Name: 以病人为像肝癌原位同源小鼠模型的癌转移 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-10-24T14:00:00.000+00:00
Duration: 5 min 6 s
Description: 学习建立原位同源小鼠模型研究肝细胞癌转移机制的方法。该技术通过将肝癌细胞植入同基因小鼠肝脏，为研究肿瘤免疫反应和转移生物学提供了可重复的平台。

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我们感谢Pascal DuBois对本文的校对。作者还感谢纽约市立大学亨特学院动物实验中心的工作人员。本研究得到了美国国立卫生研究院（NIH）RCMI基金对亨特学院的资助。

伦理声明 
所有动物实验均经纽约市立大学亨特学院机构动物照护与使用委员会（IACUC）批准。
注意：本实验共使用八只 BALB/c 小鼠。其中五只 BALB/c 小鼠被植入 5 × 106 个 BNL 1ME A.7R.1 小鼠肝细胞癌细胞以诱导原发性肿瘤形成。另外三只未进行细胞植入的 BALB/c 小鼠作为对照组。BNL 1ME A.7R.1 是一种小鼠肝细胞癌细胞系，由化学转化非致瘤性小鼠肝细胞系 BNL CL.2 获得。BNL 1ME A.7R.1 细胞系购自美国模式培养物集存库（ATCC）。
1. 术前准备
<ol>
	<li>确保所有接受存活手术的小鼠健康。为确认小鼠健康状况，可通过皮肤牵拉试验检查脱水迹象。实验中不得使用任何有疾病或痛苦表现的小鼠。</li>
	<li>称量小鼠体重，确保其未过轻。体重应至少达到16–20克。</li>
	<li>每只小鼠准备5×106个BNL 1ME A.7R.1小鼠肝细胞癌（HCC）细胞用于移植：
	<ol>
		<li>吸除BNL 1ME A.7R.1小鼠HCC细胞在10 ml&#160;培养皿中（细胞融合度为60%–70%）的培养基。用5 ml&#160;PBS洗涤两次。向培养皿中加入2 ml&#160;胰蛋白酶，并在37 °C、含5% CO2的湿润培养箱中孵育5分钟。</li>
		<li>随后，用移液器吸取10 µl消化后的细胞悬液，加入血细胞计数板，在显微镜10倍放大下进行细胞计数。计数四个大角方格中的总细胞数，乘以稀释倍数，再除以计数的方格数，最后乘以106，得到细胞浓度（个/ml）。</li>
		<li>根据计算结果，将每只小鼠所需的500万个细胞收集至无菌的1.5 ml&#160;微量离心管中。标记1.5 ml&#160;微量离心管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将5×106个BNL 1ME A.7R.1小鼠HCC细胞重悬于100 µl磷酸盐缓冲液（PBS）中。移植手术前，将细胞置于冰上保存。</li>
	<li>进行小鼠术前准备操作（如麻醉诱导和毛发修剪）时，应远离无菌器械和材料，以避免污染。</li>
	<li>通过异氟烷蒸发器吸入异氟烷诱导小鼠全身麻醉，同时以每分钟1 L&#160;的恒定流速供给氧气（浓度约2.1%）。注：该系统为自给式，包含精密蒸发器、氧气供应装置以及与呼吸回路相连的活性炭罐，用于气体/麻醉剂的清除。</li>
	<li>确保麻醉深度足够，以防止动物在手术过程中感到疼痛。通过脚趾夹捏试验观察动物是否无反应，以确认麻醉效果。</li>
	<li>此时，切换阀门管线，密封至箱体，并打开至鼻罩。</li>
	<li>一旦小鼠进入麻醉状态，立即在其角膜上涂抹少量眼用软膏，以预防干燥和损伤。</li>
	<li>随后将动物转移至准备区域，正确放置并连接鼻罩（用于维持麻醉）。在该准备区域，对预定手术切口部位进行脱毛处理。</li>
	<li>确保手术区域远离其他所有活动区域。</li>
	<li>确保手术工作台稳固，并在术前进行适当消毒，保持清洁、无污染且无杂物。在其上方覆盖无菌布巾或无菌手术托盘。</li>
	<li>仅允许实施手术的人员进入手术区域。确保手术室已使用适当的清洁剂清洗打扫，并喷洒合适的消毒剂。</li>
	<li>应将手术区域置于远离门窗的位置，因为空气流动可能传播灰尘，导致手术部位污染。</li>
	<li>使用无菌器械进行存活手术。可按照制造商建议将器械浸泡于消毒剂中，或进行高压灭菌。使用已准备就绪的基本无菌耗材。</li>
	<li>按功能分类放置器械，以帮助防止无菌区域受到污染。</li>
	<li>在切口部位（中线切口）周围约1英寸范围内剃毛，以便暴露动物肝脏。将去除的毛发远离手术区域处理。</li>
	<li>剃毛后，使用含皂消毒剂（聚维酮碘外科 scrub）擦洗手术区域，并用无菌PBS溶液冲洗去除多余消毒剂。重复此操作数次，整个擦洗过程持续约5分钟。摘除并丢弃已使用的手套。</li>
	<li>之后，更换防护服装，如手术衣、刷手服和口罩。接着使用适当的刷手液清洁双手，再佩戴外科手套。注：此步骤至关重要，可防止潜在污染物脱落并污染手术部位。</li>
</ol>
2. 手术
<ol>
	<li>在整个麻醉期间提供外部热源以保持体温。由于麻醉会干扰体温调节，动物可能会出现一定程度的低体温，因此需维持其体温。</li>
	<li>手术过程中始终将小鼠仰卧位放置。</li>
	<li>使用外科胶带将小鼠的前肢、后肢和尾巴固定在手术台上。</li>
	<li>在剑突下方立即做一条直线切口。</li>
	<li>使用无菌自持式外科牵开器暴露肝脏。</li>
	<li>用带有20G针头的注射器，缓慢而小心地将含有5×106个BNL 1ME A.7R.1小鼠HCC细胞的100 µl PBS注入肝脏右叶。</li>
	<li>拔出针头后，用无菌棉签压迫至少1分钟&#160;，以防止因肝脏血管丰富可能引起的出血。</li>
	<li>先用可吸收缝线缝合皮下组织，再用外科夹闭合皮肤。随后再次用聚维酮碘溶液清洗伤口。注意：这将确保手术切口的闭合。</li>
	<li>皮下注射100 µl生理盐水。</li>
</ol>
3. 术后
<ol>
	<li>手术后立即将小鼠转移到带有术后识别卡的清洁笼具中，以便饲养人员了解小鼠状况。提供食物和饮水。注意：根据我们的经验，刚接受手术的小鼠在术后最初24小时&#160;内单独饲养，并提供湿润饲料和饮水，恢复效果最佳。</li>
	<li>使用产生不超过38 ºC热量的加热灯为动物保温。使用温度计监测温度，直至小鼠完全恢复。</li>
	<li>将动物饲养在笼具中，最好使用纸屑作为垫料，以确保其舒适。</li>
	<li>初步恢复后，观察动物是否有不适、出血、疼痛或痛苦的迹象。给予丁丙诺啡（0.05–0.1 mg/kg）以缓解疼痛。密切监测其活动、行为、外观以及饮水和进食情况，持续约2小时。若小鼠能够自主活动，则将其转移回常规饲养区域，并在术后24小时&#160;内每6–12小时&#160;监测一次。如有需要，可进行体重检测。</li>
	<li>然而，如果动物恢复过程中出现问题，应采取适当的辅助护理措施。若小鼠无法恢复，则应通过CO2窒息法配合颈椎脱位实施人道安乐死，并遵循机构批准的安乐死操作指南。</li>
	<li>术后检查是否存在肝细胞癌（HCC）的临床证据，通常表现为体况评分显著下降。注意：此时肝脏中可能已形成原发性肿瘤，肺部也可能已出现转移灶。</li>
	<li>此时，对实验中涉及的所有小鼠（包括实验组和对照组）实施人道安乐死。采用二氧化碳窒息法：在5–10分钟内缓慢向密闭室中释放二氧化碳，导致呼吸停止。</li>
</ol>

<ol><li>Sheng, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Capture%2C+release+and+culture+of+circulating+tumor+cells+from+pancreatic+cancer+patients+using+an+enhanced+mixing+chip%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+on+a+Chip%22%5BJournal%5D)">Capture, release and culture of circulating tumor cells from pancreatic cancer patients using an enhanced mixing chip.</a> Lab on a Chip. 14, 89-98 (2014).</li>
<li>Ogunwobi, O. O., Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Therapeutic+and+prognostic+importance+of+epithelial-mesenchymal+transition+in+liver+cancers%3A+insights+from+experimental+models%5BTitle%5D)+AND+%22Critical+Reviews+in+Oncology%2FHematology%22%5BJournal%5D)">Therapeutic and prognostic importance of epithelial-mesenchymal transition in liver cancers: insights from experimental models.</a> Critical Reviews in Oncology/Hematology. 83, 319-328 (2012).</li>
<li>Ogunwobi, O. O., Puszyk, W., Dong, H. J., Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Epigenetic+upregulation+of+HGF+and+c-Met+drives+metastasis+in+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22PloS+One%22%5BJournal%5D)">Epigenetic upregulation of HGF and c-Met drives metastasis in hepatocellular carcinoma.</a> PloS One. 8, e63765(2013).</li>
<li>Ogunwobi, O. O., Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Hepatocyte+growth+factor+upregulation+promotes+carcinogenesis+and+epithelial-mesenchymal+transition+in+hepatocellular+carcinoma+via+Akt+and+COX-2+pathways%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Metastasis%22%5BJournal%5D)">Hepatocyte growth factor upregulation promotes carcinogenesis and epithelial-mesenchymal transition in hepatocellular carcinoma via Akt and COX-2 pathways.</a> Clinical and Experimental Metastasis. 28, 721-731 (2011).</li>
<li>Fujiwara, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+novel+animal+model+for+in+vivo+study+of+liver+cancer+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22World+Journal+of+Gastroenterology+%3A+WJG%22%5BJournal%5D)">A novel animal model for in vivo study of liver cancer metastasis.</a> World Journal of Gastroenterology : WJG. 18, 3875-3882 (2012).</li>
<li>Wirtz, D., Konstantopoulos, K., Searson, P. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+physics+of+cancer%3A+the+role+of+physical+interactions+and+mechanical+forces+in+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">The physics of cancer: the role of physical interactions and mechanical forces in metastasis.</a> Nature Reviews Cancer. 11, 512-522 (2011).</li>
<li>Heindryckx, F., Colle, I., Van Vlierberghe, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Experimental+mouse+models+for+hepatocellular+carcinoma+research%5BTitle%5D)+AND+%22International+Journal+of+Experimental+Pathology%22%5BJournal%5D)">Experimental mouse models for hepatocellular carcinoma research.</a> International Journal of Experimental Pathology. 90, 367-386 (2009).</li>
<li>Zhang, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+in+vivo+mouse+model+of+metastatic+human+thyroid+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Thyroid+Official+Journal+of+the+American+Thyroid+Association%22%5BJournal%5D)">An in vivo mouse model of metastatic human thyroid cancer.</a> Thyroid Official Journal of the American Thyroid Association. 24, 695-704 (2014).</li>
<li>Menezes, M. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Genetically+engineered+mice+as+experimental+tools+to+dissect+the+critical+events+in+breast+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Advances+in+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Genetically engineered mice as experimental tools to dissect the critical events in breast cancer.</a> Advances in Cancer Research. 121, 331-382 (2014).</li>
<li>Ogunwobi, O. O., Wang, T., Zhang, L., Liu, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cyclooxygenase-2+and+Akt+mediate+multiple+growth-factor-induced+epithelial-mesenchymal+transition+in+human+hepatocellular+carcinoma%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Gastroenterology+and+Hepatology%22%5BJournal%5D)">Cyclooxygenase-2 and Akt mediate multiple growth-factor-induced epithelial-mesenchymal transition in human hepatocellular carcinoma.</a> Journal of Gastroenterology and Hepatology. 27, 566-578 (2012).</li>
<li>Hanahan, D., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+hallmarks+of+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">The hallmarks of cancer.</a> Cell. 100, 57-70 (2000).</li>
<li>Chambers, A. F., Groom, A. C., MacDonald, I. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dissemination+and+growth+of+cancer+cells+in+metastatic+sites%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">Dissemination and growth of cancer cells in metastatic sites.</a> Nature Reviews Cancer. 2, 563-572 (2002).</li>
<li>Kim, M. Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tumor+self-seeding+by+circulating+cancer+cells%5BTitle%5D)+AND+%22Cell%22%5BJournal%5D)">Tumor self-seeding by circulating cancer cells.</a> Cell. 139, 1315-1326 (2009).</li>
<li>Stolpe, A., Pantel, K., Sleijfer, S., Terstappen, L. W., den Toonder, J. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Circulating+tumor+cell+isolation+and+diagnostics%3A+toward+routine+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Circulating tumor cell isolation and diagnostics: toward routine clinical use.</a> Cancer Research. 71, 5955-5960 (2011).</li>
<li>Saad, F., Pantel, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+current+role+of+circulating+tumor+cells+in+the+diagnosis+and+management+of+bone+metastases+in+advanced+prostate+cancer%5BTitle%5D)+AND+%22Future+Oncology%22%5BJournal%5D)">The current role of circulating tumor cells in the diagnosis and management of bone metastases in advanced prostate cancer.</a> Future Oncology. 8, 321-331 (2012).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

本文深入描述了Ogunwobi及其同事近期报道的一种成功建立肝细胞癌（HCC）转移的原位同系小鼠模型的方法（图2）3。该操作的成瘤率通常较高。我们此前观察到的成瘤率可达100%3。然而，成瘤率可能因操作者的熟练程度而有所差异。在最近一次由一名正在接受培训的新入学研究生开展的实验中，成瘤率低至40%。尽管大多数实验因小鼠体况评分下降而在4至6周时终止，但根据我们将相同细胞皮下接种至同品系小鼠的经验，我们认为原发性肿瘤可能在2至3周内即已形成。在成功的实验中，我们通常预期观察到一个肿瘤结节。虽然我们预计肺转移在4至6周之间出现，但肝脏内的肿瘤发生可能要早得多。
良好的外科技术和无菌条件对于该存活手术方法的成功至关重要。用于存活手术的小鼠应健康状况良好。建议在手术前后对小鼠进行称重。在我们最近的实验中，小鼠术前平均体重为18克，实验终点时（术后植入63天）平均体重仅为22克。在此期间体重仅增加4克，可能是由于肿瘤引起的全身性疾病导致体重增长有所下降。若在实验过程中每周称重一次或两次，将能对此情况进行更客观的评估...

肝细胞癌（HCC）是最致命的癌症之一，预后差，生存期短。几乎所有与癌症相关的死亡都是由于疾病从原发器官转移至其他远处器官所致2-6。HCC的发展是一个复杂的过程。因此，能够在动物模型中模拟在转移性HCC中自然存在的肿瘤微环境，可能成为揭示人类相关机制的有效且有用的方法7。然而，癌症转移的机制在很大程度上仍不明确。因此，有必要建立动物模型，以帮助我们阐明HCC等癌症转移的潜在分子机制3,5。
小鼠模型系统是阐明机制和评估转移性人类癌症治疗新策略的非常有用的方法5,8。目前存在的各种小鼠模型系统充分证明了研究人员为准确再现该疾病复杂性所付出的努力5,8,9。
Ogunwobi 及其同事最近采用存活手术方法，成功建立了一种新型同源异位小鼠模型，用于肝细胞癌（HCC）转移的研究3。他们的研究构建了一种“类似患者”的小鼠模型，能够重现侵袭性及转移性肝细胞癌的特征3。他们进一步证明，该小鼠模型系统可用于循环肿瘤细胞生物学的研究，且有望为深入理解癌症转移机制提供新的见解3。
本文旨在详细描述建立这种“类患者”同基因原位小鼠肝细胞癌（HCC）转移模型的方法3。将介绍如何通过存活手术，将BNL 1ME A.7R.1小鼠肝细胞癌细胞直接植入近交系野生型免疫功能健全的BALB/c实验小鼠品系的肝脏（肿瘤起源器官）中3。与其他将人源肿瘤细胞植入免疫缺陷小鼠体内的异种移植肿瘤模型不同，该模型为同基因型，因此适用于研究免疫系统在肿瘤转移过程中的作用3,5,8。该方法有望被广泛应用于实体器官癌症转移机制的研究。

<table><tbody><tr><td>微型解剖镊子&amp;nbsp;</td><td>Roboz</td><td>(RS-5040)</td><td>尖端尺寸 0.20 × 0.12 mm</td></tr><tr><td>格拉费微型解剖钳，带锯齿弯头</td><td>Roboz</td><td>(RS-5111)</td><td>1×2 齿，弯头宽度 0.6 mm</td></tr><tr><td>微型解剖牵开器—Agricola 型（3×3 齿）</td><td>Roboz</td><td>(RS-6501)</td><td>钝头，3×3 齿，深度 4 mm，展开宽度 25 mm</td></tr><tr><td>微型解剖牵开器—Goldstein 型（3×3 齿）</td><td>Roboz</td><td>(RS-6503)</td><td>钝头，3×3 齿，深度 4 mm，展开宽度 19 mm</td></tr><tr><td>詹姆斯卡尺（用于测量肿瘤）</td><td>Roboz</td><td>(RS-6466)</td><td>80 mm / 3 英寸刻度，镀铬&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>微型解剖剪，大环直剪，锋利刃口</td><td>Roboz</td><td>(RS-5852)</td><td>刀片长 23 mm，总长 4 英寸，扁平柄身，大环手柄</td></tr><tr><td>带刀片的手术刀，适用于精细解剖操作</td><td>Roboz</td><td>(RS-9861-36)</td><td></td></tr><tr><td>手术刀柄&amp;nbsp;</td><td>Roboz</td><td>(RS-9884)</td><td>实心结构</td></tr><tr><td>Littauer 缝线剪</td><td>Roboz</td><td>(RS-7074)</td><td>长度 4.5 英寸</td></tr><tr><td>Brown 缝合针持，便于打结</td><td>Roboz</td><td>(RS-7960)</td><td>凸面钳口，精细锯齿</td></tr><tr><td>Reflex 7 mm 伤口夹及 Reflex 7 夹施加器</td><td>Roboz</td><td>(RS-9262)</td><td>安全、可靠的伤口闭合替代方法</td></tr><tr><td>器械托盘及盖子</td><td>Roboz</td><td>RT-1350S</td><td></td></tr><tr><td>迷你剃毛器，带可拆卸刀头</td><td>Roboz</td><td>(RS-5903)</td><td></td></tr><tr><td>Germinator 500（即 Germ Terminator）干式灭菌器</td><td>Roboz</td><td>Ds-400, Ds-401, DS-501</td><td>用于微型解剖器械的快速去污。&amp;nbsp;&amp;nbsp; 器械可在 15 秒内完成去污。&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>显微注射针</td><td>VWR</td><td>BD305125</td><td>25G 针头</td></tr></tbody></table>

一种模拟患者的同系小鼠原位肝细胞癌转移模型

A "Patient-Like" Orthotopic Syngeneic Mouse Model of Hepatocellular Carcinoma Metastasis

大多数癌症相关死亡是由癌症转移引起的，而非原发性肿瘤本身。然而，癌症转移的潜在机制仍不明确。动物模型对于阐明这些机制以及评估治疗转移性癌症的新策略至关重要。本文详细描述了一种用于研究实体器官肿瘤转移机制的“类患者”原位同系小鼠模型。具体方法是通过存活手术将 BNL 1ME A.7R.1 小鼠肝细胞癌细胞直接植入近交系野生型免疫功能健全的实验小鼠品系 BALB/c 的肝脏（即肿瘤起源器官）中。该方法的成功率和可重复性较高，推荐广泛用于阐明实体器官癌症转移的生物学机制。

将5×106个BNL 1ME A.7R.1小鼠肝细胞癌细胞植入Balb/c小鼠的肝脏中。术后63天可观察到肝细胞癌发展的临床证据。随后，对小鼠实施人道安乐死。对安乐死的小鼠进行剖检，切除肺和肝脏，并进行仔细的大体检查以识别肉眼可见的肿瘤。在一只小鼠中，观察到肝脏表面存在一个浅表性肿瘤，并部分与腹壁粘连（图1A）。在第二只小鼠中，观察到肝脏外观异常，该异常极似浅表性肿瘤（图1B）。如预期所示，未植入BNL 1ME A.7R.1肝细胞癌细胞的对照组小鼠未出现任何肿瘤，这一点由对照小鼠的肝脏（图1D）和肺（图1E）所证实。此外，携带肿瘤的小鼠肺部也呈现一定程度的异常，可见出血性坏死区域（图1C）。根据以往经验，这些肺组织可能含有转移性病灶3。
<img alt="组织学样本；显微镜图像；组织分析；实验医...

癌症的转移扩散是导致癌症相关死亡的主要原因。本文详细介绍了我们用于建立“类患者”原位同系小鼠模型系统的生存手术方法，该系统可用于研究实体器官肿瘤转移的机制。

癌症相关的大多数死亡是由癌症转移引起的，而非原发性肿瘤本身。然而，其潜在的机制……

本实验的总体目标是建立一种类似于患者的同系异位小鼠模型系统，用于研究肝细胞癌转移的机制。首先，制备用于移植的小鼠肝细胞癌细胞；其次，打开受体同系动物的腹部，将细胞小心注射到肝脏右叶中。最终，该方法的成功性和可重复性使其推荐用于广泛阐明肝细胞癌转移的生物学机制。与现有的小鼠异种移植瘤模型等技术相比，该技术的主要优势在于，我们的同源基因肿瘤模型系统能够研究免疫反应在肿瘤转移中的作用。接下来将由我实验室的本科生 Michelle Nadu 演示该实验操作。开始植入前细胞准备时，先用五毫升磷酸盐缓冲液（PBS）将60%至70%融合度的肝细胞癌细胞培养物洗涤两次。在37摄氏度下，用两毫升胰蛋白酶孵育细胞培养物。五分钟后，计数细胞，并将其稀释至每毫升PBS含5 × 10⁵个细胞。接着，将100微升细胞等分试样转移至每只小鼠对应的无菌1.5毫升微量离心管中，并将细胞置于冰上。开始手术操作前，通过脚趾夹捏法确认麻醉深度是否合适。对一只体重16至20克的健康成年bsy小鼠，涂抹眼膏以保护眼睛，并剃除腹部中线周围约一英寸范围的毛发。随后戴上一副乳胶手套，用含肥皂的消毒剂反复擦洗暴露的皮肤数次，再用无菌PBS冲洗约五分钟。皮肤准备完毕后，丢弃手套并穿戴适当的个人防护装备。在操作过程中提供外部热源，以防止麻醉引起的低体温，并用手术胶带固定动物的四肢和尾巴，使小鼠保持仰卧位。接着，在剑突下方立即做一垂直切口，并使用无菌自持式手术拉钩打开腹腔。当肝脏可见时，用一支配有20号针头的1毫升注射器吸取一份细胞，缓慢而小心地将全部100微升肝细胞癌细胞注入肝脏右叶。拔出针头后，用无菌棉签按压至少一分钟，以止住任何出血。然后使用可吸收缝线缝合皮下组织，再缝合皮肤。使用手术夹后，用另一种消毒剂清洗伤口，并皮下注射100 µL生理盐水。手术结束后立即将小鼠转移至清洁的笼子中，单独饲养，垫有纸屑，至少持续24小时。如前所述，这些BSY小鼠肝脏中已植入5 × 10⁶个ME.A小鼠肝细胞癌细胞。63天后，一只小鼠出现了肝细胞癌发展的临床证据，如箭头所示。在肝脏表面观察到一个浅表性肿瘤，并部分附着于腹壁。该小鼠的肺脏也表现出异常形态，可见出血性坏死区域。在另一只小鼠中，肝脏明显异常，其异常特征与预期的对照组表浅肿瘤非常相似。未进行移植的小鼠在肝脏或肺部均未出现肿瘤。一旦掌握，这种原位同系小鼠模型可为阐明转移性肝细胞癌的生物学机制提供良好的研究平台。

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“以病人为像”肝癌原位同源小鼠模型的癌转移

建立该模型可采用两种技术：将癌细胞悬液注射至盲肠壁，或将皮下肿瘤组织块移植到盲肠。该模型可用于研究结直肠癌的自然进展过程，以及评估针对结直肠癌的新型治疗药物。...

结直肠癌小鼠原位模型

免疫缺陷小鼠中的人类肿瘤异种移植模型是研究癌症生物学的有力工具。本文描述了从人肝细胞癌细胞或肿瘤组织片段建立皮下和肝内异种移植模型的具体实验方案。通过部分肝切除术诱导受体小鼠肝脏再生，可作为促进肝内移植瘤定植的有效策略。...

在免疫缺陷小鼠中建立人肝细胞癌皮下及肝内异种移植模型

通过半脾注射技术建立的肝转移瘤的临床前小鼠模型。...

一种肝转移的临床前小鼠模型

本文描述了一种原位乳腺癌原发肿瘤模型，以及通过手术切除原发肿瘤以延长小鼠生存期从而产生自发性转移的方法。肿瘤的生长和进展通过荧光素酶成像进行监测和定量。...

一种自发性乳腺癌转移的原位小鼠模型

前列腺癌是美国癌症相关死亡的第二大常见原因。原位癌模型为理解前列腺癌的生物学特性以及评估治疗方案的有效性提供了一种有效的方法。本方案详细描述了建立原位前列腺癌小鼠模型所需的各个步骤。...

人前列腺癌的临床前原位小鼠模型

在免疫功能健全的小鼠中建立肾细胞癌原位模型，可为研究者提供一种具有临床相关性的实验体系，该体系在同一动物体内同时表现出原发性肾肿瘤和肺转移灶。该模型可用于多种治疗方法的临床前测试。 体内.

一种用于定量和纵向评估临床前疗法的同系小鼠转移性肾细胞癌模型

本文描述了一种具有临床相关性的肝癌小鼠模型的建立，该模型可重现肝细胞癌（HCC）典型的免疫学特征。...

一种由致癌性肝细胞诱导的原位小鼠肝细胞癌模型，发生于肝脏炎症与纤维化背景下

采用手术原位移植技术，将患者来源的肿瘤组织块植入小鼠体内，同时结合培养的人眼葡萄膜黑色素瘤细胞系进行针头注射，从而建立人肝转移性葡萄膜黑色素瘤的原位异种移植小鼠模型。...

在免疫缺陷小鼠中建立肝脏原位人眼葡萄膜黑色素瘤异种移植平台

本文介绍了一种建立正位肝细胞癌异种移植模型的方案，该方案包括结扎和不结扎肝动脉的条件，并利用[18F]氟米索硝唑（[18F]FMISO）和[18F]氟脱氧葡萄糖（[18F]FDG）进行无创正电子发射断层扫描（PET）成像，以检测肿瘤缺氧情况。...

原位小鼠肝细胞癌模型中的无创PET/MR成像

胰腺导管腺癌（PDAC）的同系小鼠原位异种移植模型能够重现疾病亚型的生物学特性、表型特征及治疗反应。由于其肿瘤进展迅速且可重复性高，这类模型被广泛应用于临床前研究。本文介绍了构建此类模型的常用方法，即将同系小鼠来源的PDAC细胞系接种至胰腺中。...

同基因小鼠原位异体移植模型构建胰腺癌模型

学习建立原位同源小鼠模型研究肝细胞癌转移机制的方法。该技术通过将肝癌细胞植入同基因小鼠肝脏，为研究肿瘤免疫反应和转移生物学提供了可重复的平台。

一种模拟患者的同系小鼠原位肝细胞癌转移模型

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