使用静脉葡萄糖耐量试验表征非人灵长类动物的代谢状态

本静脉注射葡萄糖耐量试验（IVGTT）的总体目标是表征猕猴从健康状态进展为代谢紊乱、高血糖状态的代谢性疾病进程。该方法可用于建立根据其代谢状态分层的实验动物群组，以开展饮食或药物干预研究，评估针对糖尿病胰岛素抵抗治疗措施的疗效。该技术的主要优势在于，相较于其他耗时更长且成本更高的技术，操作简便。

开始实验前14至18小时，从猕猴笼中移除食物，以避免餐后血糖值出现波动。次日早晨，称量已麻醉动物的体重，然后将灵长类动物置于预热的手术台上，保持侧卧位。

每15至20分钟，使用脉搏血氧仪测量心率和外周毛细血管血氧饱和度；使用秒表测量呼吸频率，并通过直肠测温法使用体温计测量体温。每次临床参数检查时，还需确认牙龈和嘴唇周围的黏膜湿润且呈粉红色。

在确认动物的基础健康状况后，使用剪毛器修剪导管插入部位的毛发，随后使用氯己定和70%酒精交替擦拭消毒两个区域。待部位准备就绪后，插入第一根导管，并通过三通旋塞将诱捕装置连接至肝素生理盐水冲洗液。此位置即为采血取样点。

用胶带将通止阀固定在肢体上。导管的位置对于保持通畅以及精确地进行连续采血至关重要。因此，应考虑选择大隐静脉的内侧和更近端的区域，以便于固定和操作肝素化封管冲洗系统。

然后，放置第二根导管，并连接用于葡萄糖输注的输液端口，随后推注 1 毫升肝素化生理盐水，以保持导管通畅直至开始葡萄糖输注。用胶带将端口固定于手臂上以确保其稳固。当两根导管均就位后，采集基础血样，并使用手持式血糖仪测定空腹血糖水平。

采集血清样本用于常规生化分析，同时采集全血样本用于全血细胞计数，以评估动物的整体健康状况。采集全血样本后需立即颠倒混匀。每次采血后，将样本与含蛋白酶抑制剂的EDTA管充分混合。

获得基线样本后，通过葡萄糖输注端口在30秒内输注50%葡萄糖剂量。随后用5毫升肝素化生理盐水冲洗，确保输注端口内无残留葡萄糖。输注结束后更换手套，以免输注过程中残留的葡萄糖污染后续血液样本。

首次输注后采样时间点为葡萄糖输注结束后的第3分钟，随后在T5、7、10、15和20分钟时采样，最后一次采样在T30分钟。采集样本后10分钟内进行离心，用于葡萄糖和胰岛素分析，然后将血浆分装至冻存管中，于-80摄氏度冷冻保存，直至进行后续分析。在T3分钟采样时，使用手持式血糖仪检测血糖水平，以确认葡萄糖输注的效果。

当采集完最后一个样本后，移除套管针，并对导管插入部位施加压力以止血，同时监测动物直至其完全恢复。此处展示了在30分钟静脉葡萄糖耐量试验（IVGTT）过程中，成年健康与糖尿病食蟹猕猴典型的葡萄糖和胰岛素曲线。健康猕猴空腹时的基础血糖值可低至50至60毫克/分升，在T3分钟时间点可观察到血浆葡萄糖的初始峰值。

这显著低于糖尿病动物表现出的典型血浆葡萄糖峰值。在实验过程中，健康动物的葡萄糖水平通常会恢复至其基线值，而代谢异常和糖尿病动物的葡萄糖水平则不会。健康动物伴随的胰岛素曲线呈现两个峰值，对应于血糖水平的初始快速下降，这一过程在较大程度上由胰岛素对葡萄糖转运和摄取的外周作用所介导。

这些外周效应的程度，即使在胰岛素反应的第一阶段，也比不上肝脏在降低血糖方面所起的作用；而在幅度较小但更持久的第二胰岛素峰期间，肝脏通过抑制内源性葡萄糖生成，对血糖水平的影响最为显著。一旦动物进入重度糖尿病状态，对右旋糖酐脉冲刺激的胰岛素分泌会急剧下降。在整个实验过程中，血糖水平将保持升高状态。

与葡萄糖类似，此时的清除几乎完全由非胰岛素依赖性机制介导。在完成该操作后，可进一步采用分级葡萄糖输注或高胰岛素-正常血糖钳夹技术，以探讨有关胰岛素敏感性的其他问题。请注意，由于可能暴露于B型疱疹病毒，操作接触过猕猴血液的针头具有极高危险性。

进行此操作时，应始终遵守相关预防措施，例如穿戴适当的个人防护装备，以及在处理锐器时需格外小心。