从大鼠的侧尾静脉血液取样

该程序的总体目标是通过侧尾静脉取样来最大限度地减少从大鼠采集血液的压力。这是通过首先约束老鼠并加热尾巴来实现的。在第二步中，将蝶形导管插入扩张的侧尾静脉之一，然后在最后一步中抽出血液。

拔除导管并停止穿刺部位的血流。最终，从侧尾静脉采集血液对大鼠在血液采集过程中造成的压力最小，从而减少了急性应激反应对血液成分的影响。与现有方法（如尾尖截肢）相比，该技术的主要优点是从外侧尾静脉采样，对动物的痛苦要小得多，并且它允许在受试者采样中重复采样。

该程序将由我实验室的两名成员演示，博士后 Graham Lee 和技术人员 Elia Harmatz首先，将蝶形导管连接到注射器上，将注射器防护罩保持在针头上以保护尖端。然后抽取略大于将要采集的血液量的肝素。拆下注射器，向注射器中注入空气。

将注射器重新连接到导管上，并从管道、针头和注射器中排出除微量外的所有肝素溶液。然后将导管和注射器放在无菌表面上。现在，用干净的布迅速将老鼠固定起来，注意四只和后爪处于舒适的位置，并且呼吸不受限制。

用钩环胶带固定包裹物。然后在坚固的工作台面上，让助手轻轻而坚定地用腹部和尾巴根部将大鼠束缚住，使尾巴垂在柜台边缘，以获取血样。接下来，在 42 摄氏度的水中扩张尾部血管 40 到 50 秒。

然后用纸巾擦干尾巴，并用尾巴旋转整个身体，以找到右尾静脉或左尾静脉，位于出血动脉的外侧。瞄准尾巴下部的一段静脉，并用 2% 洗必泰消毒液擦拭该区域。接下来，将注射器的柱塞从零抽出至约 50 微升，以在注射器中产生负压，并在样品采集过程中轻轻而牢固地抓住尖端附近的尾部，以保持尾部笔直。

现在，以浅角度缓慢地将导管插入静脉，距离尾尖约 5 厘米。当静脉被穿透时，血液会流入导管，慢慢抽出注射器的柱塞，以每秒约 20 微升的稳定速率收集所需的体积。为了促进血液流动，用手指沿着静脉的长度从底部滑向尾尖，同时与插入的针头尖端保持两厘米以上的距离以挤出血液。

如果无法从导管穿透的初始部位成功采集血液，请将针头重新插入静脉更远的地方。当收集到足够的样品量后，断开并重新连接导管以释放注射器中的压力。然后从静脉中拔出针头，并在出血停止时对插入部位短暂施加压力以止血。

用消毒液擦拭该区域，然后将动物放回其家笼中。要处理血液样本，请吸出空气以确保没有血液残留在导管针头内，然后用剪刀剪断针头上方的导管管。取出针头，然后收集血浆并将血液排放到含有 EDTA 的微量离心管中。

作为抗凝剂。轻轻弹动试管，使血液中的抗凝剂混合，然后将样品置于冰上。在采集后 10 分钟内，离心全血并洗脱血浆，注意不要干扰红细胞和白细胞层以收集血清。

将血液放入不含抗凝剂的微量离心管中，在室温下放置长达 30 分钟。然后在血液凝固后，在冷冻离心机中旋转收集管并洗脱血清。然后，这两种类型的样品都可以立即使用或在零下 80 摄氏度下储存长达一年。

如图所示，从侧尾静脉采集的血浆得到的血浆样本呈半透明且呈淡黄色。如果发生溶血，血浆将呈现红色。急性应激反应会迅速改变血液样本的成分。

例如，循环皮质酮浓度在暴露于压力源后 10 分钟内显着增加，如本代表性实验所示。然而，重要的是，在压力源暴露之前通过这种方法获得的低基础水平的皮质酮表明采样程序本身并不是压力的重要来源。我们建议您在麻醉的动物身上练习此程序，直到您掌握了针头插入和采血。

然后一旦掌握，如果执行得当，该技术可以在 5 分钟内完成。在执行此程序时，请务必记住尽量减少任何潜在的压力源，例如环境噪音，并尽快完成该程序。