Name: 小鼠肾脏移植技术 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 58 s
Description: 学习小鼠肾脏移植的改良动脉吻合技术，通过制作供体腹主动脉的跟趾袖口来建立吻合。该方法可显著降低动脉血栓形成风险，提高移植成功率，为器官移植研究提供可靠的显微外科操作方案。

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本工作部分由项目1R03DK096151资助。&#160;我们感谢美国国立卫生研究院（NIH）资助的UAB-UCSD O'Brien中心（P30 DK079337）在建立该模型初期提供的技术协助。

所有小鼠均购自杰克逊实验室（缅因州巴尔港），并根据美国国立卫生研究院（NIH）指南及科罗拉多大学丹佛分校IACUC的批准，在科罗拉多大学丹佛分校芭芭拉·戴维斯中心动物设施的无病原体条件下饲养。
1. 供体肾脏摘取
<ol>
	<li>所有器械均需灭菌，操作全程佩戴无菌手套，并维持无菌区域。所有手术均需在手术显微镜下进行。</li>
	<li>从腹腔注射戊巴比妥（60 mg/kg）麻醉的小鼠供体中切取供肾。通过夹趾反应判断麻醉深度，并观察呼吸频率。</li>
	<li>剪除腹部毛发，使用四点固定法固定小鼠。以聚维酮碘消毒皮肤，并以无菌方式铺巾。</li>
	<li>沿腹中线作长约2 cm的垂直切口，进入腹腔。将肠管向上牵开并外置于胸部，术中始终用无菌湿纱布包裹肠管。</li>
	<li>辨认腹腔主要血管并游离之，识别任何腰动脉分支，并使用10/0尼龙缝线电凝或结扎。</li>
	<li>在左肾血管远端约2 mm处，通过钝性分离将下腔静脉（IVC）与腹主动脉（AA）分开。使用10/0尼龙线结扎并切断肾血管上的小动脉和静脉分支。</li>
	<li>通过钝性分离仔细将肾静脉与肾动脉分开。此举有助于在肾静脉近端精确制备Carrel瓣，该瓣将用于与受体下腔静脉行端侧吻合。</li>
	<li>辨认、结扎并切断左肾上腺血管。由此可暴露肾上主动脉，并在主动脉周围预置6-0丝线以备结扎，但暂不打结。</li>
	<li>游离肾脏、血管及输尿管周围筋膜组织。将肾脏向右侧旋转，结扎并切断任何后侧分支，随后将肾脏复位至左侧。</li>
	<li>接下来处理输尿管。在不扰动肾门结构的前提下，小心从周围筋膜中游离输尿管，注意保护输尿管血管。在输精管水平切断输尿管。此时供肾已准备就绪，可进行切取。</li>
	<li>缓慢向远端下腔静脉注射300单位肝素，以实现供体肝素化。收紧并打结此前绕于肾上主动脉的6-0丝线，经远端腹主动脉以0.8 ml肝素化生理盐水（100 U/ml）灌注左肾。</li>
	<li>灌注完成后立即制备静脉Carrel瓣，以防止血液反流入肾。将肾静脉向肾脏方向牵拉，暴露其下方的腹主动脉和肾动脉。</li>
	<li>在肾动脉旁切断主动脉，形成如图&#160;1所示的“足”和“趾”状袖状结构。将肾脏、血管及输尿管从供体中取出。</li>
	<li>将肾脏直接转移至预先准备好的受体（冷缺血时间为0分钟&#160;），或在选定溶液中4&#160;oC保存预定时间后进行移植。通过放血和颈椎脱位处死供体动物。获取供肾的总时间约为15–20分钟。</li>
</ol>
2. 肾脏移植技术
<ol>
	<li>用戊巴比妥（60mg/kg 腹腔注射初剂量，必要时追加 25mg/kg 腹腔注射）麻醉受体小鼠。通过夹趾法判断麻醉深度，并观察呼吸频率。剪除腹部毛发，使用四点固定法固定小鼠，并在眼睛上涂抹眼用软膏。用聚维酮碘消毒皮肤，以无菌方式铺巾。</li>
	<li>沿腹中线做一长约 2 cm 的垂直切口，进入腹腔。将肠管向上牵拉并外置于胸部。在整个手术过程中，用无菌湿纱布包裹肠管以保持湿润。</li>
	<li>此时行右侧肾切除术。使用 6-0 丝线结扎肾动脉和肾静脉。在结扎线远端切除肾脏。使用 6-0 丝线结扎输尿管，然后在靠近肾脏侧将其切断。</li>
	<li>游离肾血管下方的腹主动脉和下腔静脉（IVC）。在吻合部位的上方和下方分别围绕腹主动脉和下腔静脉放置 4-0 棉线结扎线。使用 10-0 尼龙缝线识别并结扎术野内的任何腰动脉分支。</li>
	<li>结扎棉线，先结扎远端（下方），再结扎近端（上方）。这样可在腹主动脉内保留少量血液，便于后续主动脉切开。</li>
	<li>使用 30G 针头刺入腹主动脉管腔，形成主动脉切口。用精细显微剪刀将切口纵向延长至约 2 mm 长。</li>
	<li>以下述方式将供体主动脉袖状结构（heel-and-toe cuff）与受体腹主动脉行端侧吻合。在供体主动脉和受体主动脉切口的下角处各置入一针 10-0 尼龙缝线作为固定缝线并打结。</li>
	<li>在供体主动脉的对侧和受体腹主动脉切口的上角处再置入第二针 10-0 尼龙缝线并打结。从上至下沿主动脉侧壁连续缝合，并与先前放置的固定缝线打结固定；随后以连续缝合法缝合主动脉内侧壁并打结。</li>
	<li>以下述方式将供体肾静脉与受体下腔静脉（IVC）行端侧吻合。用 30G 针头穿刺下腔静脉，再用精细显微剪刀延长切口。使用 10-0 尼龙缝线将供体肾静脉与下腔静脉切口的下角固定并打结。在肾静脉与下腔静脉之间行连续缝合，并打结闭合。 
	注意：至关重要的是，缝针必须贯穿血管全层，包括血管外膜和内膜。翻转血管边缘可确保内膜与内膜直接接触，有助于吻合口的密封和愈合。尽管止血凝血剂有助于减少渗漏，但我们建议外科医生主要依赖良好的手术技术。</li>
	<li>确保吻合口“干净”，即缝合时对侧管壁未被误缝。否则将导致显著的血流受阻，可能引起移植失败，严重时甚至导致后肢瘫痪。 
	注意：另一个至关重要的因素是确保吻合缝线的张力适中。过松会导致不可逆的渗漏，过紧则会引起狭窄而阻碍血流。若发生在动脉侧，将导致移植物灌注不良；若发生在静脉侧，则会导致肾脏充血。</li>
	<li>松开远端的 4-0 棉线结扎线，恢复静脉血流。观察静脉吻合口止血情况后，逐渐松开近端的 4-0 棉线结扎线，并观察动脉吻合口是否止血良好。</li>
	<li>确认两个吻合口均稳固后，移除小鼠体内的棉线结扎线。用 20G 针头在膀胱壁上穿刺两个小孔。</li>
	<li>将弯钳尖端穿过两个小孔，用弯钳将供体输尿管拉入膀胱内，并用两针 10-0 尼龙缝线将输尿管近端固定于膀胱壁。修剪从第二个小孔中突出的多余输尿管长度，使输尿管自然回缩至膀胱内，然后用两针 10-0 尼龙缝线闭合该小孔。</li>
	<li>将肠管复位至腹腔内。使用 5-0 丝线以连续缝合法分两层关闭腹壁。</li>
	<li>关闭腹腔时，向腹腔内注射 1.0 ml 无菌温生理盐水作为液体复苏；术后皮下注射 0.8 ml 生理盐水。手术期间无需其他支持性措施。</li>
	<li>将动物置于保温毯上恢复。总移植手术时间约为 35–45 分钟。在手术开始时皮下注射镇痛药（如丁丙诺啡，0.05 mg/kg，0.1–0.2 ml），术后每 6–12 小时重复给药一次，持续 72 小时。</li>
</ol>
3. 对侧肾切除术
<ol>
	<li>根据实验方案要求，在植入手术后的数天内，在异氟烷麻醉下（5% 吸入式异氟烷用于诱导，1.5–2.0% 用于维持）进行对侧肾切除术。</li>
	<li>进入腹腔，轻柔地将肠管向动物右侧牵拉。暴露左肾，并钝性分离周围筋膜。</li>
	<li>使用 6-0 丝线结扎肾动脉、肾静脉和输尿管，然后在结扎线以上切除并移除肾脏。总手术时间约为 10 分钟。</li>
</ol>
4. 移植物评估
<ol>
	<li>采用碱性苦味酸法（Jaffe 反应）测定血清肌酐。</li>
</ol>

<ol><li>Skoskiewicz, M., Chase, C., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kidney+transplants+between+mice+of+graded+immunogenetic+diversity%5BTitle%5D)+AND+%22Transplant+Proc%22%5BJournal%5D)">Kidney transplants between mice of graded immunogenetic diversity.</a> Transplant Proc. 5 (1), 721-725 (1973).</li>
<li>Kalina, S. L., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+microsurgical+technique+for+renal+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Aust+N+Z+J+Surg%22%5BJournal%5D)">A microsurgical technique for renal transplantation in mice.</a> Aust N Z J Surg. 63 (3), 213-216 (1993).</li>
<li>Han, W. R., Murray-Segal, L. J., Mottram, P. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modified+technique+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Modified technique for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 19 (6), 272-274 (1999).</li>
<li>Ge, F., Gong, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Strategies+for+successfully+establishing+a+kidney+transplant+in+a+mouse+model%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Clin+Transplant%22%5BJournal%5D)">Strategies for successfully establishing a kidney transplant in a mouse model.</a> Exp Clin Transplant. 9 (5), 287-294 (2011).</li>
<li>Martins, P. N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Learning+curve%2C+surgical+results+and+operative+complications+for+kidney+transplantation+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Learning curve, surgical results and operative complications for kidney transplantation in mice.</a> Microsurgery. 26 (8), 590-593 (2006).</li>
<li>Corry, R. J., Winn, H. J., Russell, P. S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Primarily+vascularized+allografts+of+hearts+in+mice.+The+role+of+H-2D%2C+H-2K%2C+and+non-H-2+antigens+in+rejection%5BTitle%5D)+AND+%22Transplantation%22%5BJournal%5D)">Primarily vascularized allografts of hearts in mice. The role of H-2D, H-2K, and non-H-2 antigens in rejection.</a> Transplantation. 16 (4), 343-350 (1973).</li>
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<li>Zhang, L., Moskovitz, M., Piscatelli, S., Longaker, M. T., Siebert, J. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hemodynamic+study+of+different+angled+end-to-side+anastomoses%5BTitle%5D)+AND+%22Microsurgery%22%5BJournal%5D)">Hemodynamic study of different angled end-to-side anastomoses.</a> Microsurgery. 16 (2), 114-117 (1995).</li>
<li>Liu, Q., Mirc, D., Fu, B. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanical+mechanisms+of+thrombosis+in+intact+bent+microvessels+of+rat+mesentery%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Mechanical mechanisms of thrombosis in intact bent microvessels of rat mesentery.</a> J Biomech. 41 (12), 2726-2734 (2008).</li>
<li>Chesnutt, J. K., Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tortuosity+triggers+platelet+activation+and+thrombus+formation+in+microvessels%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech+Eng%22%5BJournal%5D)">Tortuosity triggers platelet activation and thrombus formation in microvessels.</a> J Biomech Eng. 133 (12), 121004(2011).</li>
<li>Han, H. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+vessel+buckling+within+soft+surrounding+tissue+generates+tortuosity%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Blood vessel buckling within soft surrounding tissue generates tortuosity.</a> J Biomech. 42 (16), 2797-2801 (2009).</li>
<li>Gutierrez-Diaz, J. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intraluminal+thrombus+and+neointimal+hyperplasia+after+microvascular+surgery%5BTitle%5D)+AND+%22Surg+Neurol%22%5BJournal%5D)">Intraluminal thrombus and neointimal hyperplasia after microvascular surgery.</a> Surg Neurol. 24 (2), 153-159 (1985).</li>
<li>Khouri, R. K., Cooley, B. C., Kenna, D. M., Edstrom, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thrombosis+of+microvascular+anastomoses+in+traumatized+vessels%3A+fibrin+versus+platelets%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Thrombosis of microvascular anastomoses in traumatized vessels: fibrin versus platelets.</a> Plast Reconstr Surg. 86 (1), 110-117 (1990).</li>
<li>Johnson, P. C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Initial+platelet+deposition+at+the+human+microvascular+anastomosis%3A+effect+on+downstream+platelet+deposition+to+intact+and+injured+vessels%5BTitle%5D)+AND+%22Plast+Reconstr+Surg%22%5BJournal%5D)">Initial platelet deposition at the human microvascular anastomosis: effect on downstream platelet deposition to intact and injured vessels.</a> Plast Reconstr Surg. 90 (4), 650-658 (1992).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

掌握这种移植技术难度较大，但一旦成功，它将成为一种非常强大的研究工具。耐心细致的外科医生/研究人员将通过注重细节和技术操作的一致性而获得回报，这是掌握任何外科手术的关键，尤其是在小型动物模型中更为重要。掌握小鼠肾移植技术存在多方面的技术难点，因此在尝试该手术之前，极有必要先积累其他小型动物移植模型的操作经验。
确保吻合口“干净”非常重要；即&#160;缝合时必须避免夹住相对的血管壁，以保持管腔通畅。否则将导致血流严重受阻，极有可能造成移植失败，在极端情况下甚至导致后肢瘫痪。同样至关重要的是，缝合针必须穿透包括血管外膜和内膜在内的全层血管壁，这样才能使血管边缘正确外翻，确保内膜与内膜接触，从而促进吻合口的封闭与愈合。尽管止血凝血剂有助于减少渗漏，但我们建议外科医生应依赖良好的手术技术。
还必须注意确保吻合缝线的张力处于最佳状态，过松会导致不可逆的渗漏，过紧则会引起血流减少。若发生在动脉侧，将导致移植物灌注不良；若发生在静脉侧，则会导致肾脏充血。达到合适的张力需要通过实践和经验积累，其他小型动物微血管模型的操作经...

自1973年以来，小鼠肾移植模型已成为一项重要的研究工具，但技术难题限制了其广泛应用。多年来已发表多篇论文，详细阐述了对该手术方法的改进与优化。作为一种主要的血管化实体器官移植模型，该手术的重要性可能仅次于同样由Russell实验室于1973年设计的异位心脏移植模型6。这两种模型均适用于研究同种异体排斥反应、移植肾功能延迟恢复以及缺血再灌注损伤的发生机制。
在肾移植中，最常报告的问题之一是动脉血栓形成的相对高发率4,5,7，我们在实验室中也遇到了这一问题。因此，我们着手对血栓形成的相关文献进行综述，试图找出这一技术问题的可能原因，并设计出可行的解决方案。血栓形成的最可能原因是血液从受体腹主动脉进入供体肾主动脉，再流向供体肾动脉时所经过的路径较为迂曲。这一路径会导致肾动脉内血流紊乱，从而引起血小板活化和血栓形成。根据近期的观察结果及相关文献检索8-14，我们提出了一种新技术，已将血栓发生率降至0%。
本文所述技术与先前报道的技术不同之处在于采用了一种动脉“ heel-and-toe”套管结构，该结构可改善血流并显著减少血栓形成。该套管通过在肾动脉开口平面处以小于45o的角度横断腹主动脉下段而形成（图1A &amp;#38; 1B），从而获得长度约为2 mm的套管。静脉Carrel补片则通过将肾静脉横断至下腔静脉（IVC）而形成，从而增加套管的直径。供体腹主动脉下段的heel-and-toe套管以端侧吻合方式连接至受体腹主动脉，而供体肾静脉/下腔静脉补片则以端侧吻合方式连接至受体腹下腔静脉（IVC）。随后，输尿管按Han等3所述方法置入并固定于膀胱内。
本研究中，仅采用未经处理且仅经历热缺血时间的移植器官（即., 无冷缺血）进行比较。此处，热缺血指从供体肾脏血流停止（见下文步骤1.11）至移植肾在受体体内重新灌注（见下文步骤2.11）之间的时间段；冷缺血指肾脏未接受灌注并处于低温保存状态，直至移植手术开始前的这段时间。

<table><tbody><tr><td>仪器</td><td>Roboz 编号</td><td>Fine Science Tools 编号</td><td>Arosurgical 编号</td></tr><tr><td>直型显微解剖镊 #5</td><td>RS-5015</td><td>11295-51</td><td></td></tr><tr><td>弯型显微解剖镊 #7</td><td>RS-5047</td><td>11297-00</td><td></td></tr><tr><td>弯型锯齿镊</td><td>RS-5137</td><td>11052-10</td><td></td></tr><tr><td>Vannas 显微解剖剪，短头</td><td>RS-5610</td><td></td><td>09.140.08</td></tr><tr><td>显微解剖剪，直头，锐利，长柄</td><td></td><td>11.602.11</td><td></td></tr><tr><td>微型弹簧手柄持针器</td><td></td><td></td><td>11.549.15</td></tr><tr><td>直型蚊式钳</td><td></td><td>91308-12</td><td></td></tr><tr><td>显微解剖剪，直头，钝头</td><td>RS-5962</td><td>14078-10</td><td></td></tr><tr><td>显微解剖剪，弯头，钝头</td><td>RS-5981</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>微型牵开器</td><td>RS-6540</td><td></td><td></td></tr><tr><td>器械托盘，10&amp;rdquo; x 6 &amp;frac12;&amp;rdquo; x &amp;frac34;&amp;rdquo;</td><td>RT-1350S</td><td></td><td></td></tr><tr><td>丝线缝合线，5/0，22.5米卷装</td><td></td><td>18020-50</td><td></td></tr><tr><td>缝合线</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>10/0 尼龙线</td><td></td><td></td><td>T4A10Q07</td></tr><tr><td>5/0 丝线</td><td></td><td></td><td>E19A05N</td></tr><tr><td>手套</td><td></td><td>手术巾</td><td></td></tr><tr><td>Medex Supply Biogel 手套</td><td></td><td>Precept，#64-9012-9</td><td></td></tr><tr><td>注射器</td><td></td><td>棉签</td><td></td></tr><tr><td>B-D 1cc 胰岛素注射器，#329424</td><td></td><td>Fisher 品牌，#23-400-100</td><td></td></tr><tr><td>聚维酮碘棉签</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PDI，#B40600</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>4/0 棉线结扎线</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>与器械一同高压灭菌的国产棉线</td><td></td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

小鼠肾脏移植技术

Murine Kidney Transplant Technique

首例小鼠肾移植技术由Russell实验室于1973年发表1。尽管其他实验室花费了数年时间才熟练掌握并应用该技术，但如今该技术已被全球众多实验室广泛使用。1993年，Kalina和Mottram2对原始技术进行了重要改进，采用供体主动脉而非肾动脉进行动脉吻合；该实验室于1999年又进一步推进了此项技术3。尽管研究者可在此模型上达到熟练操作水平，但文献检索显示，许多实验室仍因动脉血栓形成而导致较高比例的移植物丢失。本文介绍一种由本实验室设计的技术，可显著降低其他研究者所报告的动脉血栓发生率4,5。该技术通过构建供体肾下主动脉的“足跟-足尖”套管结构，实现更大的吻合口以及更平直的血流进入肾脏。

该手术技术既可用于简单的移植物存活/排斥研究，也可用于相当复杂的实验方案。在下图中，我们展示了采用这种改进的动脉吻合技术的优势。通过该技术，我们将动脉血栓的发生率从35%显著降低至0%，从而提高了实验效率。我们已使用该技术超过一年，并持续保持0%的血栓发生率。图1描述了动脉“足跟-足尖”套管制作方法，这是本新技术的基础。该套管可实现更长的吻合段以及更平直的血流进入肾脏的路径。这两个特点均显著减少了血流湍流，从而降低了血小板活化和血栓形成的可能性。
<img alt="肾脏移植手术示意图，显示动脉和静脉连接的步骤。" src="/files/ftp_upload/52848/52848fig1.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 1"> 
图 1. 供体血管套管制备及动脉吻合结果的示意图。（A） 示动脉“ heel-and-toe ”套管形成的线图。通过在肾动脉开口处以小...

本文的目的是描述在小鼠中进行肾移植手术所需的操作步骤，特别关注动脉吻合的细节。

首例小鼠肾移植技术由Russell实验室于1973年发表1。尽管其他实验室花费了一些年份才陆续掌握……

本实验的总体目标是展示一种改良的小鼠肾移植动脉吻合技术。该技术首先需要在供体中仔细分离相关血管。第二步是在肾动脉附近的供体腹主动脉上制作一个足跟和足尖套管。接下来，使用这种足跟-足尖套管在受体中建立动脉吻合。该技术最终应能显著降低动脉血栓形成的发生率。本视频将向您展示如何制作动脉足跟-足尖套管，以促进口腔内的肾脏移植手术。该抗阻方法的主要优势在于，受体主动脉至供体肾动脉的血流路径更为平直，从而减少了血小板活化及血栓形成。在手术显微镜下采用无菌技术，正确获取供体肾脏，获取时间约为15至20分钟。去除毛发后，固定动物。用聚维酮碘清洗皮肤以准备手术区域，铺巾后沿腹中线做一道两厘米的切口开始手术。将肠管推至胸部并用湿润纱布包裹。在整个手术过程中保持纱布湿润。现在，找到腹腔主要血管并进行游离。任何腰支均应使用10-0尼龙缝线进行电凝或结扎。接下来，在左肾血管远端，钝性分离下腔静脉和主动脉各2毫米的节段。然后结扎并切断与肾血管相连的小动脉和小静脉分支。继续钝性分离，将肾静脉与肾动脉分开，以便后续在肾静脉近端制备Carroll补片，该补片将用于静脉吻合的建立。接下来，结扎并切断左侧肾上腺血管，以暴露肾上段腹主动脉。进入后，取6-0丝线。在肾上主动脉周围缝合，以备后续使用。现在将肾脏血管和输尿管从周围筋膜中游离出来。将肾脏向右侧旋转，结扎并切断集中在输尿管上的任何血管分支。仔细将输尿管从周围筋膜中游离出来。不要扰动肾门区域，并保留勃起血管。接下来，在输尿管下端水平切断输尿管。此时可取出肾脏。首先，向远端下腔静脉缓慢注射 300 单位肝素，以使供体肝素化。第二，用6-0缝线结扎肾上主动脉。然后从腹主动脉灌注左肾，注入0.8毫升含100单位/毫升肝素的生理盐水溶液。灌注后立即制作静脉套管补片，以防止血液反流进入肾脏。将肾静脉向肾脏方向回缩，以暴露腹主动脉和肾动脉。现在在肾动脉附近切断主动脉。制作足跟并套上袖套。若需要零分钟冷缺血时间，则将获取的肾脏直接移植到准备好的受体中。或者，将器官转移至4°C的储存环境中，随后按照文本方案中的指示对供体实施安乐死。此操作过程耗时约为35至45分钟，与供体麻醉操作所需时间相同。根据需要，受体还需补充初始剂量。为受体提供眼用软膏。然后给予动物布托啡诺注射，并在手术后继续给药。在受体上做初始切口并移开肠管（操作同供体）后，进行右侧肾切除术，使用6-0缝线结扎肾动脉和肾静脉，并用6-0缝线在靠近肾脏处结扎并切断输尿管。然后在血管缝合远端切除肾脏。在肾血管下方游离腹主动脉（AA）和下腔静脉（IVC），直至吻合口上方。在吻合口上方用4-0棉线环绕腹主动脉和下腔静脉结扎，下方同样处理。该区域发现的任何腰动脉均应使用10-0尼龙缝线进行电凝或结扎，先紧密打结位于下方的缝线，再紧密打结上方的缝线。此举可使部分血液保留在主动脉内，有助于进行主动脉切开术。使用3

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科研

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Medicine

医学

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本视频介绍了在猪模型中进行的原位肾自体移植。该手术过程涉及将动物的肾脏移植物移植回其原始解剖位置。该模型可用于研究人类终末期肾病的新治疗方法。...

原位猪肾移植：一种在猪模型中移植肾移植物的技术

本文介绍了一种研究排斥反应免疫学机制的实验方案。所采用的手术模型具有手术时间短、操作步骤简洁的特点。根据供体与受体小鼠品系的组合不同，移植肾脏可能出现急性细胞排斥反应或慢性移植物损伤，后者以间质纤维化和肾小管萎缩为特征。...

小鼠肾移植：同种异体移植物排斥模型

本报告详细描述了将不同年龄供体小鼠的胸腺移植到免疫缺陷型受体小鼠肾包膜下的操作方法。该技术旨在模拟T细胞发育及胸腺选择过程。 在体.

不同年龄小鼠胸腺移植物的分离与移植

小鼠离体灌注肾（MIPK）是一种用于维持小鼠肾脏在离体状态下 离体...

小鼠离体灌注肾脏技术

本文及实验方案旨在详细说明并演示大鼠原位肾移植手术的操作过程。该方法通过采用静脉和输尿管套管吻合技术，简化了手术步骤，以实现供体肾脏的正确灌注，并缩短再灌注时间。...

大鼠原位肾移植：一种新颖且简化的手术方法

本方案介绍了一种小鼠肾移植的新型外科技术，重点在于改良的动脉吻合策略。同时介绍了一种血管缝合技术，包括一种更简单且更安全的输尿管-膀胱吻合方法。这些改进可缩短手术时间，并提高小鼠肾移植手术的成功率。...

一种改良的小鼠肾移植外科技术

学习小鼠肾脏移植的改良动脉吻合技术，通过制作供体腹主动脉的跟趾袖口来建立吻合。该方法可显著降低动脉血栓形成风险，提高移植成功率，为器官移植研究提供可靠的显微外科操作方案。

小鼠肾脏移植技术

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