Name: 啮齿动物脑显微注射学习动机行为的分子基板 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2015-09-16T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 5 s
Description: 学习清醒啮齿动物脑显微注射技术，用于研究行为动机与精神障碍的分子机制。本方法涵盖套管与微注射器的精密制备、注射操作及扩散等待流程，为神经科学研究提供可靠的实验手段。

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MSB 得到了酒精饮料医学研究基金会、转化研究卓越中心奖（UL1 TR000058）、美国国家酒精滥用与酒精中毒研究所（P50 AA022537）以及弗吉尼亚州高等教育设备信托基金和弗吉尼亚联邦大学医学院提供的启动资金的支持。

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所有作者均无竞争性或冲突性利益。

本文介绍的方法是一种高效制备显微注射套管和显微注射器的手段，有助于阐明驱动行为的分子基础。该方法具有多项优势：首先，通过自行制备植入物和显微注射器，可快速优化新的实验参数； 即， 无需等待定制组件到货。其次，由于套管直径较小，可同时植入更多套管。这缩短了所需的手术时间，有助于提高存活率，同时也允许每只动物接受多个植入物。第三，用于控制操作箱的软件可轻松支持渐进比率程序，只需应用包含目标强化程序的事件转换参数列表，即可快速将固定比率范式转换为渐进比率范式。
为了具有广泛的适用性，本文介绍了一种通用的微量注射方法，该方法几乎可适用于当前所有可用试剂的微量注射。因此，我们预计该技术在未来经过少量修改后仍将持续具有高度实用性。通过仅改变少数几个变量，该方法即可适用于多种不同试剂。最常调整的参数包括微量注射针从套管针端口伸出的长度、注射体积以及注射速率。例如，研究者可能希望注射针从套管针尖端伸出更长的距离，以避免慢性植入物周围通常形成的胶质瘢痕。此外，研究者也可能需要注射更大的体积。对于纹状体病毒微量注射，通常使用 1 μL 的注射体积，且该体积通常在较长时间内完成注射（通常为 7–10 分钟，另加 3–10 分钟的扩散时间），相比之下，药理学试剂的注射时间较短（通常为 0.3–0.5 μL，注射时间 2–3 分钟，另加 1–3 分钟扩散时间）。使用者应查阅相关文献和/或通过实验确定最适合自身需求的参数。无论如何，该操作的成功关键取决于四个变量：1）套管针长度；2）微量注射针长度；3）微量注射针喷雾模式的质量；4）注射前系统的完整性。由于微量注射的位置取决于注射针从套管针中伸出的深度，因此必须精确知晓并确保所有实验对象所用的套管针（步骤 1.2.8）和微量注射针长度（弯曲后，步骤 2.2.1）保持一致。这一点可通过在最终重新测量时直接剔除任何不符合长度要求的器械来轻松控制。此外，只有当注射发生在导向套管正下方时，注射位置才可被准确预测。因此，任何在测试时（步骤 2.4.6）未能喷出细长连续液流的微量注射针均应被剔除。高质量的注射还与注射前系统的完整性密切相关。若在将注射器内所有水分排出后（试剂填充前），在实验室擦拭纸上观察到多个液滴，则表明系统存在泄漏，需进行修复（参见步骤 2.4.8 的注释）。此外，若在用试剂填充微量注射器后，PE20 管路中分隔药物与水的气泡并非单一完整气泡（步骤 2.4.9），则表明注射器存在部分堵塞。这种堵塞可能阻止或偏转注射液流。此问题也可通过简单方法解决（参见步骤 2.4.8 的注释）。
如果希望在动物处于立体定位仪框架内时进行微量注射，则有三种选择。第一种，可增加微量注射器套管的长度，使其能够被立体定位仪操作臂牢固夹持，同时足够长以连接PE20管。第二种，可暂时植入套管，并使用本文所述的标准微量注射器。第三种，可使用拉制并抛光的玻璃微量移液管。16,17
本方案的一个重要局限性在于，其最佳实施对象是经过良好训练且熟悉操作流程的大鼠。结果部分所描述数据所用的大鼠无需特殊处理程序，因为同一名研究人员已连续两个多月每天对这些大鼠进行操作，其中包括至少两周的每日观察及对植入装置的日常操作。然而，大鼠可通过多种技术快速实现适应性训练，这些技术常用于前脉冲抑制实验前的准备，而该实验结果可能受到应激的影响。此前已有文献详细描述了这些特殊的适应性训练方法43。除上述操作外，建议使大鼠适应微注射操作流程，可在“假注射”过程中使用缩短型微注射针头。在假注射期间，为避免组织损伤，必须确保微注射针头不深入组织内部。换言之，微注射针头的弯曲长度不应超过14 mm。因此，该技术为实现最佳效果所需进行的充分适应性训练可被视为一项局限性。
尽管存在多种用于测量动机的行为范式，但渐进比率法常被用来量化受试者为获得强化物所愿意付出的努力。渐进比率范式产生一个称为“断点”的测量指标，通常被定义为在最后完成的比例中动物按压杠杆的最大次数。 即最大反应强度，即产生强化物的反应。21 渐进比率测试对强化物的剂量敏感。例如，较高的可卡因（或蔗糖）剂量会产生更高的断点，而较低的可卡因（或蔗糖）剂量则导致较低的断点。21,22 因此，断点（breakpoint）是衡量动机和/或强化效应的常规替代指标。21,23-26 由于断点的目的是确定动物停止反应的时间，因此递增比率范式的一个重要参数是实验会话时长。有限的会话时长可能人为地限制断点值，而这一问题可能因某些预处理导致的自我给药速率异常降低或强化后暂停时间延长而进一步加剧。这一混淆因素可通过多种方法加以克服； 例如., 在动物未发生反应的时间达到平均输注间隔的若干倍时终止的实验阶段。44 该方法的一个更常用变体是：当反应被抑制达到某个通过经验确定且在所有受试者中保持恒定的数值时，即终止实验会话。我们已在步骤 4.4.9.11 中提供了实施此方法的具体操作。

啮齿类动物和人类对具有行为学意义的刺激表现出极为相似的反应1-3。这表明，啮齿类动物是研究行为及复杂精神疾病分子基础的合适对象4。理解诸如动机等复杂行为过程的分子基础，通常需要进行脑部微量注射。本文将介绍脑微量注射技术以及一种主要的动机行为检测方法。实验将以大鼠为研究对象，但这些操作方法也可轻松适用于经过良好驯养的小鼠。文中还包括所需套管、堵管（假套管或针芯）和微量注射器的制作方法。所介绍的方法比预制器械具有更高的灵活性和成本效益。这种灵活性在优化实验条件时尤为重要。重要的是，由于微量注射技术可用于验证大量科学假设，本文所述技术应具有广泛的适用性。例如，可通过微量注射受体配体来研究神经化学3,5,6；通过微量注射细胞通透性肽段或小分子化合物来研究细胞内信号通路7-10；通过微量注射毒素、离子通道阻断剂或拮抗剂混合物来研究神经环路1,11,12。
尽管此处提供的通用方案可由使用者根据其特定需求进行调整，但该操作尤其适用于行为学实验，因为微注射是在仅接受轻度手动固定且保持清醒状态的啮齿类动物上进行的。此过程无需麻醉或特殊固定装置。之所以可行，是因为脑组织本身缺乏痛觉感受。然而，若不使用麻醉，则必须通过先前采用立体定位手术植入的导管进行微注射。原因是头皮、脑膜13（即包围大脑的膜状结构）以及颅骨骨膜14（即覆盖颅骨的膜）上均存在伤害性感受器。需要注意的是，在某些情况下，麻醉下进行微注射可能是更理想的选择。例如，当注射病毒时，研究者可能希望直接使用不锈钢针15或玻璃移液管进行注射，因为这可以减少组织损伤并提高转导效率16,17。下文所述的微注射装置可针对此目的进行改装，相关建议可在讨论部分找到。由于其他 JoVE 文章已展示了立体定位脑部导管植入技术18-20，因此本文不再涵盖这些操作步骤。
我们在此介绍这些显微注射操作步骤，并结合一种用于量化动机的检测方法。目前已有多种啮齿类动物动机行为模型在使用中，例如跑道箱和障碍攀爬模型。本文将重点描述如何利用操作性条件反射的渐进比率强化程序来量化动机，其中操作性反应由强化物维持。渐进比率反应对强化物强度具有敏感性21,22。因此，该检测方法通常被用作动机和/或强化效应的替代指标21,23-30。由于已有大量优秀的综述对该主题进行了详细阐述21,24，本文将主要关注实际操作中的注意事项。

<table><tbody><tr><td>套管管路</td><td>Amazon Supply/ Small Parts</td><td>HTXX-26T-60</td><td>26 G, Hypotube S/S 316-TW 26GA</td></tr><tr><td>针芯</td><td>Amazon Supply/ Small Parts</td><td>GWXX-0080-30-05</td><td>33 gauge, Wire S/S 316LVM 0.008 IN</td></tr><tr><td>微量注射针丝</td><td>MicroGroup</td><td>33RW 304</td><td>33 gauge</td></tr><tr><td>超级胶水</td><td>Loctite</td><td>3924AC</td><td>液体，非凝胶型，可高压灭菌</td></tr><tr><td>微量注射塑料管路</td><td>Becton Dickson</td><td>427406</td><td>PE20</td></tr><tr><td>中等重量止血钳</td><td>World Precision Instruments</td><td>501241-G</td><td></td></tr><tr><td>尺子</td><td>Fisher</td><td>09-016</td><td>150 mm</td></tr><tr><td>#7 镊子</td><td>Stoelting</td><td>52100-77</td><td>Dumont, Dumostar</td></tr><tr><td>旋转工具</td><td>Dremmel</td><td>285</td><td>双速</td></tr><tr><td>切割片</td><td>McMaster Carr</td><td>3602</td><td>15/16&quot; x 0.025&quot;</td></tr><tr><td>微量注射泵</td><td>Harvard Apparatus</td><td>PhD 2000</td><td></td></tr><tr><td>1 µl 玻璃注射器</td><td>Hamilton</td><td>7001KH</td><td>针头型号：25s/2.75&quot;/3</td></tr><tr><td>棉签</td><td>Fisher</td><td>23-400-101</td><td></td></tr><tr><td>实验室擦拭纸</td><td>Kimwipes</td><td>34133</td><td></td></tr><tr><td>操作行为学软件</td><td>Coulbourn</td><td>Graphic State</td><td></td></tr><tr><td>操作行为学实验箱</td><td>Coulborun</td><td>Habitest</td><td></td></tr></tbody></table>

啮齿类动物脑部微量注射研究动机行为的分子基础

Rodent Brain Microinjection to Study Molecular Substrates of Motivated Behavior

脑内微量注射有助于阐明复杂行为（如动机）的分子基础。啮齿类动物可作为合适的模型，部分原因是人类与啮齿类动物在对行为相关刺激的反应以及解析刺激-行为结果的神经回路方面具有惊人的相似性。在研究复杂行为的分子基础时，微量注射可用来修饰、增强或沉默特定系统的试剂，是一项不可或缺的技术。然而，为准确解读实验结果，必须精确定位微量注射的靶点。本文介绍一种用于制备手术器械和微量注射针的方法，可实现精确的微量注射，并以极低的成本实现高度定制化。重要的是，若结合 JoVE 其他文章中所述的必要手术操作，该技术可在清醒的啮齿类动物中成功实施。此外，已有多种行为范式适用于测量动机。其中，递增比率法是一种常用方法，通过量化强化物在工作量要求（通常呈指数增长）不断增加的情况下仍能维持反应的能力，来评估其有效性。该检测方法对强化物的强度和药理学干预敏感，因而可用于确定强化效果和/或动机水平。本文还介绍了一种简便的方法，用于编程操作式软件以实现递增比率强化程序。

以下是使用上述方法可获得结果的示例。首先展示的是病毒载体转染的典型区域（图3）。通常情况下，在纹状体组织中可获得约1 mm3的转染体积。可通过系列切片使用卡瓦列里法（Cavalieri’s method）对转染区域的体积进行定量32。重要的是，转染体积受多种因素影响，包括被转染组织的类型、病毒血清型、启动子类型、注射速率和注射体积、注入的病毒颗粒数量、注射液pH值，以及是否使用了高渗试剂（如甘露醇）33,34。通常情况下，我们以每分钟1 µl的速度向每侧注射浓度为1012 病毒颗粒/ml的溶液，持续10分钟，并在撤出堵头前额外留置7分钟。此外，注射液的pH值通常约为8。接下来，我们展示了通过外源基因表达（图4）或药理学试剂微量注射（图5）均可调控动机行为。
在图4中，我们表达了仅由设计药物激活的设计受体（DREADDs）。DREADD受体编码区后接内部核糖体进入位点和mCitrine表达盒。mCitrine可方便地可视化转染细胞。该DREADD与异源三聚体G蛋白Gαq偶联。激活Gαq偶联的DREADD可刺激星形胶质细胞28,35，而DREADD本身可通过腹腔注射氯氮平-N-氧化物（CNO，3 mg/kg，i.p.）进行系统性激活14,22,36。大鼠经过训练，通过按压杠杆获得乙醇强化，在连续60天的每日1小时实验中，每按压3次杠杆可获得一次饮酒机会。随后，使大鼠进入强制戒断状态，并在伏隔核核心区星形胶质细胞中表达Gαq偶联的DREADDs。经过3周戒断后，通过断点值测量大鼠重新自我给予乙醇的动机21,27-30。通过系统性给予CNO激活伏隔核核心区星形胶质细胞后，与对照组相比，大鼠在戒断后恢复乙醇自我给药的动机显著降低。重要的是，在另一组经过同等训练但表达绿色荧光蛋白（GFP）而非DREADD的大鼠中，CNO未产生任何效应。
<img alt="转染前连合区域的荧光显微镜图像；包含脑图谱示意图。" src="/files/ftp_upload/53018/53018fig3.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图3"> 
图3. 显微注射病毒转染的腹侧纹状体代表性区域。 本图像展示了按照上述方法转染的伏隔核星形胶质细胞所在区域。数据经版权持有者许可转载自Bull等13。详细信息请参见该出版物及其附带的补充材料。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/53018/53018fig3large.jpg" target="_blank">请点击此处查看此图的放大版本。</a>
<img alt="乙醇断点柱状图；DREADD、GFP、CNO；实验结果的比较分析。" src="/files/ftp_upload/53018/53018fig4.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图4"> 
图4. 激活在伏隔核核心星形胶质细胞中过表达的转基因可降低大鼠自给乙醇的动机。病毒微量注射后，给予一周时间使其表达，随后通过断点测试评估动机。所表达的转基因为仅由设计药物激活的设计受体（DREADDs）。单因素方差分析（F(2,30)=3.29，p=0.04）后接Scheffé事后检验显示，在戒断后，通过腹腔注射系统给予氯氮平-N-氧化物（CNO，3 mg/kg，ip）激活DREADD，显著降低了大鼠自给乙醇的动机；而在另一训练程度相当、但表达绿色荧光蛋白（GFP）而非DREADD的大鼠群体中，CNO无此效应。数据经版权持有人许可转载自Bull等13。详细信息可参见该出版物及其配套的补充材料。
<img alt="乙醇断点分析柱状图；对照和药物处理组；显示统计学显著性" src="/files/ftp_upload/53018/53018fig5.jpg" data-altupdatedat="1787630408000" data-alt="图 5"> 
图 5. 向伏隔核核心区微量注射缝隙连接阻断剂可增强大鼠在戒断后自我摄取乙醇的动机。 本研究评估了两种缝隙连接阻断剂对大鼠自我摄取乙醇动机（通过断点测量）的影响：甲氟喹和18-α-甘草次酸（18-α）。双因素方差分析显示，将缝隙连接阻断剂微量注射至伏隔核核心区可显著提高大鼠在戒断后自我摄取乙醇的动机（F(3,40)=5.56，p=0.003）。数据经版权所有者许可转载自 Bull 等人13。更多细节请参见该出版物及其配套的补充材料。

啮齿类动物是研究行为和复杂精神疾病分子基础的合适模型。通过在清醒啮齿类动物中进行脑部微量注射，可用于阐明疾病的神经生物学基础。本文介绍了一种高效且可定制的脑部微量注射方法，以及用于量化动机的工具性条件行为范式。

脑部微量注射有助于阐明复杂行为（如动机）的分子基础。为此，啮齿类动物可作为……

本实验的总体目标是精确制备套管和微注射器，并正确执行微注射操作。首先，需将套管制备成适当长度，以实现这一目标；第二步是切割并组装微注射器。接下来，准备显微注射仪、导管和用于显微注射的泵。最后一步是完成显微注射，并等待一段扩散时间。最终，显微注射可用于将试剂精确注入目标脑区，以展示正确的操作方法。进行显微注射时，将由我实验室的学生 Ryan Poland 操作。通常，初次接触该方法的研究人员会遇到困难，因为必须格外小心，每一步骤都需要高度专注，以确保导管放置和显微注射位置的准确性。首先准备导管时，使用细头笔在胶带上画一条15毫米的参考线。然后使用该标记作为参考，用锐利的永久性记号笔在导管上依次标出15毫米的分段。接下来，将导管轻触旋转工具上缓慢转动的切割片，进行切口。在已标记的位置，将导管旋转180度，并在导管的对侧进行切口。不要完全切断导管，以免造成堵塞。随后，将导管剧烈弯折，使其断裂成15毫米长的节段。然后用拇指和食指将套管的每一端垂直夹在切割片上。在制备钝端时，一边旋转套管管路，一边将其尖端接触切割好的圆盘表面。随后，使用26号斜面针头对套管的两端进行扩孔，以确保完全去除毛刺并保证套管通畅无阻。为制备针芯，取一把中等夹持力的直止血钳，在套管约一半长度处将其夹紧，然后将锁定的止血钳平放在实验台上，使套管与实验台呈垂直方向。然后将阿托导丝的一端插入套管，直至导丝到达操作台表面。用手指捏住导丝弯曲，使导丝形成30度角，同时保持穿刺针芯与操作台表面接触。随后将导丝从套管中取出，并使用小型斜口钳在弯曲处近端2.5毫米处剪去多余部分。在此操作中，使用一把锁定的直止血钳垂直夹住微注射管的一端。在保持管路张力的同时，扭转止血钳，并将管路紧密缠绕在止血钳上至少一圈。接着，从微注射管另一端的自由端量取32毫米，用第二把止血钳垂直夹住该位置。将导管反复弯折，同时保持张力直至断裂。然后检查显微注射导管，确保两端平直且内径通畅无阻。在卷尺上用永久性记号笔画一条5毫米的参考线，随后用记号笔依次在套管导管上标记出5毫米的分段。接下来，将套管管路接触标记位置处缓慢旋转的切割盘，以在管路上切出刻痕。然后迅速弯曲微注射器套管管路，将其折成每段五毫米的小段。将一个套管从距离微注射器管末端约两厘米处滑入每根微注射器管上。在微注射管的一端距末端五毫米处涂抹少量超级胶水。接着，将套管套在胶水珠上，使其距离微注射管末端一毫米。然后，在套管的两端均涂抹胶水进行覆盖。然后将一个26号针头连接到装有无菌水的1毫升注射器上。将8厘米长的微量注射器塑料管滑到针头上，注意不要刺穿管子，之后将塑料管的另一端套在干燥的微量注射器的套管端。推动注满水的注射器活塞，以检测通路是否通畅。在此步骤中，从与套管端相对的一端起15毫米处，将组装好的微量注射器弯曲95度。接下来，将塑料管剪成70厘米长，并套在显微注射器的接头环上。为准备用于显微注射的泵，请在泵管上设置显微注射针的直径、期望输注速率和目标注射体积。然后将泵模式设为“体积”模式，以便自动精确输送指定体积的液体。接下来，调整泵的限位器，使注射器能够吸入的液体体积达到注射体积再额外增加 0.2 微升。现在将气密注射器的针尖插入盛有无菌水的小型浮舟中，并轻轻抖动活塞，以使内部金属丝均匀润滑。将活塞拉至泵的限位处，用水充满显微注射针。下一张幻灯片。将连接到微量注射器上的PE 20管连接至一支装有1毫升无菌水的一次性无菌注射器的26号针头上。通过微量注射器喷出无菌水，观察喷雾的模式和喷射距离。然后将已灭菌的显微注射器放置于无菌区域。将管路从针头滑脱，保持管路直立以防液体滴出，同时在针头造成损伤的部位下方剪断管路。接着，轻轻推动显微注射器的活塞，使针头末端形成一滴液体，再将充满水的PE 20管路套入针头。然后，将推进器活塞完全向前推动，以准备上样，并确保微量注射器中无任何残留乙醇。通过用干净的实验室擦拭纸反复接触微量注射器尖端形成的水滴，检查装置是否泄漏。接着将注射器活塞回拉0.2微升，在无菌水与PE 20导管及待注射溶液之间形成一个气泡。之后，将微量注射器插入待注射的试剂中，缓慢拉动注射器活塞至限位处。为准备动物进行注射，将大鼠胸部紧贴实验者的胸部。用浸有聚维酮碘的棉签清洁套管周围的区域。用碘伏擦拭套管帽三次，再用乙醇擦拭两次。然后将装有液体的微量注射器插入套管中。启动微量注射泵，并观察气泡移动情况。注射完成后，将微量注射器从套管中取出，并换上封闭栓。该图显示通过微量注射病毒转染伏隔核星形胶质细胞区域的结果，该图显示通过激活在伏隔核中过表达的转基因，可降低大鼠自我给予乙醇的动机。与给予载体CNO的对照组相比，在戒断后，通过全身给予CNO激活伏隔核核心区域星形胶质细胞位点中的dread受体，显著降低了大鼠自我给予乙醇的动机；而在另一组经过同等训练、表达GFP而非dread受体的大鼠中，CNO无此效应。该技术可实现定制化的脑部微量注射工具，并为实验流程提供更大的灵活性。在进行该操作时，必须牢记精确的微量注射定位对于实现预期效果至关重要。

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Research

科研

JoVE Journal

Behavior

行为

啮齿动物脑显微注射学习动机行为的分子基板

在自由活动动物的不同脑区中监测细胞外神经递质水平，有助于揭示神经递质释放与行为之间的关联。结合电化学检测的活体微透析技术可提供优异的解剖学和化学分辨率，并可用于研究药理学或生理学干预如何改变基础神经递质传递。...

可存活的啮齿类动物立体定位手术

来源：Poland, R. et al. 利用啮齿类动物脑部微量注射研究动机行为的分子基础。 J. Vis. Exp.

清醒啮齿类动物脑内基于显微注射的治疗剂递送

本方案概述了注射电极的组装及其在麻醉大鼠脑内靶向区域进行精确药物递送的应用，随后通过记录电信号来监测神经元活动。...

大鼠脑内药物微量注射结合电生理记录

来源：Paolone, G., 等．用于啮齿类动物脑部微量注射的个性化针头．J. Vis.

使用石英微针进行啮齿类动物脑部微注射

microRNA 在脑结构和功能中具有重要作用。本文介绍一种通过立体定位注射表达 microRNA 的慢病毒载体以实现海马区 microRNA 过表达的方法。该方法可作为相对快速评估 microRNA 功能的手段 体内...

向小鼠海马CA1区立体定位注射表达microRNA的慢病毒及其行为学结果评估

本文介绍了如何将病毒载体微量注射到小鼠脑内，随后在条件性位置偏爱范式中进行测试，该范式包括获得、消退和复燃三个阶段。...

立体定位微量注射表达Cre重组酶的病毒载体以研究靶基因在可卡因条件性位置偏爱中的作用

在此，我们制备一种具有双重功能的玻璃移液管：通过药物微注射抑制深部脑结构，并通过同步的电生理记录实时监测其效应。...

在啮齿类动物大脑中同步进行电生理记录与抑制剂微注射

通过立体定位注射表达 cDNA 或 shRNA...

应用立体定位注射技术研究基因对动物行为的影响

我们已证明，在大鼠运动皮层植入微电极会导致立即且持续的运动功能障碍。本文所述方法概述了一种微电极植入手术以及三种啮齿类动物行为学任务，旨在阐明由于微电极植入对运动皮层造成损伤后，精细运动或粗大运动功能可能发生的改变。...

通过啮齿类动物行为学测试评估大鼠运动皮层微电极植入所致功能缺损

本文介绍了一种立体定位手术方法，该方法采用倾斜的冠状面入路，可靶向传统方法难以触及的脑区（受限于空间限制）。该方案适用于小鼠和大鼠模型，可广泛应用于多种神经科学研究，包括套管植入和病毒载体的微量注射。...

可调节角度的立体定向方法用于多种神经科学技术

学习清醒啮齿动物脑显微注射技术，用于研究行为动机与精神障碍的分子机制。本方法涵盖套管与微注射器的精密制备、注射操作及扩散等待流程，为神经科学研究提供可靠的实验手段。

啮齿类动物脑部微量注射研究动机行为的分子基础

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