口。接下来，用无菌手术刀在缺血性伤口两侧沿中线做切口，创建双蒂皮瓣，切口长度为10.5厘米，间距3.0厘米，深度达椎旁肌层。然后使用虹膜剪将胸大肌筋膜与椎旁肌分离，注意保持筋膜完整，作为六毫米打孔的基底。将一片无菌预裁的硅胶片置于胸大肌筋膜与椎旁肌之间，使用黑色不可吸收4.0缝线固定，确保硅胶片不发生扭曲或折叠。通过间断缝合，沿皮瓣两侧边缘每侧至少八针，将硅胶片固定于皮肤，以关闭两个切口。然后使用无菌的一次性活检打孔工具，在皮瓣两侧缺血性伤口外侧1厘米处各制作一个内部对照的非缺血性伤口。将直尺置于伤口下方，拍摄数码照片用于伤口测量。根据需要，使用激光多普勒监测血流或进行局部药物处理。在伤口的颅侧和尾侧使用经批准的液体粘合剂，并覆盖透明薄膜敷料，以保持伤口环境湿润和清洁。在皮瓣的尾侧末端另加敷料，防止动物撕扯最尾侧的缝线。

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医学

在大鼠缺血性皮肤创伤模型的演示

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我们介绍一种非侵入性的体内成像方案，该方案流程简化且成本效益高，利用化学发光的鲁米诺类似物L-012，对小鼠全层皮肤缺损伤口模型中产生的活性氧（ROS）进行可视化和定量分析。...

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本研究旨在建立一种小鼠烧伤创面愈合模型。使用预热的黄铜模板在小鼠背部皮肤上诱导产生热力烧伤。烧伤组织经清创后，覆盖取自遗传背景相似的供体小鼠尾巴的皮肤移植物。...

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雄性SD大鼠链脲佐菌素诱导的糖尿病伤口模型是目前研究1型糖尿病伤口愈合最常用的模型。本方案描述了构建该模型所使用的方法，同时提出并解决了可能遇到的挑战，并探讨了糖尿病伤口的进展过程及其血管生成特征。...

1型糖尿病大鼠伤口模型构建方案

本方案描述了在大鼠身上进行筋膜皮瓣的切取、缝合及监测，通过夹闭和结扎股血管，可清晰观察和调控经由浅表下腹壁血管的血流。这对于涉及缺血预处理的研究至关重要。...

用于研究大鼠模型中缺血预处理效应的浅表性腹壁下动脉轴型皮瓣

本文描述了一种大鼠皮肤伤口模型，可在组织修复的不同阶段，在生理或病理条件下评估各种治疗剂的效果。此外，还详细介绍了通过手动平面测量法监测组织修复过程中伤口收缩率的实验方案。...

一种大鼠外科皮肤伤口模型：用于伤口愈合研究与生物材料评估的方法

学习在大鼠缺血性皮肤创伤模型中创建可重复的缺血性伤口，使用无菌活检打孔器和双蒂皮瓣技术。该方法通过硅胶片支持伤口并防止血管再生，结合数字摄影监测愈合过程，为研究慢性伤口病理生理学提供可靠的实验平台。

大鼠缺血性皮肤伤口模型的建立与演示

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