Name: 灌洗诱发的表面活性剂耗尽猪一样的急性呼吸窘迫综合征模型（ARDS） (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-07T12:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 20 s
Description: 了解通过肺泡灌洗法在猪体内建立急性呼吸窘迫综合征模型的方法。该技术利用温盐水洗脱表面活性物质，诱导肺不张和低氧血症，为研究ARDS病理生理机制及通气策略提供可重复的动物实验平台。

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所有作者均声明不存在经济利益或其他任何利益冲突。
资助：
本研究由德国研究基金会向 P. Pickerodt 和 W. Boemke（项目编号：Pi795/2-2）提供的资助支持。

实验在德国柏林夏里特—柏林大学医学中心实验医学系（根据 EN DIN ISO 9001:2000 认证）进行，并在实验开始前获得德国柏林联邦动物实验管理机构的批准。所有实验均遵循实验室动物护理原则，符合欧洲和德国实验动物科学学会的指导方针。
1. 动物福利与实验动物
<ol>
	<li>所有实验均在完全麻醉的雄性猪（德国兰德拉斯 × 大白猪）上进行，猪的年龄为3-4个月，体重为30-60 kg。</li>
</ol>
2. 麻醉、插管和机械通气
<ol>
	<li>麻醉前 12 小时禁食，以避免猪胃内食物过满，但可自由饮水，以尽量减少应激。</li>
	<li>在动物仍置于箱内以尽量减少应激的情况下，将氟哌利多（azaperone，3 mg/kg）、阿托品（atropine，0.03 mg/kg）、氯胺酮（ketamine，25 mg/kg）和赛拉嗪（xylazine，3.5 mg/kg）混合后注射至猪颈部肌肉，用于术前给药。
	<ol>
		<li>将动物置于担架上，麻醉达到适当水平后，用布遮盖眼睛以进行转运。</li>
		<li>将猪转运至手术室，并始终保持其鼻部通畅，以确保充分的自主呼吸。</li>
		<li>将猪置于俯卧位，并使用适合动物吻部的面罩，以高流量氧气进行预充氧（例如 10 L/min</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开始监测外周血氧饱和度（SpO2通过将监测仪相应的传感器夹在一只耳朵上进行监测。使用临床常用的外周静脉导管（通常为18或20 G），在用酒精棉片擦拭消毒后，穿刺耳缘静脉建立静脉通路。
	<ol>
		<li>以500 ml平衡晶体液进行推注，随后以约4 ml/kg/hr的速度持续输注（根据实验需要在临床上判定是否必要），并确保导管位置正确，以便后续输注麻醉剂。 
		注意：输注较大体积的生理盐水而非平衡晶体液可能导致高氯性酸中毒，而输注含乳酸盐的溶液可能引起血清乳酸浓度升高，从而干扰血气分析结果或后续实验结果的解读。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>充分预充氧后（在建立外周静脉通路的整个过程中进行预充氧，测得的外周血氧饱和度）pO2 使用外周静脉导管注射丙泊酚（剂量约为5-10 mg/kg体重，确切剂量取决于预用药的效果，且因动物个体而异），纯度为95-100%。</li>
	<li>在俯卧位下使用适用于临床的气管插管（7.5–8.5 ID）和专为大型动物设计的喉镜（直型镜片，长约25 cm）对猪进行气管插管。
	<ol>
		<li>将两条绷带穿过动物的吻部（第一位操作者）。向上拉动其中一条绷带以调整头部位置，使口咽部结构伸直，向下拉动另一条绷带以打开吻部。将舌头拉向一侧（第二位操作者）。</li>
		<li>用喉镜片将舌头下压，并将镜片向前推进至会厌处。注意，此位置下会厌常被嵌在猪的软腭后方。</li>
		<li>用导管移动会厌，以喉镜片将其下压，暴露声带以便插管。</li>
		<li>在通过声门时，边推进导管边将其向上转动，并按照Theisen所述的详细方法阻塞套囊 等 5. 
		注意：根据研究者的技术水平以及特定机构的标准操作规程，仰卧位也可能进行插管。较大的导管直径可加快灌洗液的流入和流出，有助于表面活性物质的冲洗。</li>
		<li>使用二氧化碳波形图和听诊确认导管位置是否正确。具体操作时，应确保二氧化碳波形图呈“正常”形态，并像在临床中一样，听诊双肺以确认呼吸音对称。 
		注意：如果插管失败或延迟，需对猪进行机械通气并配合胸外按压。该操作要求从两侧手动挤压肋骨 cage，同时通过密合的面罩以高流量供氧。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开始机械通气，设定吸入氧浓度（FIO2）调至1，呼吸频率调至15–20次/分钟，潮气量为8–9 ml/kg体重，吸气与呼气时间比（I:E）为1:1.5，并施加5 cm H₂O的呼气末正压（PEEP）2O. 调整参数设置，以使呼气末二氧化碳分压达到目标值（P和一氧化碳2) 为 35-40 mmHg 且 SpO2 高于 95%。
	<ol>
		<li>通过静脉持续输注硫喷妥钠（20 mg/kg/h）和芬太尼（7 µg/kg/h）维持麻醉。 
		注意：所需剂量可能因动物个体而异。实验过程中不得使动物无人看管。为保障动物福利并确保实验的科学性，须始终维持充分的麻醉状态。</li>
		<li>检查角膜反射是否消失，并在仪器操作过程中密切监测动物的应激/疼痛反应。如果麻醉充分，应可在不使用肌松剂的情况下完成仪器操作。若实验需要肌肉松弛，可给予泮库溴铵（0.15 mg/kg体重，静脉推注，随后以0.15 mg/kg体重/小时持续输注）例如 肺顺应性测量</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 仪器技术
<ol>
	<li>将动物置于仰卧位，使用绷带向后牵拉四肢，以拉伸计划切口部位上方的皮肤。使用术前皮肤消毒剂（如酒精/1%碘溶液）对术区进行消毒。 
	注意：我们采用擦拭法对术区进行消毒，但不使用完全无菌技术，因为这是非存活模型。手术无菌程度取决于肺损伤诱导后的具体研究需求。</li>
	<li>沿下颌与胸骨连线处做一10 cm切口（可选择左侧或右侧），使用手术刀切开皮肤，用于置入中心静脉导管和肺动脉导管的引入鞘。重新评估麻醉深度，必要时增加麻醉剂量。</li>
	<li>使用组织镊和手术剪分离皮下组织和颈阔肌。当臂头肌和胸头肌显露后，采用钝性分离法，分开两肌之间的筋膜，直至可见颈外静脉，可使用镊子或手指进行操作。</li>
	<li>采用改良Seldinger技术，通过中心静脉导管和引入鞘对颈外静脉进行插管。在置入前，用生理盐水冲洗所有导管。
	<ol>
		<li>具体操作为：将引入套装中的针头刺入静脉，直至可抽出静脉血（颜色较深，无搏动）。将导丝经套管送入静脉约15 cm。拔出针头，将引入鞘送入静脉，随后撤出导丝。若实验需要，对中心静脉导管的置入重复相同操作。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>通过抽吸静脉血确认导管位置正确。使用标准缝合法关闭切口。 
	注意：不要使用血管扩张剂扩张静脉（如经皮穿刺时所做），否则会导致静脉撕裂（图1）。若研究者具备猪的超声引导下插管技术经验，也可采用超声引导法。</li>
	<li>在后肢（可选择左侧或右侧）股薄肌与缝匠肌之间的皱褶处定位，用于置入动脉导管。此处即为可触及股动脉搏动的位置。</li>
	<li>沿该皱褶使用手术刀切开皮肤，做一5 cm切口。</li>
	<li>使用组织镊和手术剪分离皮下组织。采用钝性分离法，分开肌肉间筋膜，直至暴露股动脉。注意：操作时应位于隐血管的头侧，以避免损伤隐血管。</li>
	<li>采用3.2节所述的改良Seldinger技术对股动脉进行插管。可在动脉周围预置结扎线，以便在穿刺部位出血时闭合止血。此步骤应尽量避免，因其会影响后肢血流。使用标准缝合法关闭切口。</li>
	<li>将动脉导管和中心静脉导管连接至换能器系统，并分别对大气压（零点）以及200 mmHg（动脉导管）或50 mmHg（中心静脉导管）进行校准，开始监测。</li>
	<li>将所有压力换能器置于右心房水平（在仰卧位猪中，约为胸腔高度的一半）。</li>
	<li>使用手术刀在膀胱上方皮肤做一小切口（4–5 cm），用于膀胱插管。再次使用钝性器械分离皮下组织。</li>
	<li>暴露膀胱后，在其壁上缝置荷包缝合线（直径1–2 cm）。 
	注意：缝合线不应穿透膀胱壁全层，否则会导致尿液从穿刺点漏出。</li>
	<li>在缝合线中央做一小切口，插入导尿管，向球囊注入10 ml蒸馏水（aqua dest）进行封堵，轻拉导管直至感到轻微阻力，然后收紧荷包缝合线固定导管。使用标准缝合法关闭皮肤。</li>
</ol>
4. 肺动脉导管的置入
<ol>
	<li>向肺动脉导管的气囊内注入 0.5–1 ml 空气（根据导管尺寸而定），检查气囊是否可能受损。随后再次放空气囊。</li>
	<li>将肺动脉导管连接至压力传感器系统，并根据大气压（零点）和 100 mmHg 进行校准（图 2 和 图 3）。
	<ol>
		<li>将肺动脉导管经由导入鞘（气囊处于放气状态）送入 10 至 15 cm，具体长度取决于鞘管长度。</li>
		<li>充气气囊（此时气囊必须已离开鞘管），并在持续监测血流动力学监护仪上的压力及典型波形的同时，继续推进肺动脉导管。</li>
		<li>在观察到右心房、右心室和肺动脉的典型波形后继续推进导管，当出现肺毛细血管楔压（PCWP）波形时停止推进（图 4）。随后放空气囊。 
		注意：一旦气囊放气，PCWP 波形应立即消失，肺动脉压力波形应重新显现。否则，导管很可能已插入过深，导致肺动脉被持续阻塞（即“自动楔入”位置）。此时应将导管缓慢回撤，直至肺动脉压力波形重新出现，以避免严重并发症（例如 血管破裂）6。</li>
		<li>每次回撤导管时，务必确保气囊处于放气状态，以避免严重并发症。 
		注意：在猪模型中，肺动脉导管常会经下腔静脉意外进入肝静脉。因此，若推进约 30 cm 后仍未到达右心室，应将导管回撤并重新开始操作。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 肺动脉热稀释技术与血流动力学测量
<ol>
	<li>从血流动力学监测仪中复制所有血流动力学数值，包括心率、收缩压、舒张压和平均动脉压（MAP）、肺动脉压以及中心静脉压（CVP）。</li>
	<li>迅速测量肺毛细血管楔压（PCWP）。操作时，充气肺动脉导管的气囊，并确认显示正确的PCWP波形（图4）。从监测仪中记录呼气末的肺毛细血管楔压（PCWP）值。随后立即放气（见4.2.4）。若无法观察到如4.2.2所述的正确PCWP波形，则应放空气囊，将导管回撤并重新定位。
	<ol>
		<li>将热敏电阻及合适的流通式连接座连接至肺动脉导管的中心静脉腔和用于测量心输出量（CO）的监测仪。接着，将导管远端的温度接口（红色帽）与监测仪连接。</li>
		<li>启动监测仪，选择“bolus CO”模式，以监测时间-温度曲线，从而通过肺动脉热稀释法测量心输出量（CO）7。</li>
		<li>按下“Inj Vol”键，设定冷生理盐水的注射体积（本实验中为5 ml），返回上一界面；按下“catheter”键，选择所用肺动脉导管的型号，再返回上一界面。</li>
		<li>选择“start bolus”，通过流通式连接座尽快注入5 ml、4 °C的生理盐水。等待测量完成，相应的时间-温度曲线出现在监测仪上后，记录监测仪显示的CO值。</li>
		<li>在呼吸机呼吸周期的不同时相中，按5.3.4所述随机顺序快速连续进行5次测量。舍去最高值和最低值，取其余三个数值计算心输出量的平均值。 
		注：上述监测设置适用于Edwards Vigilance VGS1型监测仪。不同监测仪的设置可能有所差异。但必须正确选择生理盐水注射体积和导管型号。某些监测仪需选择计算常数，该常数对应特定的盐水用量和导管尺寸，通常可在导管包装内的说明书上找到。实验过程中应始终保持生理盐水温度一致（&#60;5 °C），以确保测量准确。若研究涉及电解质摄入与稳态的精确测量，应使用5%葡萄糖溶液代替生理盐水。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确保已记录所有参数，并已采集动脉血和混合静脉血样本，以便计算肺内右向左分流率。</li>
	<li>及时记录所有必要的呼吸参数，例如呼吸机上的峰压和平台吸气压，或进行额外测量（如跨肺压测定），以完善实验任一时间点的数据。</li>
</ol>
6. 肺灌洗以诱导肺损伤
<ol>
	<li>确保动物以吸入氧分数（FIO2）为1.0进行通气，并将呼气末正压（PEEP）设置为2–4 cm H2O，以进行肺泡灌洗操作。将动物与呼吸机断开连接。</li>
	<li>用预热的无菌生理盐水（37 °C，50 ml/kg 体重）充满肺部。为此，预先将漏斗装满，并通过一根合适的弹性管将其连接至气管插管。将漏斗抬高至动物上方1米处，并尽快将盐水倒入肺内。静水压力将使盐水分布至所有肺段。 
	注意：使用无菌生理盐水可避免病原体进入肺部以及动物可能出现的脓毒症失代偿。必须使用0.9%的生理盐水，因为低渗液体将导致急性肺水肿、电解质紊乱及动物死亡。灌洗后不得重复使用盐水，以最大程度清除肺表面活性物质。</li>
	<li>当平均动脉压（MAP）降至50 mmHg以下时，停止灌注。 
	注意：由于在肺灌洗期间动物已与呼吸机断开，因此仅能通过血流动力学参数和脉搏血氧饱和度（SpO2）监测动物是否出现失代偿。</li>
	<li>手动将漏斗降至地面水平，被动引流灌洗液，然后将动物重新连接至呼吸机以进行氧合。</li>
	<li>等待动物恢复代偿状态（MAP 和 SpO2 升高），并尽快重复灌洗操作。再次灌洗的时间间隔不应超过5分钟。 
	注意：若动物在两次灌洗之间出现血流动力学失代偿，应允许其稳定恢复，以避免使用血管加压药物治疗全身性低血压，并避免为纠正低氧血症而实施肺复张操作。在灌洗及后续实验期间，动物始终以 FIO2 为1.0进行通气，以维持氧合，即使 PaO2/FIO2 比值降低亦如此。在灌洗期间将 PEEP 设置为2–4 cm H2O 可促进肺不张快速形成；但在肺损伤建立后，PEEP 必须设定为≥5 cm H2O，以满足急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的柏林定义。实验过程中禁止实施肺复张操作或更改 PEEP，以防止研究者引入影响肺损伤严重程度的偏倚。</li>
	<li>根据血流动力学恶化程度及 SpO2 下降情况，在第二次或第三次灌洗后采集动脉血气样本。</li>
	<li>重复灌洗操作，直至在 FIO2 为1.0 且 PEEP ≥ 5 cm H2O 的条件下，PaO2/FIO2 比值（Horowitz 指数）持续低于100 mmHg 至少60分钟。</li>
	<li>在灌洗期间调整呼吸机通气频率，以维持动脉血pH值高于7.25，防止血流动力学失代偿。</li>
	<li>一旦 PaO2/FIO2 比值（Horowitz 指数）在60分钟内持续低于100 mmHg，即可基于表面活性物质清除模型开始实验/治疗。 
	注意：按照上述方法诱导肺损伤后，肺功能的变化将维持数小时稳定，也可能恶化或改善，具体取决于呼吸机设置。 
	注意：该动物模型基于肺表面活性物质的清除及其继发的肺不张形成。因此，任何偏离规定呼吸机参数的操作（如增加气道峰压或PEEP），可能导致塌陷肺区域的复张，部分逆转灌洗的有害效应，从而影响该模型的标准化。</li>
</ol>
7. 实验结束与安乐死
<ol>
	<li>确保在实验结束前完成所有测量并保存好数据。</li>
	<li>在持续麻醉的基础上追加注射 0.5 mg 芬太尼，并等待至少 5 分钟。随后快速注射过量硫喷妥钠（至少 1,000 mg），紧接着通过中心静脉导管注射至少 60 mmol 的钾。</li>
</ol>

<ol><li>Rubenfeld, G. D., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Incidence+and+Outcomes+of+Acute+Lung+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Incidence and Outcomes of Acute Lung Injury.</a> N Engl J Med. 353 (16), 1685-1693 (2005).</li>
<li>Ballard-Croft, C., Wang, D., Sumpter, L. R., Zhou, X., Zwischenberger, J. B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Large-animal+models+of+acute+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Ann+Thorac+Surg%22%5BJournal%5D)">Large-animal models of acute respiratory distress syndrome.</a> Ann Thorac Surg. 93 (4), 1331-1339 (2012).</li>
<li>Lachmann, B., Robertson, B., Vogel, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vivo+lung+lavage+as+an+experimental+model+of+the+respiratory+distress+syndrome%5BTitle%5D)+AND+%22Acta+Anaesthesiol+Scand%22%5BJournal%5D)">In vivo lung lavage as an experimental model of the respiratory distress syndrome.</a> Acta Anaesthesiol Scand. 24 (3), 231-236 (1980).</li>
<li>Donaubauer, B., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Low-dose+inhalation+of+an+endothelin-A+receptor+antagonist+in+experimental+acute+lung+injury%3A+ET-1+plasma+concentration+and+pulmonary+inflammation%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Biol+Med+%28Maywood%29%22%5BJournal%5D)">Low-dose inhalation of an endothelin-A receptor antagonist in experimental acute lung injury: ET-1 plasma concentration and pulmonary inflammation.</a> Exp Biol Med (Maywood). 231 (6), 960-969 (2006).</li>
<li>Theisen, M. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ventral+recumbency+is+crucial+for+fast+and+safe+orotracheal+intubation+in+laboratory+swine%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Anim%22%5BJournal%5D)">Ventral recumbency is crucial for fast and safe orotracheal intubation in laboratory swine.</a> Lab Anim. 43 (1), 96-101 (2009).</li>
<li>Kelly, C. R., Rabbani, L. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Videos+in+clinical+medicine.+Pulmonary-artery+catheterization%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Videos in clinical medicine. Pulmonary-artery catheterization.</a> N Engl J Med. 369 (25), 35(2013).</li>
<li>Forrester, J. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Thermodilution+cardiac+output+determination+with+a+single+flow-directed+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Am+Heart+J%22%5BJournal%5D)">Thermodilution cardiac output determination with a single flow-directed catheter.</a> Am Heart J. 83 (3), 306-311 (1972).</li>
<li>Deja, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+inhaled+ET%28A%29+receptor+antagonist+LU-135252+acts+as+a+selective+pulmonary+vasodilator%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Sci+%28Lond%29%22%5BJournal%5D)">The inhaled ET(A) receptor antagonist LU-135252 acts as a selective pulmonary vasodilator.</a> Clin Sci (Lond). 103, Suppl 48 21-24 (2002).</li>
<li>Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Lung+Cell+Mol+Physiol%22%5BJournal%5D)">Animal models of acute lung injury.</a> Am J Physiol Lung Cell Mol Physiol. 295 (3), 379-399 (2008).</li>
<li>Kloot, T. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recruitment+maneuvers+in+three+experimental+models+of+acute+lung+injury.+Effect+on+lung+volume+and+gas+exchange%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Respir+Crit+Care+Med%22%5BJournal%5D)">Recruitment maneuvers in three experimental models of acute lung injury. Effect on lung volume and gas exchange.</a> Am J Respir Crit Care Med. 161 (5), 1485-1494 (2000).</li>
</ol>

我们衷心感谢 Burkhard Lachmann 教授在思考表面活性物质冲洗过程中呼气末正压（PEEP）设置的复杂性时所提供的帮助，以及 Birgit Brandt 和 Sabine Molling 提供的出色技术协助。

本文介绍了一种通过反复肺灌洗清除表面活性物质以在猪体内诱导严重肺损伤的逐步操作方法。该特定方法能够实现肺功能和肺血管阻力的可重复且可比较的恶化。必须对猪进行灌洗，直至动脉血氧分压与吸入氧浓度比值（PaO2/FIO2）降至100 mmHg以下，并持续维持在100 mmHg以下达1小时。一旦达到此标准，若不实施肺复张操作4,8，动物通常至少在4至8小时内无法从肺损伤中恢复。遵循本方案有助于提高使用相同动物模型的不同实验之间研究结果的可比性。
通过灌洗诱导肺损伤存在若干局限性。首先，反复灌洗可导致出现一些人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的组织病理学特征，包括大面积肺不张的形成、血管周围水肿以及肺泡-毛细血管膜厚度的增加。然而，该模型中并未观察到某些重要特征，例如严重的上皮损伤或透明膜的形成2,9。
其次，与油酸输注或气管内灌注所致的肺损伤相比，高吸气压和增加PEEP在灌洗诱导的犬肺损伤中似乎具有更强的...

尽管已有四十多年深入的研究，人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的死亡率仍然很高，介于40%至50%之间1。肺损伤的动物模型在研究复杂的病理机制或探索降低死亡率、减少长期功能障碍的新型治疗方法中发挥着重要作用。
已建立多种模型以诱导肺损伤，模拟人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）在大型（例如猪）或小型动物（例如啮齿类）中的部分特征。这些方法差异显著，包括肺动脉输注油酸、静脉（i.v.）输注细菌和内毒素，以及通过盲肠结扎穿刺（CLP）诱导脓毒症相关ARDS的模型。此外，由于大潮气量和高吸气峰压导致的直接肺损伤（呼吸机相关性肺损伤；VILI）、烟雾/烧伤损伤或肺缺血/再灌注（I/R）模型也常被使用2。CLP模型以及使用内毒素的模型存在一个主要缺点，即其伴随的全身性炎症反应会干扰仅由肺损伤引起的生物创伤的分析。此外，某些模型可能需要数小时至数天才可引发肺损伤，例如在大型动物中建立VILI模型的情况。
通过反复肺灌洗清除表面活性物质以诱导肺损伤的方法，最初由 Lachmann et al. 在豚鼠中描述3，是一种高效且可重复地诱导肺功能与力学功能受损以及肺血管阻力改变的时间经济型方法。将该模型应用于体重约30-60 kg的机械通气猪，可支持使用临床常规机械通气机、导管和监护仪开展基础研究，同时气体交换与血流动力学的损害具有高度可重复性4。此外，灌洗诱导肺损伤无需呼吸实验室中大型动物实验通常不具备的特殊设备。本文所介绍的模型适用于需要使用专为人类设计的研究设备（例如 通气机），并能确保肺功能恶化程度的高度可重复性。该模型的标准化有助于确保不同实验之间的可比性，并减少所需动物数量。然而，塌陷肺区域在有意或无意的肺复张操作下可能被重新开放，是该特定模型的一个严重局限性。下文将详细描述用于诱导肺损伤的灌洗模型，并提供代表性数据以表征肺功能损害的稳定性。

<table><tbody><tr><td>Evita Infinity V500</td><td>Dr&amp;auml;ger</td><td></td><td>重症监护呼吸机</td></tr><tr><td>Vigilance I&amp;nbsp;</td><td>Edwards</td><td></td><td>监护仪</td></tr><tr><td>Vasofix Braun&amp;uuml;le 20G</td><td>B Braun</td><td>4268113B</td><td>外周静脉导管</td></tr><tr><td>Mallinckrodt 气管插管带套囊</td><td>Covidien</td><td>107-80</td><td>&amp;nbsp;8.0 mm 内径</td></tr><tr><td>MultiCath3</td><td>Vygon</td><td>157,300</td><td>三腔中心静脉导管，20 cm 长度</td></tr><tr><td>Leader Cath 套件</td><td>Vygon</td><td>115,805</td><td>动脉导管</td></tr><tr><td>经皮鞘管导入套装</td><td>Arrow</td><td>SI-09600</td><td>用于 4-6 Fr. 肺动脉导管的导入鞘管，10 cm 长度</td></tr><tr><td>Swan-Ganz True Size 热稀释导管</td><td>Edwards</td><td>132F5</td><td>肺动脉导管，75 cm 长度</td></tr><tr><td>流通式热敏电阻室</td><td>Baxter</td><td>93-505</td><td>用于测量心输出量</td></tr><tr><td>导尿管</td><td></td><td></td><td>无特定型号要求</td></tr></tbody></table>

通过灌洗诱导猪肺表面活性物质耗竭作为急性呼吸窘迫综合征（ards）模型

Lavage-induced Surfactant Depletion in Pigs As a Model of the Acute Respiratory Distress Syndrome (ARDS)

目前已建立多种肺损伤动物模型，用于研究人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）复杂的病理机制，并评估潜在的治疗方法。在麻醉猪模型中，通过重复使用加温的0.9%生理盐水（50 ml/kg体重）进行肺灌洗，可诱导出严重的肺损伤，且肺气体交换功能和血流动力学恶化具有良好的可重复性。在该模型中引入临床常规使用的呼吸和血流动力学监测设备，有助于评估新型治疗策略（如药物、现代呼吸机、体外膜肺氧合装置ECMO），并弥合基础研究与临床应用之间的鸿沟。此外，采用肺灌洗法诱导肺损伤无需注射病原体或内毒素，因而不会干扰对促炎和抗炎细胞因子的检测结果。该模型的一个缺点是肺不张区域的肺组织具有较高的可复张性。对模型进行标准化操作有助于避免实验偏差，确保不同实验之间的可比性，并减少所需实验动物的数量。

肺灌洗期间，PaO2/FIO2 比值会下降，但单次灌洗的确切影响难以预测。我们从第三次灌洗开始采集动脉血气样本，以监测 PaO2/FIO2 比值是否降至 100 mmHg 以下。一旦 PaO2/FIO2 比值降至 100 mmHg 以下，需在 PEEP ≥ 5 cm H2O 的条件下维持该比值低于 100 mmHg 达一小时。这可确保诱导出符合 ARDS 柏林定义的肺损伤。血气和血流动力学的伴随变化可能在数小时内保持“稳定”，也可能进一步恶化，甚至有所改善，具体取决于呼吸机设置（图5）。若在为期一小时的基线观察期间，PaO2/FIO2 比值回升至 100 mmHg 以上，...

在麻醉猪中重复进行肺灌洗可诱导出类似于人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）主要特征的肺损伤。该实验方法通过在37 °C下反复使用0.9%生理盐水灌洗肺部，旨在建立一种可重复的、用于ARDS研究的气体交换障碍和血流动力学改变的实验模型。

通过灌洗诱导猪肺表面活性物质耗竭作为急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型

存在多种肺损伤的动物模型，可用于研究人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）复杂的病理机制，并评估未来的……

本方法的目标是通过肺表面活性物质灌洗清除，诱导肺不张、低氧血症和肺动脉高压，从而建立急性呼吸衰竭模型，这些病理生理特征是人类急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的重要组成部分。大家好，我是来自柏林夏里特医院的Pickerodt医生，这位是我的同事Russ医生。今天我们将向您展示如何使用由Lachmann教授在20世纪70年代引入科学界的ARDS模型，通过温盐水灌洗清除表面活性物质，在猪身上诱导严重的肺损伤。该模型非常理想，因为它重现了人类ARDS中发生的许多呼吸力学紊乱和热力学变化。此外，我们的主要重点是减少所需动物的数量，并在您的实验室中实施此模型。在确认气管插管正确插入已完全麻醉的成年雄性猪后，开始机械通气。调整参数设置，使呼气末二氧化碳分压维持在35至40毫米汞柱，并使外周血氧饱和度保持在95%以上。观察臂头肌和胸头肌。通过钝性分离肌肉间的筋膜以暴露颈外静脉后，用针头穿刺静脉，并推进针头直至可抽吸到静脉血。将导丝经针头送入静脉内约15厘米，然后拔出针头。然后完全推进肺动脉导管的引入鞘。现在从鞘中撤出导丝和扩张器，并回抽静脉血以确认导管位置正确。如有需要，采用相同步骤置入中心静脉导管，务必通过回抽血液来确认导管位置。用缝线包扎伤口。然后采用相同技术将动脉导管插入股动脉。开始监测前，将动脉导管和中心静脉导管连接至换能器系统，并确认换能器系统已与大气压校准，中心静脉导管和动脉导管分别校准至50或200毫米汞柱。然后将压力传感器置于与右心房水平一致的位置。充盈气囊，检查是否有潜在损伤，插入导管前将气囊放气。在连接导管至压力传感器系统前，需先校准传感器系统。根据鞘管的长度，将导管插入引导鞘内10至15厘米。当球囊已推送至鞘管远端后，充盈球囊并继续推进导管，同时观察压力及典型的波形变化。持续推进肺动脉导管（PAC），并在导管依次到达右心房、右心室和肺动脉时，识别相应的典型压力波形。当肺毛细血管楔压曲线出现时停止。然后在呼气末记录肺毛细血管楔压，并放空气囊。使用热稀释法测量心输出量时，首先将热敏电阻和相应的流通式连接座连接至肺动脉导管的中心静脉管腔，并将导管的远端温度接口连接至监护仪。启动测量，并通过流通式外壳尽快注入 5 毫升 4 摄氏度的生理盐水。测量完成后，相应的温度曲线将显示在监护仪上。从监护仪记录心输出量值后，在呼吸周期中以随机顺序重复测量心输出量 5 次。为通过肺灌洗诱导肺损伤，首先调整呼吸机参数，然后准备一个漏斗并断开动物与呼吸机的连接。随后，将装有温盐水的漏斗连接至气管插管。将漏斗抬高至动物上方约一米处，使约50毫升/千克的盐水进入肺内。当平均动脉压低于50毫米汞柱，或所有液体均已进入肺内时，将漏斗降至地面水平以排出灌洗液，并将动物重新连接至呼吸机。每次灌洗间隔的血流动力学恢复时间不得超过5分钟。重复灌洗操作，直至在吸入氧分数为1.0、呼气末正压大于5厘米

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灌洗诱发的表面活性剂耗尽猪一样的急性呼吸窘迫综合征模型（ARDS）

本文介绍了一种通过中心静脉注射油酸在猪体内诱导急性肺损伤的实验方案。这是一种用于研究急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的成熟动物模型。...

油酸注射诱导猪急性呼吸窘迫综合征模型

我们描述了一种通过吸入式重症监护镇静装置使用卤化剂异氟烷和七氟烷对仔猪进行镇静后，由盐酸诱导的急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型。该模型可用于研究卤化剂在肺损伤与修复中的生物学机制。...

通过重症监护室类型设备在猪急性呼吸窘迫综合征模型中输送卤化麻醉剂

采用0.9%生理盐水（35 mL/kg体重，37...

表面活性物质耗竭联合损伤性通气可建立可重复的急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型

本实验方案描述了一种使用油酸诱导小鼠肺损伤以模拟急性呼吸窘迫综合征（ARDS）的模型。该模型可增加水肿相关的炎性介质，并降低肺顺应性。使用油酸的盐形式（油酸盐）进行实验，因为这种生理形式可避免栓塞风险。...

油酸诱导的急性呼吸窘迫综合征小鼠模型

持续将油酸注入麻醉成年猪的肺动脉可诱导急性呼吸衰竭，从而在急性呼吸失代偿期间实现可控的实验研究。...

一种通过持续输注油酸建立的急性呼吸衰竭猪模型

本方案描述了一种新生仔猪急性肺损伤模型的建立方法，该模型模拟早产肺中发生的早期致病事件，包括表面活性物质不足、高氧暴露、高压通气以及炎症反应，旨在促进对支气管肺发育不良分子触发机制的理解，并推动治疗策略的转化应用。...

建立一种新生仔猪急性肺损伤模型以重现早产儿肺部早期环境

本视频介绍了如何对已插管及自主呼吸的患者进行CO2测量。主要临床适应证涉及急诊情况：（1）确认气管插管位置是否正确；（2）在创伤患者中维持正常二氧化碳水平；（3）在程序性镇静过程中监测通气状况。...

过期的一氧化碳2 急诊科有创通气或自主呼吸患者的测量

本方案描述了利用左前降支动脉（LAD）90分钟闭胸冠状动脉球囊阻塞并随后进行再灌注的方法，建立猪心肌梗死（MI）模型。此外，还介绍了多种结局参数的检测方案，包括心脏功能、血流动力学、微血管阻力和梗死面积。...

猪心肌梗死及功能结局评估

我们建立了一种脑切片模型，可用于研究兴奋性毒性介导的脑损伤所涉及的分子机制。 该技术可获得具有活性的成熟脑组织，在部分保留神经元回路、细胞间相互作用及突触后区室的同时，减少了实验所需的动物数量。...

脑微切片的兴奋性毒性刺激作为一种方法 体外 卒中模型

本研究展示了使用舌下免疫疗法可增强小鼠肺部的先天免疫反应，并对急性肺炎链球菌性肺炎提供保护作用的便利性。...

舌下免疫疗法作为诱导抵抗急性呼吸道感染的替代方法

了解通过肺泡灌洗法在猪体内建立急性呼吸窘迫综合征模型的方法。该技术利用温盐水洗脱表面活性物质，诱导肺不张和低氧血症，为研究ARDS病理生理机制及通气策略提供可重复的动物实验平台。

通过灌洗诱导猪肺表面活性物质耗竭作为急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型

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