Name: 自由活动小鼠使用遥测长期血压测量 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-05-17T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 54 s
Description: 了解使用植入式遥测设备在自由活动小鼠中进行长期血压测量的方法。该技术可连续监测生理参数，减少传统束缚或麻醉带来的干扰，为血管疾病研究提供可靠数据。

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本工作由美国国立卫生研究院（NIH/NHLBI）[资助号 HL114869] 以及UTHSC对SM的支持资助。

伦理声明：本视频文章中提及的所有动物实验程序均经过动物护理和使用委员会（IACUC）审查并批准&#160;在田纳西大学健康科学中心。
注意：整个手术过程中均应使用无菌显微外科器械。手术器械可通过红外灭菌器进行灭菌，最佳灭菌温度为 1,500 °F（815.6 °C）。遥测仪可重复使用，但在将其植入动物体内之前，必须根据制造商的说明对整个发射器进行灭菌，并确保导管尖端已使用制造商提供的专用凝胶重新填充。
1. 实验动物
<ol>
	<li>所有实验均需获得动物护理与使用委员会（IACUC）的批准。关于本操作后是否使用术后镇痛剂，强烈建议咨询所在机构的 IACUC 以了解具体要求。</li>
	<li>将动物饲养在环境受控的房间内，室温为 21 °C，相对湿度为 60%，光照周期为 12 小时明/暗循环，并可自由获取食物和水。 
	注意：由于小鼠体内需要容纳遥测探头（直径约 1 cm，长度约&#160;2 cm），建议使用体重 20 g 或以上的动物。</li>
</ol>
2. 麻醉与手术准备
<ol>
	<li>使用精密天平称量小鼠体重&#160;记录其&#160;体重。请轻柔且安静地处理动物。</li>
	<li>将动物放入诱导室并关闭。设置氧气流速为0.5 L/min，异氟烷浓度为4 - 5%。</li>
	<li>当小鼠失去意识后，将其置于维持在36–37 °C的保温板上。通过鼻罩以2%异氟烷维持麻醉（保持流速在&#160;0.5 L/min</li>
	<li>使用脱毛膏去除颈部背面和腹面的毛发，以准备手术区域。</li>
	<li>用手术擦洗液（聚维酮碘溶液）处理切口部位，与70%异丙醇交替使用，共进行3次。</li>
</ol>
3. 手术&#160;
<ol>
	<li>将小鼠置于仰卧位。通过捏压足部检查反射，调整麻醉&#160;直至&#160;无反应。用手术刀在小鼠颈部下方做一条约1 cm的正中切口。在切口左侧，仔细分离皮肤与下方结缔组织，形成皮下间隙。</li>
	<li>翻转小鼠，用手术刀在左侧肩胛骨后方的背部做一条长约1.5 cm的皮肤切口。沿动物体侧创建一个足够容纳装置的皮下囊袋。将发射器插入该囊袋中。</li>
	<li>将一把小型止血钳从背部切口插入，并在皮下经隧道向颈部前方切口方向移动。使用该止血钳轻轻夹住一段无毒聚乙烯管（长4 cm × &#160;内径1 mm）。
	<ol>
		<li>将止血钳连同聚乙烯管从隧道拉回，直至管子两端分别从腹部和背部切口穿出，然后松开止血钳释放管子。从背部将导管传感器插入管中，使压力传感导管的尖端经隧道穿过颈部。从颈部前方拉出并移除聚乙烯管，然后使用金属夹闭合背部切口。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用无菌棉签小心分离下颌腺，并&#160;用弹性固定钩牵拉左侧下颌腺。使用尖头弯镊，在气管左侧定位颈总动脉。&#160;通过放置并固定无菌手术巾&#160;保持手术区域无菌。
	<ol>
		<li>小心将血管从周围组织中游离出来，并轻轻分离沿颈总动脉走行的迷走神经（颜色偏白），使其与动脉分开。注意避免切割或损伤神经或动脉。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在游离出的颈总动脉段下方穿入三段不可吸收的7-0缝线。结扎头端缝线以阻断血流。牵拉靠近胸骨的缝线，暂时阻断来自主动脉的血流。</li>
	<li>用中间的缝线打一个松结。&#160;该结将用于固定导管于血管内。使用显微剪刀在头端缝线与胸骨侧缝线之间的动脉上剪一个小切口。</li>
	<li>使用专用血管插管镊夹住导管，注意不要挤压导管，以防探针内的凝胶流失。用细尖弯镊轻轻夹住动脉，取出导管，并通过小切口将其插入血管内。</li>
	<li>收紧围绕动脉的中间缝线结，然后轻柔推进导管。松开靠近胸骨侧的缝线，继续将导管向横主动脉方向推进。
	<ol>
		<li>观察导管上的标记，该标记可大致指示导管应插入的深度。到达指定位置后，轻柔收紧导管周围的上下两根缝线。导管通过缝线结固定于颈总动脉上。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用不可吸收的5-0缝线闭合皮肤切口。缝合完成后，用组织粘合剂封闭切口。</li>
</ol>
4. 手术恢复与血压测量
<ol>
	<li>密切观察动物是否恢复正常姿势和行为。在术后24小时期间，根据专职兽医的指导给予镇痛治疗。</li>
	<li>待动物恢复后（术后5至7天），将其单独饲养于普通小鼠笼中，并将笼子置于遥测接收板上方。</li>
	<li>通过将磁性装置短暂地放置在笼外靠近动物的位置，从外部启动或关闭植入式发射器&#34;on&#34;和&#34;off&#34;。</li>
</ol>

<ol><li>Danaei, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+preventable+causes+of+death+in+the+United+States%3A+comparative+risk+assessment+of+dietary%2C+lifestyle%2C+and+metabolic+risk+factors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+Med%22%5BJournal%5D)">The preventable causes of death in the United States: comparative risk assessment of dietary, lifestyle, and metabolic risk factors.</a> PLoS Med. 6 (4), e1000058(2009).</li>
<li>Dornas, W. C., Silva, M. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+for+the+study+of+arterial+hypertension%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biosci%22%5BJournal%5D)">Animal models for the study of arterial hypertension.</a> J Biosci. 36 (4), 731-737 (2011).</li>
<li>Henze, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Persistent+alterations+in+heart+rate+variability%2C+baroreflex+sensitivity%2C+and+anxiety-like+behaviors+during+development+of+heart+failure+in+the+rat%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Persistent alterations in heart rate variability, baroreflex sensitivity, and anxiety-like behaviors during development of heart failure in the rat.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 295 (1), H29-H38 (2008).</li>
<li>Hoffmann, D. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Chronic+tempol+prevents+hypertension%2C+proteinuria%2C+and+poor+feto-placental+outcomes+in+BPH%2F5+mouse+model+of+preeclampsia%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Chronic tempol prevents hypertension, proteinuria, and poor feto-placental outcomes in BPH/5 mouse model of preeclampsia.</a> Hypertension. 51 (4), 1058-1065 (2008).</li>
<li>Lerman, L. O., Chade, A. R., Sica, V., Napoli, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+hypertension%3A+an+overview%5BTitle%5D)+AND+%22J+Lab+Clin+Med%22%5BJournal%5D)">Animal models of hypertension: an overview.</a> J Lab Clin Med. 146 (3), 160-173 (2005).</li>
<li>Johns, C., Gavras, I., Handy, D. E., Salomao, A., Gavras, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Models+of+experimental+hypertension+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Models of experimental hypertension in mice.</a> Hypertension. 28 (6), 1064-1069 (1996).</li>
<li>Vatner, S. F., Braunwald, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiovascular+control+mechanisms+in+the+conscious+state%5BTitle%5D)+AND+%22N+Engl+J+Med%22%5BJournal%5D)">Cardiovascular control mechanisms in the conscious state.</a> N Engl J Med. 293 (19), 970-976 (1975).</li>
<li>Zhao, X., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Arterial+Pressure+Monitoring+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Curr+Protoc+Mouse+Biol%22%5BJournal%5D)">Arterial Pressure Monitoring in Mice.</a> Curr Protoc Mouse Biol. 1, 105-122 (2011).</li>
<li>Whitesall, S. E., Hoff, J. B., Vollmer, A. P., D'Alecy, L. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+simultaneous+measurement+of+mouse+systolic+arterial+blood+pressure+by+radiotelemetry+and+tail-cuff+methods%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Physiol+Heart+Circ+Physiol%22%5BJournal%5D)">Comparison of simultaneous measurement of mouse systolic arterial blood pressure by radiotelemetry and tail-cuff methods.</a> Am J Physiol Heart Circ Physiol. 286 (6), H2408-H2415 (2004).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+humans+and+experimental+animals.+Part+2%3A+Blood+pressure+measurement+in+experimental+animals%3A+a+statement+for+professionals+from+the+subcommittee+of+professional+and+public+education+of+the+American+Heart+Association+council+on+high+blood+pressure+research%5BTitle%5D)+AND+%22Hypertension%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in humans and experimental animals. Part 2: Blood pressure measurement in experimental animals: a statement for professionals from the subcommittee of professional and public education of the American Heart Association council on high blood pressure research.</a> Hypertension. 45 (2), 299-310 (2005).</li>
<li>Kurtz, T. W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Recommendations+for+blood+pressure+measurement+in+animals%3A+summary+of+an+AHA+scientific+statement+from+the+Council+on+High+Blood+Pressure+Research%2C+Professional+and+Public+Education+Subcommittee%5BTitle%5D)+AND+%22Arterioscler+Thromb+Vasc+Biol%22%5BJournal%5D)">Recommendations for blood pressure measurement in animals: summary of an AHA scientific statement from the Council on High Blood Pressure Research, Professional and Public Education Subcommittee.</a> Arterioscler Thromb Vasc Biol. 25 (3), 478-479 (2005).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

近十年来，可植入式遥测技术已显著改进；更小的探针尺寸使植入对动物的创伤更小，更长的电池寿命有助于降低成本，独立的遥测频率则消除了接收器之间的串扰。遥测技术被认为是采集自由活动动物多种生理参数的先进方法，可避免其他技术因使用束缚、人为干预或麻醉而带来的干扰8,9。
然而，该技术的一些缺点与仪器和软件的初始成本有关。发射器较为脆弱，容易损坏，且电池最终会耗尽，需要更换。&#160;尽管公司提供低价维修损坏探针的服务，但对于一些实验室而言，费用仍可能过高。此外，该操作在技术上具有挑战性，需要经过练习才能获得可靠的血压测量结果。最后，手术后存在一定的死亡率，在我们实验条件下约为5%。&#160;如果需要测试特定处理方法&#160;或基因操作&#160;影响了小鼠健康状况，则死亡率可能会显著上升。
以下关键因素对于成功实施该操作至关重要：在整个操作过程中，始终使用无菌生理盐水保持组织湿润。务必小心操作发射器；&#160;切勿抓握压力传感器部位，以免导致凝胶泄漏或损坏发射器。插入导管时，应将中心缝线打成双结，否则可能...

高血压是心血管疾病的主要危险因素之一，可以说是在发达国家和发展中国家都面临的重要公共卫生问题1。已有多种实验性高血压动物模型被开发出来，用以模拟人类中观察到的高血压反应2。其中，活动性小鼠是一种研究高血压发生和发展过程的优良模型，可对长期暴露于高血压状态所产生的后果进行in&#160;vivo分析。
对小鼠进行血压（BP）监测已帮助研究人员揭示了与高血压和心力衰竭等疾病相关的生理学及病理生理学机制3,4。事实上，通过对小鼠基因组的操作，已成功构建出可用于研究高血压的转基因或基因靶向模型5,6。然而，即使对清醒小鼠进行轻微操作，也可能引发其兴奋，从而在数据采集过程中引入人为误差；而使用镇静剂或安定类药物则会显著影响血压7。这些因素在进行长期血压监测时尤为关键，必须予以充分考虑。
在小鼠中记录血压有多种方法，目前最常用技术之间的比较已在其他文献中讨论过8,9。然而，美国心脏协会（AHA）关于血压测量的建议指出，由于能够长时间直接测量血压，动脉内血压测量通常更受推荐10。结合动脉压直接测量的遥测技术是监测清醒且自由活动的实验动物生理功能的先进方法，同时可最大限度地减少应激及环境相关的人为干扰9,11。遥测技术能够自动采集多只清醒动物的血压、心率、体温和活动数据。
尽管该方法在许多实验室中正变得越来越流行，但在小鼠体内植入无线电遥测设备在技术上具有挑战性。本文展示了一种逐步操作的方案，说明如何在小鼠体内植入压力传感器。该技术包括将探头皮下插入小鼠体内，通过左侧颈动脉将导管引导至颈部并向前接近主动脉弓。远程采集的数据可实时显示在计算机屏幕上&#160;，同时也可存储数据用于&#34;离线&#34;分析。

<table><tbody><tr><td>小型动物麻醉系统</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>低流量小型动物麻醉系统</td></tr><tr><td>加热垫和小鼠体温计</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td></td><td>用于监测小动物体温并实现恒温控制</td></tr><tr><td>双目显微镜</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>KSCXTS-1121</td><td>带臂杆支架和顶部LED光源的双目镜体</td></tr><tr><td>止血钳</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750451</td><td>用于夹闭血管或标记缝线</td></tr><tr><td>小型金属夹，7 mm，不锈钢</td><td>Kent Scientific Corp, Torrington, Connecticut, USA</td><td>INS750344</td><td>用于皮肤闭合</td></tr><tr><td>聚维酮碘溶液</td><td>Purdue Products L.P., Stamford, CT, USA</td><td>NDC-67618-150-01</td><td>10% 聚维酮碘外用溶液</td></tr><tr><td>生理盐水溶液</td><td>Abott Laboratories</td><td>04930-04-10</td><td>用于防止组织干燥</td></tr><tr><td>Nair（脱毛乳液）</td><td></td><td></td><td>用于手术切口部位的毛发去除</td></tr><tr><td>编织丝线缝合线</td><td>Teleflex Medical OEM, Coventry, Connecticut, USA</td><td></td><td>规格 5.0、6.0、7.0</td></tr><tr><td>乙醇</td><td></td><td>2716</td><td>70% 乙醇用于消毒</td></tr><tr><td>弹簧剪&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>15000-10</td><td>用于精细解剖</td></tr><tr><td>剪刀（侧向倾斜）</td><td>Fine Science Tool</td><td>14063-011</td><td>3号手柄</td></tr><tr><td>手术刀片</td><td></td><td>2976-0</td><td>10号</td></tr><tr><td>镊子（弯头）</td><td>Fine Science Tool</td><td>11150-10</td><td>用于夹持组织</td></tr><tr><td>镊子（直头）</td><td>Fine Science Tool</td><td>11151-10</td><td>用于夹持组织</td></tr><tr><td>持针器&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tool</td><td>12002-12</td><td>用于缝合</td></tr><tr><td>精细尖头镊</td><td>Fine Science Tool</td><td></td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Henry Schein&amp;nbsp;Animal Health, Melville, New York, USA</td><td></td><td>一种全身吸入性麻醉剂</td></tr><tr><td>灭菌器</td><td>Benchmark Scientific, 116 Corporate Blvd, South Plainfield, NJ, USA</td><td>B1000</td><td>利用红外加热在5–10秒内对手术器械进行灭菌&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>纱布垫</td><td>Johnson &amp;amp; Johnson, New Brunswick, NJ, USA</td><td>JJ8513</td><td>用于伤口清洁、术前准备、擦洗或包扎</td></tr><tr><td>遥测设备</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td>DSI-PA-C10</td><td>用于记录自由活动小鼠的血压</td></tr><tr><td>遥测接收系统&amp;nbsp; 与计算机连接</td><td>Data Sciences International, St. Paul, MN, USA</td><td></td><td></td></tr><tr><td>导管管路</td><td>Instech Laboratories, Plymouth Meeting, PA USA</td><td>BTPE-90</td><td></td></tr><tr><td>血管插管镊，13 cm，0.5 mm 外径</td><td>World Precision Instruments</td><td>503374</td><td>专用血管插管镊</td></tr><tr><td>组织粘合剂</td><td>3M Animal Care Products, St. Paul, MN, USA</td><td>NAC No.:&amp;nbsp;11380041</td><td>用于闭合轻微伤口，通常可避免使用缝线和/或敷料</td></tr><tr><td>电子天平&amp;nbsp;</td><td></td><td>BB300</td><td>精密分析型实验室天平</td></tr></tbody></table>

使用遥测技术对自由活动小鼠进行长期血压测量

Long-term Blood Pressure Measurement in Freely Moving Mice Using Telemetry

在新型血管活性药物的研发过程中，动脉血压监测对于评估新药疗效至关重要。事实上，利用基因修饰小鼠探索新的潜在治疗靶点的研究，需要对全身动脉压变化进行可靠且长期的评估。目前，对自由活动小鼠进行长期血压测量的金标准是使用可植入式无线遥测发射器，该技术需要&#160;动脉插管。该方法无需束缚、固定或麻醉动物，从而避免了在数据采集过程中因应激反应而引入的干扰和伪影。然而，由于小鼠动脉尺寸较小，通过导管插入法进行动脉血压监测具有较大技术难度。本文提供了一步一步的操作指南，详细说明在小鼠体内成功实施无线遥测发射器皮下植入及颈动脉插管的关键步骤。同时，我们还展示了术后恢复期后自由活动小鼠的长期血压监测实例。按照本操作流程，可实现对多只动物同时进行可靠的直接血压记录。

数据可通过接收器远程获取；轨迹可在计算机屏幕上显示以进行质量控制（图1a）。动物编号、舒张压和收缩压等详细信息也一并显示（图1b）。动脉血压可连续记录（24/7），或按预设的短时间间隔进行记录（即，每小时采集60秒）。数据可自动存储于硬盘中以供后续分析。下图显示了连续3天记录的平均血压数据（图2)，可以观察到黑暗与光照周期之间的昼夜节律变化。计算并绘制了血压变化和心率的平均值随时间的变化曲线。
<img alt="血压波形分析；图A、B显示心血管数据；mmHg与时间的关系。" src="/files/ftp_upload/53991/53991fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1. 四只植入遥测装置的小鼠的典型血压记录</st...

本实验方案的目的是利用可植入式遥测设备，在清醒且自由活动的小鼠中评估其系统性血压。

在新型血管活性药物的研发过程中，动脉血压监测对于评估所提出新药的疗效至关重要。

本实验方案的目的是利用可植入式遥测设备，在清醒且自由活动的小鼠中评估其系统性血压。该方法有助于回答血管疾病领域中的关键问题，并允许评估参与血压调节的多种因素。该技术的主要优势在于，它能够在无需束缚、人为干预或麻醉的情况下，从自由活动的动物中持续采集多种生理参数，从而避免了其他技术因使用这些操作而带来的干扰因素。将用于本研究的动物饲养在21 °C、相对湿度60%的环境中，光照与黑暗周期各12小时，并可自由获取食物和水。选择小鼠并轻柔、平静地抓握后称重。由于小鼠体型需适配遥测探针，其体重必须至少达到20克。使用诱导室进行麻醉，以每分钟0.45升的流速通入4%至5%的异氟烷。将失去意识的小鼠转移至加热板上，通过鼻罩给予2%的异氟烷维持麻醉。随后通过脚趾夹捏实验确认小鼠的麻醉状态。如果小鼠无应激反应，则使用脱毛膏对其颈部腹侧进行脱毛。随后擦去毛发及多余的脱毛膏，并用聚维酮碘和70%异丙醇交替擦拭三次，彻底清洁皮肤。本实验所用的遥测仪可重复使用，但须根据制造商的说明进行灭菌处理，并使用厂家提供的凝胶重新填充导管尖端。将小鼠置于仰卧位后，用手术刀在小鼠颈部下方做一条一厘米长的正中切口。在切口左侧，通过仔细分离皮肤与其下方结缔组织，创建一个皮下空间。然后将小鼠翻转，用手术刀在其左侧肩胛骨后方的背部做一条1.5厘米长的切口。在皮下创建一个足够大的囊腔以容纳装置。将发射器插入囊腔中。然后将一把小型止血钳经背部切口插入，并在皮下向颈部前方切口方向进行 maneuver（操作）。用夹子轻轻夹住一段长约4厘米的塑料管，将止血钳从隧道中向后拉出，并从背部的侧切口穿出。当塑料管从腹部和背部切口均露出时，松开夹子。然后从背部将导管传感器插入塑料管中，使压力感应导管的尖端经由颈部隧道穿过。然后从颈部前侧拉出并移除聚乙烯管，使用金属夹闭合背部切口。接着用棉签小心分离下颌下腺。随后用弹性固定钩牵开左侧下颌下腺。现在用尖端弯曲的镊子沿气管左侧找到颈动脉，并小心地将血管从周围组织中分离出来。然后轻柔地将迷走神经与颈动脉分开，注意不要切断或损伤神经或动脉。分离完成后，在分离出的颈动脉下方穿过三段不可吸收的7-0缝合线，结扎近头端的缝线以阻断血流。牵拉靠近胸骨的缝线，暂时阻断主动脉的血流。然后使用中间的缝线打一个松结，以固定导管。接着用显微剪刀在两条缝线之间的动脉上做一个小切口。使用专用的血管插管镊子轻轻夹住导管，确保探针不会被挤出。然后用镊子轻轻夹住动脉。将导管拉出，并通过小切口插入血管内。该方案中最关键的步骤是将探针插入血管。因此，在操作时务必保持放松并坐姿舒适，因为此步骤对手部协调性要求较高。接下来，收紧动脉周围的中间缝合结，并轻柔推进导管。然后轻轻松开胸骨近端的缝线，继续将导管向横位主动脉方向推进。当导管进入颈总动脉时，需注意观察探头的微端。推进过深将阻塞主动脉，导致小鼠死亡。将导管插入至正确刻度后，轻柔地收紧导管上下两端的缝线，以将其固定于颈动脉。最后使用不可吸收的5-0缝线关闭皮肤切口，并用组织粘合剂封闭切口。术后密切观察小鼠，直至其恢复正常的姿势和行为。术后前24小时内，按照兽医人员的指导给予镇痛处理。动物术后恢复5至7天后，将其单独饲养于普通小鼠笼中，并将笼子置于遥测接收板上方。为采集数据，将小鼠笼放置在遥测接收板上，并使用厂家提供的磁性装置开启发射器。按照所述步骤操作后，可通过接收器远程获取数据。信号轨迹将在计算机屏幕上显示，以便进行质量控制。同时还会显示动物编号、舒张压和收缩压以及采集日期等详细信息。动脉血压可以连续记录，或按设定的短时间间隔进行记录。从小鼠血压的连续记录中可以明显观察到，其血压具有昼夜节律性。观看本视频后，您应能充分理解如何植入遥测探头以进行基础血压的持续监测。一旦掌握，若操作得当，该技术可在30分钟内完成。

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自由活动小鼠使用遥测长期血压测量

使用容积-压力记录尾套法测量小鼠血压

介绍了一种用于自由活动小鼠的市售遥测发射器植入手术技术，该发射器可连续测量生物电位（单导联心电图）、心率、核心体温和运动活动。同时提供了术后护理和镇痛的建议与操作规程，以促进动物恢复、改善健康状况并提高存活率。...

植入遥测发射器以获取自由活动实验小鼠心电图、心率、核心体温和活动数据

本视频展示了如何在小鼠中获取全身和肝脏血流动力学参数。整个监测过程包括获取小鼠的生命体征参数、全身血压、中心静脉压、肝总动脉血流速率、门静脉压力以及门静脉血流速率。...

小鼠全身及肝脏血流动力学参数的监测

麻醉小鼠表现出非生理性的全身血压，由于血压与自主神经系统之间存在密切关系，这使得无法对自主神经张力进行有意义的评估。因此，本文介绍了一种在清醒小鼠中同时记录肾交感神经活动和血压并进行静脉输注的新方法。...

清醒自由活动小鼠中同时记录肾交感神经活动和血压并进行静脉输注的新方法

本文介绍了一种在实验大鼠中同步记录心电图和动脉内血压（BP）的实验装置，该方法可使用动物实验设施中的常规设备完成，适用于生理学或药理学研究，以探讨心血管医学中的致病机制或治疗机制。...

大鼠同步心电图记录与有创血压测量

压力感受性反射是自主神经系统在血压变化时调节心率的一种机制。本文介绍一种手术技术，用于在小鼠体内植入遥测发射器，以持续且同步地测量心电图和血压。该方法可用于测定自发性压力感受性反射敏感性，这是心血管疾病的重要预后指标。...

植入联合遥测心电图和血压发射器以测定清醒小鼠的自发性压力感受性反射敏感性

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清醒大鼠肾血流量的长期连续测量

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