Name: 测量压力容量环中的鼠标 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-02T15:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 15 s
Description: 学习小鼠压力-容量环测量技术以评估心脏功能，该方法适用于基因改造小鼠的生理表型分析。通过手术植入导管获取高质量数据，为研究特定蛋白在心脏功能中的作用提供详细收缩功能评估。

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作者感谢NHLBI提供的资助（K08 HL102066和R01 HL114832）。

在开展本方案中所述任何操作之前，须获得当地机构动物护理与使用委员会的批准。
1. 实验装置的设置
注意：该操作在麻醉动物上进行，数据质量与为动物提供的麻醉支持质量成正比。本节将详细介绍在执行本方案时为小鼠提供麻醉所必需的设备和操作步骤。
<ol>
	<li>选择一种麻醉方案。吸入性麻醉剂在进行压力-容积环分析时具有多种有益特性，尽管也有一些可采用的注射麻醉方案。有关麻醉方案选择的更多信息，请参见讨论部分。</li>
	<li>将压缩氧气钢瓶固定在手术台或手术区域附近的墙壁上。</li>
	<li>若使用吸入性麻醉剂，应使用蒸发器以确保准确给药。每年校准蒸发器，以保证其提供适当的麻醉气体剂量。将蒸发器连接至流量计，以便控制气体进入麻醉回路的速率，设定为 0.5 - 1.0 L/min。</li>
	<li>使用分流装置将麻醉气体定向输送至1）诱导室，2）面罩，以及3）呼吸机。麻醉气体的清除至关重要，应通过主动式系统进行，该系统可将气体排入通风橱（或其他类似的建筑设施）或通过专用于清除麻醉气体的吸收罐。 
	注意： 咨询当地职业健康主管部门，以确保符合所有当地法规要求。</li>
	<li>使用加热垫和/或加热灯维持核心体温。通过直肠温度计持续监测体温，以便主动调节加热强度，确保生理体温（&#8776; 37 &#176;C）在采集血流动力学数据期间。</li>
	<li>提供液体支持以抵消失血和非显性体液丢失。
	<ol>
		<li>在注射器中取1 ml 25%白蛋白，加入1.5 ml 0.9% NaCl，配制10%白蛋白溶液。</li>
		<li>准备低残留体积的血管内导管。
		<ol>
			<li>使用钳子压碎0.5英寸30号针头的塑料针座。用持针器夹住针头，取下针座。用止血钳刮除针头残留的粘合剂。将针头的钝端插入一段微孔管中。微孔管长度应小于20英寸。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>使用注射泵以精确输送液体体积。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>确保为高质量PV数据的采集提供适当的通气支持。市面上有多种可用于购买的小鼠呼吸机。压力控制型呼吸机可提供吸入麻醉气体所需的密闭环境，并在手术过程中实现更精确的通气控制。
	<ol>
		<li>确保吸气压限制在 &#60;15 cm H2以防止气压伤。将呼吸机设置为在呼吸周期的35%时间内输送吸气脉冲。使用4 - 5 cm H₂O水平的呼气末正压（PEEP）。2O 将通过防止肺不张并支持气体交换，显著改善小鼠的通气。</li>
		<li>限制呼吸回路中Y型接头远端的死腔。这一点至关重要，因为小鼠的潮气量非常小，任何死腔都会减少新鲜吸入气体的输送。</li>
		<li>使用20号留置静脉导管，剪去其尖端，制备一根适用于小鼠的气管插管（ET管），剪切后形成锥形末端，便于插入。将剪切后的末端插入麻醉回路的Y形接头中。</li>
		<li>在呼吸回路中使用柔性导管。导管中的任何结构记忆都会产生外力，可能导致气管插管从小鼠气道中脱出。</li>
		<li>让小鼠决定呼吸频率，采用能够抑制其自身呼吸驱动的最低频率。起始呼吸频率设为每分钟约60次的相对较低水平。 
		注意： 在适当通气的情况下，小鼠的自主呼吸应几乎不可察觉。然而，如果通气不足，二氧化碳蓄积会导致呼吸努力明显增加。2 血液中的二氧化碳升高将引发小鼠的呼吸努力。若观察到此现象，提高呼吸频率是增加肺泡通气量的直接方法。在应对β-肾上腺素受体刺激引起的心脏负荷增加时，通常需要提高呼吸频率。</li>
		<li>呼吸回路准备就绪后，用手指堵住气管插管（ET）导管尖端，对系统进行压力测试。确保气道压力达到 &#8776;10 cmH₂O2O. 此项测试应在每次操作前进行。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 手术方法
<ol>
	<li>使用小型镊子、剪刀及其他器械 表1所有器械均设计得非常小巧，以便于在放大的手术视野中轻松操作。使用手术立体显微镜，为手术操作的多个步骤提供足够的放大倍数。</li>
	<li>使用电灼器以在手术过程中最大限度实现止血。 
	注意: 电烙器有几种主要类型。热电烙器通过加热一根细金属元件来切割肌肉组织并止血。这类设备的初期购置成本相对较低；但需要注意的是，其金属丝探头既易损又相对昂贵。电热烙器系统的初期购置成本较高，但其探头非常坚固，无需频繁更换。</li>
	<li>诱导与手术准备
	<ol>
		<li>获取小鼠的体重。</li>
		<li>将小鼠放入充满5%异氟烷的诱导室中。 
		注意： 小鼠在此环境中存活时间不超过几分钟，仅能维持45至60秒。&#160;小鼠失去翻正反射（当置于背部或侧卧时试图翻转的反应）所需的时间。</li>
		<li>一旦失去翻正反射，将异氟烷浓度降至2%，并打开麻醉气体通向面罩的气流。</li>
		<li>迅速将小鼠转移至手术台，并使其仰卧，鼻部置于面罩内。</li>
		<li>若使用电灼器，应使用浸有生理盐水的纱布将小鼠与电灼器系统的接地垫进行电耦合。</li>
		<li>用手术胶带固定四肢。这种胶带即使在湿润条件下仍具有黏附性。</li>
		<li>插入直肠温探针以监测核心体温，并用胶带固定。</li>
		<li>在小鼠的颈部和胸部涂抹脱毛剂，等待 2 - 3 分钟&#160;为使脱毛剂发挥作用，随后使用棉签和/或实验室擦拭纸擦除这些区域的毛发。 
		注意： 由于该手术为非存活性操作，无需对手术区域进行铺巾，但若使用电凝接地垫，可进行铺巾以限制术者与接地垫的接触。</li>
		<li>小鼠术前准备完成后，通过脚趾夹捏测试评估其手术麻醉深度。确认麻醉深度适宜后，小鼠即可进行首次切口。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>通过口腔插管或气管切开术建立气道控制。气管切开术是一种相对简便且操作便捷的方法。 
	注意： 在整个操作描述中，所有方向和位置的描述均以术者为参照。
	<ol>
		<li>在胸骨切迹水平做一切口，从 &#8776; 中线右侧5 mm处 &#8776; 距正中线左侧5 mm。</li>
		<li>沿第一切口的右边缘做第二个切口，向头侧延伸至同一水平位置 &#8776; 下颌骨末端尾侧2 mm处</li>
		<li>从第二处切口的头端开始，向外延伸进行第三次切口 &#8776; 距正中线左侧5 mm。将形成的皮瓣向左牵开，以暴露下方组织。</li>
		<li>通过钝性分离在正中线处将腮腺和下颌下腺分开。这将暴露覆盖在气管上方的潜在肌肉组织。</li>
		<li>钝性分离左右胸骨舌骨肌以暴露气管。</li>
		<li>穿过 &#8776;在气管下方穿过一段10 cm长的3-0丝线缝合线，注意避免包含食管。</li>
		<li>确定气管切开术的位置：喉部后方紧邻第一气管环之前存在一个间隙，此位置是进行气管切开术的理想部位。</li>
		<li>调节管路，使麻醉气体通入呼吸机，然后打开呼吸机。</li>
		<li>通过用手指堵住气管（ET）导管尖端检查是否存在泄漏。确保气道压力达到 &#8776;10 cmH2O</li>
		<li>使用20号针头作为手术刀，切开气管。切口应相对较宽，因为气管内导管将占据气管腔的大部分空间。</li>
		<li>迅速操作，取下呼吸面罩，小心地将气管插管插入气管。切勿强行插入，因为组织非常脆弱，穿透气管壁可能导致气胸。 
		注意： 插入后应立即观察到胸部起伏。</li>
		<li>用胶带固定呼吸回路，以防止气管插管被拉出。</li>
		<li>在3-0缝线中打一个单结，以在气管插管周围形成密封。 
		注意： 此时应能明显观察到胸部起伏。若无此现象，通常是因为气管插管在气管内的位置不当所致。可将气管插管稍作回撤并尝试重新定位，调整时应以气管的走向作为参考依据。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>颈静脉部位的准备
	<ol>
		<li>将左侧唾液腺向头侧外侧牵拉，暴露颈外静脉。</li>
		<li>用钝性分离法切开覆盖在静脉上的薄层肌肉（胸锁乳突肌），以暴露颈静脉的外表面。</li>
		<li>仔细清除静脉周围较大的组织，但需格外小心，因为静脉壁非常薄。完成此操作后，用唾液腺覆盖颈静脉，以保护静脉，便于后续插管。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>开胸术；进入胸膜腔而不损伤心脏或肺
	<ol>
		<li>去除胸部大部分覆盖的皮肤，将原始皮肤切口的右边缘向下延伸至剑突水平，然后横跨至中线 &#8776; 中线左侧1.5 cm处 
		注意： 切割外乳动脉时应小心操作，因为这些血管可能引起大量出血。在切断前先烧灼这些血管，可有效防止出血。</li>
		<li>使用钝性分离法将皮瓣向外侧牵开，以暴露下方的肌肉组织。</li>
		<li>使用血管扩张钳分离右侧胸大肌在胸骨尾侧区域的附着点。电凝并切断该肌肉。</li>
		<li>沿胸骨附着处切开胸大肌，电灼切缘以确保止血。</li>
		<li>接着游离同侧背阔肌，该肌肉为覆盖小鼠体侧的大片状肌。电灼并切断此肌肉，然后将断端向头侧牵开。此过程可能需要一些钝性分离。 
		注意： 此时肋骨已清晰可见，某些小鼠品系中还可观察到心脏。在大多数小鼠中，于第四肋间隙的后半部分进入胸腔可良好暴露心脏。第四肋间隙是倒数第二根肋间隙。</li>
		<li>使用一对尖头镊子小心地分离肋间肌层，以进入胸腔。</li>
		<li>打开胸膜腔后，小心插入钝头血管扩张器。利用血管扩张器对胸壁施加轻柔的上抬力量，用钝头弹簧剪仔细切开剩余的肋间肌。</li>
		<li>先横向切开，注意不要切到下方的肺叶。接着向内侧延伸切口，但需保持在中线外侧3-4 mm处，以避免损伤胸廓内动脉。 
		注意： 胸廓内血管与胸骨平行走行，若不慎切断可能导致大量失血。</li>
		<li>使用小棉签轻轻将肋间肌的切缘向上卷起，以确保电灼时仅接触切开的组织，避免与肺或心脏接触，仔细对肋间肌切缘进行电灼止血。</li>
		<li>将浸有生理盐水的小棉签通过切口插入，方向朝向正中线。施加轻柔的向上牵引力，使胸壁与下方结构分离。从切口内侧边缘开始电凝胸壁，直至结束 &#8776; 左侧距正中线1 cm处。</li>
		<li>将施用器向左推进，使其始终位于电灼头下方。</li>
		<li>组织彻底电凝止血后，用剪刀小心剪开胸骨。此时应能清晰看到心脏心尖。</li>
		<li>使用钝性分离法分离心包膜，并辨认后腔静脉。</li>
		<li>检查是否有出血迹象，并立即进行电灼止血。在处理完所有出血点后，仔细移除铺巾、电灼负极板以及浸有生理盐水的纱布。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>颈静脉插管的放置
	<ol>
		<li>将1.6.2步骤中制备的导管通过轻轻套在30号针头上，连接至含有10%白蛋白的注射器。</li>
		<li>开始通过导管输注白蛋白。</li>
		<li>将导管调整至针头自然位于颈静脉上方，针尖斜面朝上。必要时，可使用持针器旋转导管内的针头，使斜面处于正确方向。</li>
		<li>当导管完全冲洗后，停止输注。</li>
		<li>用镊子夹住导管针。另一只手使用组织镊牵拉唾液腺，以暴露颈静脉。轻柔牵拉颈静脉远端周围组织，使血管壁产生张力。以较小的角度进针，小心将针头插入静脉。将针尖向前推进进入血管内 3 - 4 mm。</li>
		<li>在释放导管针之前，用胶带固定导管管路，以限制针头释放后发生任何移动。</li>
		<li>松开针头，轻轻回抽注射器活塞，通过观察导管内是否有血液来确认导管是否已进入血管腔内。</li>
		<li>正确放置后，使用外科胶水将导管固定，以将针头粘附于下方的唾液腺上。</li>
		<li>计算需要输注的总体积。若无明显失血，输注体积为5 &#181;每克体重输注6-6.5将足够。如果出现明显失血，输注6-6.5 &#181;每克体重可能需要相应的剂量。设置输注速率，使整个输注过程在10至15分钟内完成。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>左心室压力-容积导管置入
	<ol>
		<li>在上述手术过程中，将PV导管置于含有生理盐水溶液的注射器中，以使其达到平衡状态。</li>
		<li>放置前，将注射器和导管移至小鼠旁边。使导管尖端与心脏大致处于同一高度，校准压力读数为零。</li>
		<li>使用浸有生理盐水的小棉签轻轻移动心脏，以暴露心尖以便观察。</li>
		<li>使用25号针头，在尽可能靠近心尖中心的位置进行穿刺切口。</li>
		<li>拔出针头后，迅速将导管通过切口插入。插入导管所需力度较小，因此在将导管推进心室时应保持谨慎。有时需要进行额外的穿刺切口。若确需如此，应尽量在初始切口附近进行 subsequent 切口，以最大限度减少对心脏的损伤。 
		注意： 一旦将导管推进心室，最终的定位至关重要。心室压力描记将表现为较低的舒张压（&#60;10 mmHg）和较高的收缩压（&#62;80 mmHg）。理想情况下，导管应位于心室中央，外侧电极刚好置于心室内。可通过观察压力-容积环数据进行导管位置的微调，寻找呈方形的波形 tracing &#8776; 90&#176; 各边之间的夹角</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 操作细节
注意：导管就位后，需进行一段短暂的稳定期（10 - 15 分钟），以使动物从急性手术应激中恢复，并为液体输注留出时间。稳定期结束后，即可开始正式的实验方案。
<ol>
	<li>放置 PV 导管并停止手术操作后，将异氟烷浓度调低至 ≈ 1%，因为此时对深度麻醉状态的需求已降低。
	<ol>
		<li>在此期间，需密切监测小鼠，确保维持适当的麻醉深度。仔细评估任何运动反应；呼吸肌的活动提示存在通气不足，可通过提高呼吸机的呼吸频率来纠正。四肢活动或胡须抽动则表明小鼠麻醉过浅，需要增加麻醉药物剂量。 
		注意： 本方案可与多种不同处理方式联合使用。其中许多处理需要通过输注药物实现。有效管理死腔容积至关重要。可通过将导管管路从一个注射泵的针头滑移到另一个注射泵的针头上来完成溶液切换。在前一次输注即将结束前进行此操作，可使导管管路预先充满下一种药物。必须明确导管管路内的容积，以确定溶液切换的时机。在管路中引入一个小气泡，可精确判断输注切换的时间；该气泡注入静脉循环后耐受良好。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>通过降低前负荷和增加后负荷来改变心脏的负荷状态。
	<ol>
		<li>通过阻断静脉回流以减少前负荷。在此手术准备中，需观察并阻塞从膈肌通向心脏的尾腔静脉。该阻塞操作应平稳且相对迅速，持续时间不超过 2 - 3 秒。通过施加持续 1 - 2 秒的轻柔腹部压迫，短暂增加左心室后负荷。</li>
		<li>在心脏负荷变化期间，暂停呼吸以消除呼吸机引入的任何干扰信号。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用导管测定容积信号的校准。此步骤对于采用导纳技术的导管而言非必需。
	<ol>
		<li>实验方案结束后，注射 5 - 10 µl 高渗盐水（20% NaCl）以计算并行电导。</li>
		<li>通过拔出导管并用肝素化注射器从左心室抽血获取血液样本。将血液置入已知体积的比色皿中，并使用导管测量其电导。</li>
		<li>利用比色皿测得的电导值，将电导信号转换为容积值，并通过并行电导确定导管所测得的绝对容积。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>实验完成后，通过切断腔静脉和主动脉连接后取出心脏，处死小鼠。</li>
</ol>

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<li>Sunagawa, K., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+coronary+arterial+pressure+on+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+of+isolated+canine+heart%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of coronary arterial pressure on left ventricular end-systolic pressure-volume relation of isolated canine heart.</a> Circ Res. 50 (5), 727-734 (1982).</li>
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<li>Baan, J., van der Velde, E. T. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sensitivity+of+left+ventricular+end-systolic+pressure-volume+relation+to+type+of+loading+intervention+in+dogs%5BTitle%5D)+AND+%22Circ+Res%22%5BJournal%5D)">Sensitivity of left ventricular end-systolic pressure-volume relation to type of loading intervention in dogs.</a> Circ Res. 62 (6), 1247-1258 (1988).</li>
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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

该操作中有三个关键步骤：1）气管插管的放置及适当的通气，2）颈静脉留置导管的放置，3）左心室中压力-容积（PV）导管的准确定位。确定合适的呼吸频率是提供通气支持的重要环节。清醒小鼠通常通过快速浅表的呼吸来维持肺泡通气。而机械通气下的小鼠潮气量通常要大得多，因此需要较慢的呼吸频率。这一点至关重要，因为通气不足会导致呼吸性酸中毒，而通气过度则会引起呼吸性碱中毒，这两种情况均会改变心脏功能。优化呼吸频率的一个简单方法是观察小鼠的自主呼吸努力程度，采用能够消除麻醉小鼠呼吸努力的最低呼吸频率。
压力-容积环分析的一个关键特征是在不显著抑制心脏功能的前提下维持足够的麻醉水平。有多种麻醉方案可成功用于压力-容积环分析，这些方案大致可分为两类：吸入性麻醉剂和注射性麻醉剂。在后一类中存在多种可用的混合制剂，但其中许多混合物具有潜在的心脏抑制作用19。在注射类麻醉混合物中，基于乌拉坦的麻醉剂心脏抑制作用最小4,19。需注意限制人员接触乌拉坦，因其为疑似致癌物28。目前可用的吸入性麻醉剂包括异氟烷和七氟烷。这两种药物在足以进行外科操作的剂...

心血管疾病仍然是全球范围内导致死亡和疾病负担的重要原因1。心脏疾病在开发新疗法方面尤其面临严峻挑战。遗传学的进步使得识别大量可能参与心脏病发生发展的遗传因素成为可能。由于心血管系统具有高度整合性，这些遗传靶点必须在完整的动物模型中进行验证。小鼠因其遗传操作灵活性强且饲养成本低，已成为评估特定基因生理功能的首选模型。然而，小鼠体型较小，为其心脏功能评估带来了一些独特的技术挑战。尽管存在多种可用于获取心脏功能信息的方法，但只有同时测量心室压力和容积，才能实现心室功能的压力-容积（PV）环分析。PV环分析可将心脏功能评估与其血管连接状态相分离，这对于确定特定遗传因子的功能作用至关重要。
压力-容积环（pressure-volume loops）的评估已在实验和临床领域应用多年，关于这些数据集分析的文献十分丰富2,3。将压力-容积环技术应用于小鼠，是理解小鼠心脏生理学的一项重要进展4-6。基于导管的压力-容积环技术结合了压力传感器和电导法来估算心室容积。心室容积通过检测导管产生的电场变化来确定。该方法将心室建模为一个圆柱体，其高度由导管上电极之间的距离定义，半径则通过心室内血液对电场的传导计算得出7-9。导管测得的电导信号包含两个组成部分。第一部分是血液的传导，其随心室容积的变化而变化，构成用于确定心室容积的主要信号。第二部分来自心室壁本身的传导以及沿心室壁的传导，称为并行电导（parallel conductance），必须予以消除，才能获得绝对心室容积。目前研究实验室中有两种 commercially available 的系统可用于采集压力-容积数据，二者在计算和消除并行电导的方法上存在主要差异6,10,11。电导导管需要注射高渗盐水以计算并行电导。该注射会短暂改变心室内血液的导电性，而心室壁的导电性保持不变。通过这些数据，可以区分电导信号中来源于血液的部分和来源于心室壁的部分。该方法假设在心动周期中并行电导保持不变。导纳法（admittance method）则利用电场的相位变化来评估心室壁对总体容积信号的贡献。该方法依赖于一系列预设的血液和心肌导电性常数来确定最终容积，但可在心动周期中连续测量并行电导。这两种系统均可对左心室容积提供良好的估算，彼此之间的差异在生理学上可能并不显著。然而，由于心室的圆柱体模型及其他假设的存在，这些基于导管的方法的准确性不及其他检测手段，但其能够提供逐搏（beat-by-beat）的数据，这对于评估心脏功能的负荷无关性指标至关重要。
本文所述方法在我实验室中应用，并已为大量研究肌营养不良性心肌病基本病理生理机制的工作提供了数据12-18。下述方法是获取压力-容积环（PV环）数据的两种方法之一。尽管许多原理适用于两种方法，但本方案将重点介绍开胸心尖入路；闭胸方法已在其他文献中详细描述19,20。虽然本方案将进行详细说明，但需始终遵循的核心原则是：在尽可能减少对心脏和肺组织损伤的前提下充分暴露心脏。在整个操作过程中，必须牢记这是一项非存活性实验，充分暴露心脏对于导管的准确定位至关重要。

<table><tbody><tr><td>Dumont 5/45 (2)</td><td>精细科学工具公司</td><td>11251-33</td><td></td></tr><tr><td>血管扩张镊</td><td>精细科学工具公司</td><td>18153-11</td><td></td></tr><tr><td>Castroviejo 微型解剖弹簧剪</td><td>Roboz 仪器公司</td><td>RS-5668</td><td></td></tr><tr><td>八角镊 - 有齿/弯型</td><td>精细科学工具公司</td><td>11041-08</td><td></td></tr><tr><td>八角镊 - 有齿/直型</td><td>精细科学工具公司</td><td>11040-08</td><td></td></tr><tr><td>解剖剪 - 厚刃型</td><td>精细科学工具公司</td><td>14082-09</td><td></td></tr><tr><td>透气外科胶带</td><td>3M 公司</td><td>1527-1</td><td></td></tr><tr><td>3-0 丝线缝合线</td><td>精细科学工具公司</td><td>18020-30</td><td></td></tr><tr><td>TOPO 呼吸机</td><td>Kent 科学公司</td><td>TOPO</td><td></td></tr><tr><td>Martin ME 102 电外科设备</td><td>哈佛仪器公司</td><td>PY2 72-2484</td><td></td></tr><tr><td>注射泵</td><td>Lucca 技术公司</td><td>GenieTouch</td><td></td></tr><tr><td>带臂式支架的体视显微镜</td><td>尼康公司</td><td>SMZ-800N</td><td></td></tr><tr><td>热电偶温度计</td><td>Cole-Parmer 公司</td><td>EW-91100-40</td><td></td></tr><tr><td>T/Pump 温水循环仪</td><td>Kent 科学公司</td><td>TP-700</td><td></td></tr><tr><td>ADVantage 压力-容积系统</td><td>Transonic 公司</td><td>ADV500</td><td></td></tr><tr><td>数据采集与分析系统</td><td>DSI 公司</td><td>Ponemah ACQ-16</td><td></td></tr></tbody></table>

测量小鼠的压力-容积环

Measuring Pressure Volume Loops in the Mouse

阐明心脏病的病因及其进展过程对生物医学界而言是一项重大挑战。小鼠具有高度的遗传可塑性，为在分子水平上研究心脏功能提供了巨大潜力。然而，小鼠体型较小，在进行精细的心脏表型分析方面带来了一些困难。随着技术的微型化及其他进步，目前已可在小鼠中实现多种心脏功能评估方法。其中，同步采集压力和容积数据的方法能够提供其他任何手段都无法获得的详尽心脏功能信息。本文详细描述了压力-容积环数据采集的具体操作流程，包括测量原理及潜在误差来源的讨论。由于麻醉管理和手术操作对获取高质量血流动力学数据至关重要，本文对此进行了深入阐述。此外，还探讨了血流动力学实验方案设计的基本原则以及数据分析的相关要点。

按照惯例，体积绘制在 X 轴上，压力绘制在 Y 轴上，如图1所示。将压力与体积作图所得到的压力-容积环应呈矩形，其垂直边代表等容压力变化（即二尖瓣和主动脉瓣均关闭时）。底部的水平部分代表通过二尖瓣的心室充盈，上部的水平部分代表通过主动脉瓣的心室排空。在健康的野生型小鼠中，左心室压力预期为 90 - 110 mmHg，最大 dP/dt 为 8,000 - 12,000 mmHg/sec（正常血流动力学参数范围见表1）。表中提供的正常范围基于野生型 C57BL/10 和 C57BL/6 小鼠获得的数值；但需注意，不同品系之间存在显著差异21。本文所述的操作方法重点在于采用心尖穿刺切口将导管置入左心室。另一种常用方法是经右颈动脉插入导管后逆行通过主动脉瓣。逆行法的优势在于可在闭胸状态下进行，从而维持正常的胸内压；然而，该操作过程中动物通常需要通气，这在一定程度上削弱了该优势。闭胸方法限制了对导管在心室内方向的控制，而开胸方法则能更有效地操控导管在心室内的位置。导管逆行插入...

本文描述了一种从小鼠采集压力-容积数据的详细方案。

理解心脏病的成因及其发展过程对生物医学界而言是一项重大挑战。该研究利用了...的遗传可塑性。

测量小鼠压力-容积环的总体目标是获得对心脏功能的详细评估。该方法适用于对携带特定基因操作的小鼠进行生理学表征，从而进一步揭示特定蛋白质在心脏功能中的作用。该技术的主要优势在于，它能够提供其他方法无法获得的关于收缩功能的详细信息。小鼠完成手术准备后，首先在胸骨切迹处做切口，从正中线右侧约五毫米处开始，向左侧延伸至正中线左侧约五毫米处。接着，沿第一条切口的右缘向前做第二个切口，延伸至下颌骨末端前方约两毫米处。然后，从第二个切口的前端开始，做第三个切口，延伸至正中线右侧约五毫米处。将形成的皮瓣向右牵拉，以暴露其下方的组织。接下来，在解剖显微镜下，于中线处钝性分离腮腺和下颌下腺，暴露覆盖在气管上方的深层肌肉组织。然后钝性分离右侧与左侧胸骨舌骨肌。当气管可见时，将一段10厘米长的3-0丝线穿过喉部组织下方，注意避免包含食管。使用20号针头，在紧邻喉部且位于第一气管环之前的间隙处做一个较大的切口。随后立即移除动物的麻醉面罩，并小心地将气管插管插入气管中。固定导管后，将原始皮肤切口的左缘向下延伸至剑突，并越过中线至中线右侧约1.5厘米处。接着，使用钝性分离法将皮瓣向外侧牵拉，暴露其下方的肌肉组织。然后使用血管扩张钳分离右侧胸大肌在胸骨旁近锁骨侧的附着点。灼烧并切断肌肉。然后沿胸骨附着处切开胸大肌。并游离同侧背阔肌下方组织。将切断的末端向头侧回缩以暴露肋骨。使用一把尖头镊子仔细分离肋间肌层，进入胸腔。一旦胸膜腔被打开，小心插入钝头血管扩张器，并以轻柔的向上力量提起胸壁。沿肋间肌横向剪开，注意不要损伤肺叶，并将切口向内侧延伸，保持在距正中线外侧3至4毫米处，以避开与胸骨平行走行的内乳动脉。然后，将浸有生理盐水的小型棉签通过切口朝向正中线插入，并轻轻向上牵引，使胸壁与下方结构分离。使用电灼器从切口内侧边缘开始，沿左侧至正中线外约1厘米处，小心切开胸壁。组织彻底烧灼后，用剪刀小心剪开胸骨。此时应能清晰看到心脏心尖。接着采用钝性分离法分离心包膜，并辨认后腔静脉。放置颈静脉导管时，将连接有含10%白蛋白注射器的30号针头导管定位，使针头自然置于颈静脉上方，针尖斜面朝上。为观察颈静脉，用一只手的镊子夹住针头，另一只手用组织镊牵拉唾液腺，同时对颈静脉周围的组织施加轻柔牵引力，以使血管壁产生张力。然后，以较小的角度进针，小心地将针头插入静脉，并将针尖向前推进3至4毫米进入血管。当导管到位后，使用手术胶水将针头固定在下方的唾液腺上，并开始输注白蛋白溶液。为了放置压力容积导管，首先将装有平衡盐溶液的注射器和压力容积导管移至小鼠旁，使导管尖端与心脏大致处于同一水平，然后将压力读数归零。接下来，使用浸有生理盐水的小型棉签轻轻移动心脏，以暴露心尖，并用25号针头在尽可能接近心尖中心的位置进行穿刺切口。拔出针头后，迅速但轻柔地将导管经切口插入。随后可测量心室压力-容积环。放置导管后，应降低麻醉深度，以

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科研

JoVE Journal

Biology

生物学

测量压力容量环中的鼠标

使用容积-压力记录尾套法测量小鼠血压

本文描述了在胚胎期和新生小鼠中测量左心室压力（LV）的方法。通过在超声引导下将连接至液体填充式换能器的针头插入左心室来测量压力。在实验过程中必须注意维持心脏的正常功能。...

测量晚期胚胎及新生小鼠的左心室压力

本文介绍了一种特异性强且快速的实验方案，可同时研究右心功能、肺部炎症及免疫反应，可作为学习工具。视频和图示以系统化的团队协作方式描述了生理学检测和显微解剖技术，该方法可灵活适用于从小规模到大规模的各种研究。...

小鼠右心室收缩压测量联合肺组织与免疫组织样本采集

呼吸生理学的评估传统上依赖于需要对动物进行束缚或麻醉的技术。然而，无束缚式整体容积描记法能够对动物模型的呼吸生理学提供精确、无创且定量的分析。此外，该技术允许对小鼠进行重复的呼吸评估，从而实现纵向研究。...

使用无束缚全身体积描记法测量小鼠呼吸功能

本文介绍了一种简单且可靠的小鼠肺压力-容积曲线测量方案，表明该方法具有足够的灵敏度，可检测两种常见肺部疾病——肺纤维化和肺气肿中肺实质的表型变化。该指标为量化肺部在疾病进展过程中发生的结构改变提供了有效手段。...

小鼠肺部压力-容积曲线的测定

本文介绍了通过压力/容积分析法在不同心率下测量小鼠左心室功能的方法。...

在小鼠中进行心脏导管插入术以测量压力-容积关系：研究博特维奇效应

心脏压力-容积环分析是评估完整心脏功能的最全面方法。本文介绍了一种利用导纳导管进行心脏压力-容积环测量与分析的技术。...

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本文介绍了一种通过闭胸导管术在同一动物体内获取左右心室压力-容积（PV）环路，以评估小鼠双心室心脏功能的实验方案。重点在于手术操作与数据采集的技术细节。...

通过小鼠闭胸导管术进行心脏功能的双心室评估及压力-容积环分析

本文介绍了一种通过静脉输注逐渐增加剂量的异丙肾上腺素来评估小鼠心脏内在功能及β-肾上腺素能储备的心脏压力-容积环分析方法。我们采用改良的开胸法进行压力-容积环测量，在该方法中引入了具有正压呼气末通气的呼吸支持。...

通过压力-容积环分析确定心脏对β-肾上腺素能刺激的反应

本方案提供了在小鼠中进行多次静脉推注给药及有创血流动力学监测的逐步操作流程。研究人员可利用本方案开展未来针对肺动脉高压的治疗性化合物筛选。...

低氧诱导小鼠肺动脉高压模型中的多次静脉推注给药与侵入性血流动力学评估

学习小鼠压力-容量环测量技术以评估心脏功能，该方法适用于基因改造小鼠的生理表型分析。通过手术植入导管获取高质量数据，为研究特定蛋白在心脏功能中的作用提供详细收缩功能评估。

测量小鼠的压力-容积环

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