Name: 诱导和缺血再灌注损伤评估中的Langendorff灌注鼠心 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-07-27T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 58 s
Description: 了解利用Langendorff离体灌流装置建立大鼠心肌缺血再灌注损伤模型的实验方法。该技术通过主动脉插管、停灌诱导缺血及恢复灌流，实时监测左心室压力变化，为研究心肌缺血早期分子事件及心脏保护策略提供可控的体外研究平台。

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本出版物由南卡罗来纳临床研究机构支持 &amp;#38；转化研究（SCTR）研究所，隶属于南卡罗来纳医科大学，美国国立卫生研究院/国家转化科学促进中心资助号 UL1 TR000062。DRM 获美国退伍军人事务部杰出研究奖 BX002327-01 资助。DJH 获美国国立卫生研究院/国家转化科学促进中心资助号 TL1 TR000061 及美国国立卫生研究院资助号 T32 GM008716 资助。SEA 获美国国立卫生研究院资助号 T32 HL07260 资助。

此处列出的所有操作步骤均已获得南卡罗来纳医科大学机构动物照护与使用委员会的批准。本文所述实验为急性、非存活实验，因此无需使用眼药膏，也不需要无菌手术环境。动物处死通过心脏采血时放血完成。
1. 实验准备
<ol>
	<li>安装恒压或恒流式朗格多夫灌流装置4.</li>
	<li>配制 4 L 改良 Krebs Henseleit 缓冲液（单位：mM：112 NaCl，5 KCl，1.2 MgSO₄）4, 1 K2HPO4，1.25 CaCl2, 25 NaHCO3，11 D-葡萄糖，0.2&#160;辛酸，pH = 7.4
	<ol>
		<li>配制10倍浓度的储备缓冲液。
		<ol>
			<li>溶解 NaCl、KCl、MgSO₄·7H₂O、CaCl₂·2H₂O 和葡萄糖，使其在去离子水中终浓度分别为 119 mM、4.7 mM、1.2 mM、2.5 mM 和 11 mM。4，以及 K2HPO4 在3 L超纯水中。</li>
			<li>溶解 CaCl2 在500 ml超纯水中加入40 ml 1 N HCl。</li>
			<li>缓慢加入 CaCl2 将超纯水加至1.2.1.1中制备的缓冲液中，定容至4 L。搅拌1小时后，经0.8 µm滤膜过滤。4 °C保存。</li>
			<li>将 NaHCO₃ 溶解于3 在4 L超纯水中溶解，搅拌1小时后经0.8 µm滤膜过滤，4 °C保存。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>将400 ml 10倍克雷布斯-亨塞尔特缓冲液与400 ml 10倍NaHCO₃混合3 缓冲液。加入超纯水定容至4 L，搅拌下溶解葡萄糖和辛酸。经0.8 µm滤膜过滤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>准备心脏系统。
	<ol>
		<li>将2 L过滤缓冲液加入置于38英寸高处的4 L瓶中&#160;止血钳上方连接主动脉插管处。这将向心脏输送70-80 mmHg的灌注压力，此为推荐的灌注压力4.</li>
		<li>将气体分散式鼓泡器插入瓶中的缓冲液内。</li>
		<li>运行缓冲液通过系统，确保清除管路内的任何气泡。</li>
		<li>打开气体（95% O₂）2/5% CO₂2至少在心脏放置于系统前30分钟，使用气体流量探头和血气分析仪检测氧饱和度。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>准备手术器械和球囊。
	<ol>
		<li>用于心脏采集时，准备6.75英寸手术剪1把、4.5英寸剪刀1把、止血钳2把、卡兰马尔钳2把、带27 G针头的注射器2支、0号丝线2段（每段长约15 cm）、1/16英寸带倒刺套管1个以及气管套管1个。</li>
		<li>组装气管插管时，将一段短的直径为1/16英寸的塑料管连接到Y型接头，并用胶水固定。</li>
		<li>组装球囊装置：将灌胃针连接至一段1/16英寸管路，再将管路连接至压力传感器外壳。在压力传感器外壳的另一端连接一个小型注射器，用于充盈和排空球囊。
		<ol>
			<li>剪一块方形塑料膜，将灌胃针的尖端置于其中心位置，然后将塑料膜包裹在灌胃针周围。</li>
			<li>用生理盐水填充气球，并用两条缝线结扎。充气以确保无泄漏。充胀后气球内生理盐水的体积应约为 200 µl，但可根据大鼠的大小有所变化。</li>
			<li>或者，可使用乳胶指套代替塑料薄膜。将灌胃针插入指套内，注入生理盐水后扎紧。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 收集心脏
<ol>
	<li>使用断头器或其他手动固定装置固定一只Sprague Dawley大鼠。称重大鼠体重。</li>
	<li>通过腹腔注射给予氯胺酮/赛拉嗪混合物（氯胺酮0.85 mg/kg，赛拉嗪0.15 mg/kg）以麻醉大鼠。&#160; 此剂量的麻醉剂可提供20–40分钟的充分麻醉，但应在确认麻醉成功后尽快完成操作。</li>
	<li>通过测试足趾夹捏反射确认麻醉深度是否合适。</li>
	<li>气管切开术
	<ol>
		<li>使用止血钳提起从前肢中部至下颌基部的皮肤，用剪刀做切口以去除毛皮。保持皮肤抬高，使其与下方肌肉分离，以便沿皮肤剪开并完整去除。</li>
		<li>使用止血钳提起腺体组织，并在腺体组织下方的筋膜上做一横向切口。用止血钳将切口撑开，注意避免损伤颈静脉。</li>
		<li>使用止血钳夹住气管上方的肌肉，用剪刀在止血钳尖端稍下方的肌肉上做一横向切口。再用止血钳将组织分开，暴露气管。</li>
		<li>小心将止血钳插入气管下方，边缓慢推进和回撤止血钳，边轻柔地分离筋膜。</li>
		<li>当止血钳成功置于气管后方时，用止血钳夹住0-0丝线，并用小型锐利剪刀将气管横向剪开一半。</li>
		<li>将气管插管插入已半切开的气管中，将丝线绕至气管后方，用外科结将丝线绑紧在插管处的气管上，并将结固定于插管的Y形槽内以锚定插管。</li>
		<li>使用27 G针头，向颈静脉注射1,000 U/kg肝素，使其循环30秒。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开胸术
	<ol>
		<li>用止血钳夹起腹部中段至前肢中段区域的皮肤，用剪刀剪除毛皮。</li>
		<li>在膈肌稍下方的腹壁肌肉上做一长约¾英寸的横向切口。</li>
		<li>沿胸骨方向在腹壁和胸壁上做一纵向切口。</li>
		<li>双侧剪开膈肌，然后撑开肋骨，暴露心脏，并用止血钳夹住肋骨以保持其张开状态。</li>
		<li>使用止血钳轻轻移除胸腺，暴露升主动脉。</li>
		<li>将止血钳尖端穿过主动脉环，通过反复推进和回撤止血钳，并轻柔撑开筋膜，使止血钳尖端顺利通过。</li>
		<li>用止血钳将0-0丝线绕至升主动脉后方，将丝线打成一个松散的半方结。</li>
		<li>转动三通阀以开始灌注液流动，将主动脉半切开，立即插入灌注插管。迅速收紧半方结并完成打结，确保牢固结扎。</li>
		<li>用剪刀将心脏从大血管处解剖分离，取出心脏并连接至灌注柱。</li>
		<li>修剪多余肺组织，将心脏固定于灌注柱上，以10–20 ml/min的正常流速用灌注液冲洗约15分钟，待其平衡后再插入球囊。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 兰根多夫灌注与缺血再灌注损伤
<ol>
	<li>左心室压力球囊的放置
	<ol>
		<li>将球囊放气，同时卷成圆锥形，并转动三通阀以确保球囊保持放气状态。</li>
		<li>使用小型剪刀切除左心房，以暴露二尖瓣的通路。</li>
		<li>将球囊经左心房和二尖瓣插入左心室。</li>
		<li>启动压力监测软件（LabChart Pro）。</li>
		<li>打开三通阀，缓慢向球囊内注入生理盐水，使微型压力计显示的舒张压读数超过零。</li>
		<li>为检测长度-张力反应，缓慢充盈球囊至舒张压达75 mmHg，再缓慢放气，重复一次。</li>
		<li>通过调节球囊内生理盐水量，将舒张压设定为10 mmHg。转动三通阀以在此充盈水平下封闭球囊，并维持左心室球囊与压力传感器之间的密闭压力系统。</li>
		<li>将心脏放入加热腔室中，并用塑料膜覆盖腔室。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>缺血-再灌注损伤的实施
	<ol>
		<li>堵塞加热腔室底部，使腔室内充满灌流缓冲液。</li>
		<li>当缓冲液完全浸没心脏后，转动三通阀以停止向心脏灌注缓冲液，从而诱导全心缺血。缺血时间可根据实验目的进行调整。</li>
		<li>缺血30分钟后，转动三通阀以恢复向心脏灌注缓冲液，启动再灌注。</li>
		<li>再灌注持续1小时后终止实验。可根据实验目的采用不同的再灌注时间。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实验终止与组织取材
	<ol>
		<li>通过三通阀的侧端口，以10 ml/min的速度向心脏内注入10 ml、4 °C的磷酸盐缓冲盐水，使心脏停搏。</li>
		<li>将心脏从灌流柱上取下，修剪掉残留的心房组织。</li>
		<li>将心脏置于不锈钢组织切片模具中，用Parafilm膜覆盖后，放入-80 °C冰箱中冷冻8分钟，或直至心脏组织呈棉花糖样质地。</li>
		<li>从冰箱中取出组织块，将剃刀片插入切片模具，将心脏切成2 mm厚的切片。也可购买其他切片厚度（非2 mm）的商用组织切块。</li>
		<li>逐片取下切片并迅速投入液氮中进行速冻，用于后续生化分析。保留从心尖起的第三个心室切片用于梗死染色。</li>
		<li>将组织从液氮中取出，保存于-80 °C冰箱中，待进行生化实验时使用。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>梗死染色
	<ol>
		<li>将第三个心室切片置于10 ml、1% w/v的氯化三苯基四氮唑（TTC）溶液中，37 °C孵育15分钟。 
		注：TTC孵育时间可为15或30分钟，染色效果无显著差异15。</li>
		<li>将组织切片从TTC溶液转移至10%缓冲福尔马林中，室温孵育过夜。为获得最佳结果，应在24小时内取出心脏并完成成像4。</li>
		<li>对染色后的切片进行拍照，并使用ImageJ等软件按照制造商说明书估算梗死面积。固定后应尽快拍照，因染料会随时间逐渐褪色。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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<li>Sutherland, F. J., Shattock, M. J., Baker, K. E., Hearse, D. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+isolated+perfused+heart%3A+Characteristics+and+cautions%5BTitle%5D)+AND+%22Clinical+and+Experimental+Pharmacology+and+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mouse isolated perfused heart: Characteristics and cautions.</a> Clinical and Experimental Pharmacology and Physiology. 30 (11), 867-878 (2003).</li>
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</ol>

作者声明不存在相互竞争的经济利益。

离体灌注大鼠心脏可成功用于研究药物干预对缺血再灌注损伤中心脏预处理的影响9然而，该实验流程中有一些关键步骤必须标准化，以确保结果的可重复性。维持系统内温度为37.4 °C至关重要，因为即使轻度的低体温或高体温也可能引发心脏预处理效应。10,11从注射麻醉剂到切除心脏的整个过程必须尽可能缩短，因为长时间暴露于氯胺酮可能干扰心脏的预处理保护效应。12及时进行主动脉插管 原位 对于防止心脏在摘取前出现缺氧或动物失血过多至关重要。总体而言，从开始切口到取出心脏的时间不应超过6-8分钟。每次实验前必须检查左心室球囊是否漏液，必要时予以更换。系统须进行细致维护，每次运行后需用蒸馏水彻底冲洗整个装置，并根据需要更换磨损的管路，以防止管路内部发生泄漏或污染。
离体心脏可用于多种创新用途，包括荧光成像13、核磁共振波谱分析7以及光学标测14等。该系统还可进行改造，以灌注来自不同动物的心脏，包括小鼠。这一改造尤为重要，因其使得利用转基因小鼠开展实验成为可...

阐明心肌缺血及再灌注过程中心脏反应的内在机制，对于改进心肌梗死的治疗至关重要1 且需要主动脉阻断的心脏外科手术2。尽管 体内 缺血再灌注损伤模型虽然在终点分析方面具有很高的实用价值，但在实时研究缺血再灌注损伤的急性功能效应方面效果有限。此外， 体内 缺血再灌注模型通常会导致梗死面积存在显著变异性，且在再灌注时将药物直接递送至心脏具有挑战性。采用兰格多夫离体心脏系统研究缺血再灌注损伤，可实现对药理学干预的实时功能评估，产生一致的梗死组织区域，并能够将药物瞬时直接递送至心肌。
1895年，Oscar Langendorff 首次描述了离体 Langendorff 心脏模型3，该模型已被用于缺血再灌注损伤研究长达40年，是研究缺血再灌注损伤的可靠模型4,5。本文对这一模型进行了若干改进，以优化其在功能分析中的应用。在体状态下对跳动的心脏进行主动脉插管，可确保心脏不经历缺血预处理，从而避免对缺血再灌注实验结果造成干扰6。为实现这一点，需进行气管切开术，以实现通气并保障大鼠在手术期间的生理稳定性。随后，将心脏连接至一个带有玻璃水套的螺旋柱，通过逆向灌流将 Krebs Henseleit 缓冲液直接注入主动脉。将一个充满生理盐水的球囊插入左心室，并连接至压力传感器，从而可实时测量心室内压力，并计算多种功能参数。实验结束后，用心冰冷的生理盐水灌流心脏以终止收缩，并将心脏迅速浸入液氮中速冻，以便后续进行 DNA、RNA 和蛋白质水平的分析。经过上述改进后，Langendorff 灌流心脏系统可作为在缺血再灌注损伤过程中任意急性时间点直接监测药物干预生理效应的有效平台。

<table><tbody><tr><td>氯化钠</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S3014</td><td></td></tr><tr><td>氯化钾</td><td>Sigma Aldrich</td><td>P9541</td><td></td></tr><tr><td>硫酸镁</td><td>Sigma Aldrich</td><td>203726</td><td></td></tr><tr><td>磷酸氢二钾</td><td>Sigma Aldrich</td><td>RES20765-A7</td><td></td></tr><tr><td>二水合氯化钙</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C8106</td><td></td></tr><tr><td>碳酸氢钠</td><td>Sigma Aldrich</td><td>S5761</td><td></td></tr><tr><td>D-葡萄糖</td><td>Sigma Aldrich</td><td>G8270</td><td></td></tr><tr><td>辛酸</td><td>Sigma Aldrich</td><td>C2875</td><td></td></tr><tr><td>2,3,5-三苯基氯化四氮唑</td><td>Sigma Aldrich</td><td>T8877</td><td></td></tr><tr><td>医用压力传感器</td><td>MEMSCAP</td><td>SP844</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex 蠕动泵</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-07521-40</td><td></td></tr><tr><td>Masterflex 易装泵头</td><td>Cole Parmer</td><td>EW-07518-10</td><td></td></tr><tr><td>加热循环水浴槽</td><td>Lauda</td><td>M3</td><td></td></tr><tr><td>管路流量模块</td><td>Transonic</td><td>TS410</td><td></td></tr><tr><td>模块化研究控制台</td><td>Transonic</td><td>T402</td><td></td></tr><tr><td>在线流量传感器</td><td>Transonic</td><td>ME2PXN</td><td></td></tr><tr><td>PowerLab 数据采集装置</td><td>AD Instruments</td><td>PL3508</td><td></td></tr><tr><td>LabChart 数据采集软件</td><td>AD Instruments</td><td>MLU60/8</td><td></td></tr></tbody></table>

离体灌注大鼠心脏中缺血-再灌注损伤的诱导与评估

Induction and Assessment of Ischemia-reperfusion Injury in Langendorff-perfused Rat Hearts

急性期缺血再灌注损伤所涉及的生化事件对于推进心肌梗死及胸部手术相关心脏并发症的新型治疗策略具有重要意义。某些药物能够对心肌产生缺血预处理作用，从而抵抗缺血再灌注损伤，这一特性已促使多项临床试验的开展，但收效甚微。离体心脏模型可实现对缺血再灌注损伤功能效应的实时急性观察，包括在缺血-再灌注损伤时间窗内任意时间点给予不同药理学干预措施的效果。由于短暂的缺血可使心脏对后续缺血性损伤产生预处理保护作用， 原位 主动脉插管用于对未经预处理的心肌进行功能评估。将一个充满生理盐水的球囊置入左心室，以实现实时压力生成的测量。通过停止灌流液流动来模拟缺血损伤，随后进行再灌注。可根据需要调节缺血和再灌注的持续时间，以在特定时间点检测相应的生化事件。尽管朗根多夫（Langendorff）离体心脏模型无法考虑影响缺血与再灌注的全身性因素，但它非常适合研究缺血-再灌注损伤时间窗内的急性功能与生化变化，以及药物干预对心脏预处理和后处理效应的影响。本实验方案的目标是演示如何执行 原位 主动脉插管与心脏切除，继而在朗根多夫模型中诱导缺血/再灌注损伤。

左心室球囊装置可实现对收缩左心室所产生的压力进行实时监测（图1）。如先前所述7，该压力曲线可用于计算多种心室功能参数。这些参数可在基础状态阶段以及再灌注阶段进行计算，对每组内多条曲线取平均值后进行比较，以判断药理学干预是否引起心脏预处理效应，正如我们此前所开展的工作9。其中一项参数为发展压（developed pressure），其定义为收缩压与舒张末期压之间的差值。在正常灌注的大鼠心脏中，发展压的范围通常为70至130 mmHg（图1A）。在发生缺血损伤后，发展压降低，同时舒张末期压升高（图1B）。当在取出心脏前给予大鼠已知的预处理药物（如I类和IIb类HDAC抑制剂SAHA（vorinostat））18，则缺血-再灌注损伤所引起的发展压降低和舒张末期压升高现象会得到缓解（图1C）。其他左心室功能指标，例如压力上升速率（dP/dtmax）、压力下降速率（-dP/dtmax）以及心率-血压乘积（...

离体大鼠心脏是研究缺血再灌注损伤的经典模型。本文描述了通过以下步骤从大鼠体内获取跳动心脏的过程 原位 主动脉插管，心脏的朗根多夫灌注，模拟缺血-再灌注损伤，以及梗死染色以确认缺血损伤程度。

急性期缺血再灌注损伤相关的生化事件对于推进新型治疗策略具有重要意义……

本实验的总体目标是在离体条件下模拟缺血与再灌注损伤。首先对大鼠进行麻醉，打开胸腔并在第二颈椎处插管主动脉，从而防止心肌发生缺血预处理。随后，将心脏取出并连接至兰格多夫灌流装置。最后一步是通过暂时停止缓冲液流动，随后恢复流动，从而建立缺血-再灌注损伤模型。最终通过心室压力的生成情况来评估缺血-再灌注损伤对心肌功能的影响。该方法可用于回答心脏缺血-再灌注领域中的关键科学问题，例如在缺血-再灌注损伤发生的最初动态数小时内，发生了哪些分子事件。首先，在确认大鼠已麻醉后，计算所需的麻醉剂用量。开始气管切开术，先从四肢中线切开皮肤至下颌基部。使用止血钳将组织拨至一侧，暴露肌肉层。然后用止血钳提起腺体组织，用剪刀在筋膜上做一下方切口。用另一把止血钳将暴露的组织分开。注意不要损伤颈静脉。现在用剪刀在气管上方的肌肉上做一横向切口，并借助止血钳操作。然后使用止血钳小心暴露气管，在气管下方准确放置止血钳，同时分离周围的筋膜组织。接着用止血钳夹住0-0丝线，从气管后方穿过。接下来，使用剪刀进行结扎。将气管分离出来，插入气管插管，并用缝线固定，注意将缝线固定在插管的Y形分叉处。现在，使用带有27号针头的注射器，按每公斤体重1000单位的剂量将肝素注入颈静脉。在进行开胸手术前，等待30秒。使用止血钳和剪刀，从腹部中段至第四对肋骨中段区域开始，去除皮肤，从而启动开胸手术。然后在膈肌下方的腹壁上做一个3/4英寸的切口。继续沿胸骨垂直延长切口。随后双侧切开膈肌，以暴露肋骨 cage。现在，撑开肋骨并用止血钳将其夹住固定，以暴露心脏。主动脉的插管是该操作中最关键的步骤。必须准确插入插管，并迅速结扎固定，以防止心脏经历短暂的缺血期，否则将影响后续缺血再灌注实验的结果。使用止血钳进行操作。仔细移除胸腺以暴露升主动脉。将止血钳穿过主动脉环并通过筋膜。然后将0-0丝线穿过开口，打一个松散的单结。现在开始通过套管灌注灌注缓冲液。接着，夹闭并解剖主动脉，立即将套管插入主动脉管腔内。通过收紧结并打成方结来固定套管。使用剪刀将心脏从大血管上分离。完全游离后，取下心脏并将其连接到灌注柱上。修剪掉多余的肺组织。约15分钟后，心脏将与每分钟10至20毫升的正常缓冲液流速达到平衡。当心脏与柱体连接并平衡后，即可插入球囊。首先，将球囊放气，并将其卷成圆锥形。球囊放气后，锁定其液体通路。其次，通过切除心脏的左心房来暴露二尖瓣。第三，将球囊经二尖瓣插入左心室。现在开始使用 LabChart Pro 软件监测收缩压和舒张压，充盈球囊直至压力大于零。然后检查长度-张力反应。缓慢充气使球囊压力达到75毫米汞柱，然后缓慢放气并重复该过程。通过调整球囊内的生理盐水将压力逐步降低至10毫米汞柱。然后在此压力下锁定气囊，并维持气囊与换能器之间的封闭压力系统。最后，将心脏放入加热室中，并用塑料膜密封。应堵塞腔室，使其充满融合缓冲液。心脏完全浸入后，停止缓冲液流动。这将诱导产生所需时长的全心缺血。本实验中为30分钟。30分钟后，通过恢复缓冲液流入心脏并拔掉灌流腔插头来终止缺血。根据需要延长再灌注时间，然后结束实验，本实验中将在三通阀侧管进行一小时再灌注后终止。在一分钟内注入10毫升冰冻PBS。这将使心脏停止跳动。然后将心脏从柱子上取下，并剪除任何残留的心房组织。轻轻吸干心脏表面的液体，将其转移至切片矩阵中，并用perfil覆盖。将心脏在零下80摄氏度下冷冻八分钟，或直至其质地类似于棉花糖。使用剃须刀片将心脏切成2毫米厚的切片，或根据需要逐片取下，并在液氮中速冻。用于生化研究时，冷冻切片应随后保存在零下80摄氏度。进行梗死染色时，保留一个切片不放入液氮中冷冻。按照所述方案，左心室球囊装置可实现对收缩左心室所产生的压力进行实时监测。在正常心脏中，发展压范围为70至130毫米汞柱。动物给药后，发生缺血性损伤时，发展压降低，同时舒张末期压力升高。在切除前给予一类和二类B型HDAC抑制剂saha等预处理药物，基础压力可能有所变化，且缺血-再灌注损伤的影响被减弱。左心室功能的其他指标也可直接获取或通过软件输出结果进行计算。通过氯化三苯基四氮唑（TTC）染色法检测受损心脏时，该染色法可将具有代谢活性的组织染成红色，结果显示经历缺血-再灌注损伤的心脏代谢活性显著降低，表明其含有梗死组织。在此基础上，可采用实时定量PCR、蛋白质印迹（Western blotting）和质谱分析等技术来回答如下问题：缺血、再灌注损伤及药物治疗对心脏的生化和遗传学影响是什么？

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科研

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Medicine

医学

诱导和缺血再灌注损伤评估中的Langendorff灌注鼠心

本文介绍了一种高时间和空间分辨率的技术，利用电位敏感染料（di-8-ANEPPS）对离体灌注的大鼠心脏表面动作电位的传播进行光学成像。...

离体灌注大鼠心脏的光学标测

急性心肌梗死（AMI）的大鼠模型可用于研究心肌梗死对心脏病理生理学和生理功能的影响。...

大鼠急性心肌梗死模型

我们介绍一种外科手术方法，用于诱导实验性缺血/再灌注（I/R）损伤，以模拟小鼠模型中的心肌梗死（MI），该方法可更清晰地定位左前降支动脉（LAD）上的结扎位置，从而提高小鼠MI实验的可重复性。...

通过左前降支动脉结扎建立心肌缺血-再灌注损伤的小鼠模型

冠状动脉血流储备（CFR）定义为最大冠状动脉血流量与静息冠状动脉血流量的比值。本文介绍一种通过超声评估大鼠CFR的实验方案，该方法可在无阻塞性冠状动脉疾病的情况下用于预测心血管危险因素。...

大鼠心肌缺血再灌注后冠状动脉血流储备的评估

本文介绍一种简单且可重复的方法，通过显微操作对小鼠左前降支冠状动脉进行精确结扎，从而诱导心肌梗死或心肌缺血-再灌注损伤。...

小鼠心肌梗死与心肌缺血-再灌注损伤的诱导

通过使用自制的牵开器、聚氯乙烯管和独特的打结方法，改进了大鼠心脏心肌缺血-再灌注模型。心电图、氯化三苯基四氮唑和组织学染色以及生存率分析结果表明，改进模型组的成功率和生存率均高于现有模型组。...

改良的大鼠心肌缺血-再灌注损伤模型

本研究展示了一种在兔子中建立急性区域性心肌缺血和再灌注损伤的动物模型，该模型具有高度可重复性，适用于通过左侧小切口开胸术进行存活实验，或通过正中胸骨切开术进行非存活实验。...

兔缺血-再灌注损伤模型

本文展示了通过在Langendorff灌注过程中采用低于生理水平（60–80 mmHg）的灌注压力（30–35...

用于延长啮齿类动物心脏移植物灌注时间的改良式朗根多夫灌注法

本方案描述了通过颈总动脉进行大脑中动脉闭塞再灌注的准备工作流程。...

一种改良的中动脉闭塞再灌注模型制备方法

本文介绍了一种用于围手术期和重症监护相关急性肾损伤的有力模型。通过心脏骤停诱导的全身低灌注，几乎可以复制临床急性肾损伤的组织学和功能变化。...

常温下心脏骤停与心肺复苏：小鼠缺血-再灌注损伤模型

了解利用Langendorff离体灌流装置建立大鼠心肌缺血再灌注损伤模型的实验方法。该技术通过主动脉插管、停灌诱导缺血及恢复灌流，实时监测左心室压力变化，为研究心肌缺血早期分子事件及心脏保护策略提供可控的体外研究平台。

离体灌注大鼠心脏中缺血-再灌注损伤的诱导与评估

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