Name: 低流量数字麻醉系统的小鼠和大鼠的用途 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2016-09-07T13:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 6 s
Description: 学习使用数字低流量麻醉系统为小鼠和大鼠实施精准麻醉。该方法采用注射器驱动直接注入式蒸发器，可在极低流量下稳定输送异氟烷，显著减少麻醉剂消耗并提升动物福利。

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作者无致谢。

所有研究均按照监管机构和机构指南完成。本研究的动物实验部分由Kent Scientific Corporation动物使用项目评估，经普渡大学动物护理与使用委员会（PACUC）批准，并遵循《实验动物护理与使用指南》22 进行。
注意：本方案中使用的低流量数字化麻醉系统配备有集成脉搏血氧仪。
1. 设置带有集成脉搏血氧仪的低流量麻醉系统
<ol>
	<li>异氟烷输送
	<ol>
		<li>选择载气源。若使用内置空气泵，请拧下背面的进气口，使内置泵吸入室内空气。</li>
		<li>将活性炭过滤罐连接至排气口。</li>
		<li>将Y型接头连接至低流量数字麻醉系统的前端。使用颜色编码夹子将白色分支连接至鼻罩，蓝色分支连接至诱导室。</li>
		<li>关闭白色夹子，打开蓝色夹子，以引导气流进入诱导室。</li>
		<li>选择2 ml注射器。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用集成脉搏血氧仪进行生理监测
	<ol>
		<li>将脉搏血氧仪的足垫传感器连接至低流量麻醉系统背面标有 &#34;AUX&#34; 的端口。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 配置设置
<ol>
	<li>麻醉操作
	<ol>
		<li>启动麻醉系统，并进入设置菜单。按下“设置”键以进入 主菜单 &#62; 麻醉 &#62; 设置（红色高亮）。</li>
		<li>选择麻醉剂。按下“设置”键以高亮显示 麻醉剂类型（红色），使用上下箭头选择异氟烷（Isoflurane）。</li>
		<li>设置注射器容量。按下“设置”键以高亮显示 注射器尺寸，使用上下箭头选择2 ml注射器。</li>
		<li>设定空位位置。按下“设置”键以高亮显示 设定空位（红色）。将空的、活塞完全压下的玻璃注射器固定在注射器固定块中，放置时确保注射器夹紧装置卡在注射器金属环上。按下上或下箭头移动推进块，使其轻轻接触注射器活塞顶部。按下“选择”键以设定空位位置。</li>
		<li>按下“设置”键以高亮显示 移除（红色），取下注射器，并使用瓶顶适配器将异氟烷注入注射器中。</li>
		<li>将注射器连接至麻醉系统。</li>
		<li>预充麻醉输送管路。按下“设置”键以高亮显示 预充管路（红色），持续按下“下”箭头，直至麻醉剂流经注射器并进入蒸发器模块上的黑色接头。</li>
		<li>启用麻醉功能。按下“设置”键以高亮显示 启用（红色），使用上下箭头选择 是。按下“运行/返回”键返回主菜单。</li>
		<li>选择气源和每分钟通气量。按下“设置”键以高亮显示 气源（红色），使用上下箭头选择 内置泵。再次按下“设置”键以高亮显示 每分钟通气量（红色），将流速设为250 ml/min。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>生理监测操作
	<ol>
		<li>将最低检测心率设为小鼠模式（240）。按下“设置”键以进入 主菜单 &#62; MouseStat，使用上下箭头设置最低心率。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 开始麻醉给药
<ol>
	<li>诱导小鼠
	<ol>
		<li>按两次“运行/返回”按钮以进入运行模式并开始气流。</li>
		<li>将小鼠放入诱导室中，紧密关闭盖子。调节麻醉剂浓度旋钮至3%。</li>
		<li>持续监测，直至小鼠达到所需的麻醉深度，以翻正反射消失为准。根据需要调整麻醉剂浓度。</li>
		<li>当动物失去翻正反射且麻醉充分后，将麻醉浓度旋钮调至0%。作者先前发现，让气流冲洗诱导室30-60秒足以清除室内麻醉气体，而不会逆转麻醉深度1。</li>
		<li>迅速打开白色夹子以将气流导向面罩，并关闭通向诱导室的蓝色夹子。</li>
		<li>将诱导室开口朝远离研究人员的方向打开，取出小鼠，并立即戴上鼻罩。</li>
		<li>将动物置于设定为37 °C的红外加热垫中央，通过直肠探头在反馈回路中维持体温。</li>
		<li>当小鼠在鼻罩上状态稳定后，通过调节麻醉剂浓度旋钮，将异氟烷浓度调整至1.5%，或根据需要设定维持麻醉的合适浓度。</li>
		<li>降低分钟通气量以维持麻醉状态。支持动物的最低流速应等于其分钟通气量的1.5-2.2倍（对于30 g的小鼠，最低为52 ml/min）。请参考制造商说明书，根据所用鼻罩型号推荐的流速设置，并根据需要进行调整。按“设置”进入主菜单，然后继续按“设置”直至“分钟通气量（Minute Vol）”显示为红色。使用上下箭头调节目标流速。按“运行/返回”返回主屏幕。</li>
		<li>通过趾间夹捏测试确认麻醉深度，应无退缩反射。在眼睛上涂抹眼用软膏，以防止麻醉期间角膜干燥。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 开始生理监测
<ol>
	<li>将传感器置于后肢足垫上方。调整传感器位置，使红光位于足部下方并照亮足部。使用屏幕上的上下箭头显示血氧波形。此时，动物已通过低流量、注射器驱动的数字蒸发器安全麻醉。</li>
</ol>
5. 移出动物
<ol>
	<li>关闭麻醉输送。
	<ol>
		<li>为停止麻醉剂输送，将麻醉剂浓度旋钮调至最小（或0%），并取下动物的面罩。</li>
		<li>在小鼠苏醒期间进行监测。一旦小鼠完全恢复自主活动能力，将其放回笼中。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

<ol><li>Damen, F. W., Adelsperger, A. R., Wilson, K. E., Goergen, C. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+traditional+and+integrated+digital+anesthetic+vaporizers%5BTitle%5D)+AND+%22JAALAS%22%5BJournal%5D)">Comparison of traditional and integrated digital anesthetic vaporizers.</a> JAALAS. 54 (6), 756-762 (2015).</li>
<li>Chakravarti, S., Basu, S. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modern+Anaesthesia+Vapourisers%5BTitle%5D)+AND+%22Indian+J+Anaesth%22%5BJournal%5D)">Modern Anaesthesia Vapourisers.</a> Indian J Anaesth. 57 (5), 464-471 (2013).</li>
<li>Carroll, G. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aCarroll%2C+G+%22Small+Animal+Anesthesia+and+Analgesia%22">Small Animal Anesthesia and Analgesia</a>. , Blackwell Publishing. Ames, IO. (2008).</li>
<li><a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=%22Lumb+and+Jones%27+veterinary+anesthesia+and+analgesia%22">Lumb and Jones' veterinary anesthesia and analgesia</a>. Tranquilli, W. J., Thurmon, J. C., Grimm, K. A. , John Wiley & Sons. Hoboken, NJ. 23-86 (2013).</li>
<li>Ambrisko, T. D., Klide, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+isoflurane+and+Sevoflurane+vaporizers+over+a+wide+range+of+oxygen+flow+rates%5BTitle%5D)+AND+%22Am+J+Vet+Res%22%5BJournal%5D)">Evaluation of isoflurane and Sevoflurane vaporizers over a wide range of oxygen flow rates.</a> Am J Vet Res. 67 (6), 936-940 (2006).</li>
<li>McKelvey, D. H. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aMcKelvey%2C+DH+%22Veterinary+Anesthesia+and+Analgesia%22">Veterinary Anesthesia and Analgesia</a>. , Mosby. St. Louis, MI. (2003).</li>
<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians</a>. , 4th ed, Mosby. St. Louis, MI. 335(2011).</li>
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<li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22Br.+J.+Clin.+Pharmacol%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> Br. J. Clin. Pharmacol. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Soro, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+accuracy+of+the+anesthetic+conserving+device+%28Anaconda%29+as+an+alternative+to+the+classical+vaporizer+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">The accuracy of the anesthetic conserving device (Anaconda) as an alternative to the classical vaporizer in anesthesia.</a> Anes Analg. 111 (5), 1176-1179 (2010).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anes+Analg%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anes Analg. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
<li>Kelly, J. M., Kong, K. L. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Accuracy+of+ten+isoflurane+vaporisers+in+current+clinical+use%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Accuracy of ten isoflurane vaporisers in current clinical use.</a> Anaesthesia. 66 (8), 682-688 (2011).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Exp+Anim%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Exp Anim. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Comparison+of+newly+developed+inhalation+anesthesia+system+and+intraperitoneal+anesthesia+on+the+hemodynamic+state+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Biol+Pharm+Bull%22%5BJournal%5D)">Comparison of newly developed inhalation anesthesia system and intraperitoneal anesthesia on the hemodynamic state in mice.</a> Biol Pharm Bull. 30 (9), 1716-1720 (2007).</li>
<li>Voightsverger, S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sevoflurane+ameliorates+gas+exchange+and+attenuates+lung+damage+in+experimental+lipopolysaccharide-induced+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesiology%22%5BJournal%5D)">Sevoflurane ameliorates gas exchange and attenuates lung damage in experimental lipopolysaccharide-induced lung injury.</a> Anesthesiology. 111 (6), 1238-1248 (2009).</li>
<li>Garber, J., et al. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aGarber%2C+J+%22Guide+for+the+Care+and+Use+of+Laboratory+Animals%22">Guide for the Care and Use of Laboratory Animals</a>. , 8th edn, The National Academic Press. Washington DC. (2011).</li>
</ol>

本项目得到了Kent Scientific Corporation的设备和资金支持，以及美国心脏协会（SDG18220010，资助CJ Goergen）和普渡大学的支持。作者Krista Bigiarelli和Irina Toore是Kent Scientific Corporation的员工，该公司生产了本文所使用的部分设备。本文的开放获取出版由Kent Scientific Corporation赞助。

数字低流量麻醉系统使用户能够在极低流速下有效麻醉小鼠，且无需使用任何压缩气体。这与标准的被动式蒸发器有很大不同，后者大多数需要至少约500 ml/min的压缩气体源。标准蒸发器采用的旋钮在刻度之间缺乏精确性，且必须每年维护以保持准确性。由注射器驱动的麻醉系统可在设定的流速下提供特定浓度的麻醉剂，从而精确计算注射泵所需的运行速度。该系统无需常规校准，节省了额外的成本和时间。
为维持动物在非重复呼吸回路中的麻醉状态，推荐的最低流量为动物每分钟通气量的1.5至2.2倍。本研究中使用的100 ml/min流量超过了该最低值，以确保向动物输送足够的麻醉剂。流量设置对该麻醉给药技术至关重要，因为流量直接决定了在特定时间段内所使用的异氟烷用量。在低流量条件下使用该技术时，可在有效麻醉动物的同时显著减少异氟烷的消耗量1,19-21。
新型设备在传统蒸发器与低流量数字蒸发器之间的成本相当。然而，数字低流量麻醉系统能够输送异氟烷或七氟烷。这消除了对专用异氟烷和七氟烷精密蒸发器的需求，从而降低了同时使用这两种麻醉剂的机构的初始设备成本。近期发表的关于不同蒸发器技术的比较研究表明，使用低流量数字蒸发器可在长期使用中节省成本1,19,20。这些比较结果可用于估算一年内的潜在成本节约。假设以每次2小时、每周5天、持续52周的典型使用条件计算，传统异氟烷蒸发器将消耗3.8 L异氟烷，相当于十二瓶250 ml的异氟烷。而以相同频率使用的低流量数字蒸发器仅消耗0.32 L，即两瓶250 ml的异氟烷。活性炭罐的消耗量也显著减少。假设每个活性炭罐可吸附50 g废气，则传统蒸发器一年内将填满约21个活性炭罐，而低流量数字蒸发器仅需6个或更少。传统蒸发器每年大约需要5个大容量气体钢瓶，每个钢瓶容量为9,500 L。部分型号的数字低流量蒸发器配备内置空气泵，可完全无需使用压缩气体。即使使用压缩气体，该系统每年也仅需1个钢瓶1。
可根据需要调整该技术。低流量数字蒸发器可让用户快速而精确地调节麻醉深度。若需加深或减浅麻醉，用户可通过系统顶部的旋钮以0.1%的增量调节麻醉剂浓度。在手术过程中，也可根据需要随时调整气体流速。本方案使用2 ml注射器，但也可选用更大规格的注射器以适应更长时间的手术。内置空气泵使用户无需压缩气源即可进行动物麻醉。对于需要压缩气体或补充氧气的手术，用户可选择将气源连接至低流量系统，而非使用周围空气。在手术过程中，用户可持续使用选定的气源，也可根据需要在内置泵与压缩气源之间切换。例如，用户可在诱导和维持阶段设置系统通过内置泵输送室内空气，而在恢复阶段输送补充氧气。
尽管使用低流量数字蒸发器具有诸多优势，但也存在一些局限性。由于该设备未配备冲洗阀，因此在打开前只能通过手动方式用洁净空气冲洗舱室，以清除诱导舱内的麻醉气体。该系统仅适用于低流量操作，在流量超过800 ml/min时无法输送麻醉气体，而传统蒸发器可在高达10 L/min的流量下使用。因此，该特定系统仅适用于小型动物物种。此外，与传统蒸发器相比，该系统的麻醉剂储存量较小，在某些情况下可能需要在操作过程中重新填充注射器。然而，可通过在附近预先准备一支充满的备用注射器以替换空注射器，从而减少更换时的延误。目前可提供最大容量为10 ml的注射器，以降低手术过程中中途更换注射器的频率。最后，与传统蒸发器不同，低流量数字蒸发器需要电力驱动。在无法提供电源或发生断电的情况下，可使用电池作为替代电源。
既往研究表明，与传统麻醉系统相比，低流量数字系统消耗的异氟烷、载气和活性炭罐更少1,19,20。废气中麻醉气体的减少可能提示麻醉废气排放量的降低，但在这些领域仍需进一步研究。红外气体光谱法可用于监测异氟烷废气的产生情况，而剂量徽章可用于在未来比较中量化实验室人员对异氟烷的暴露水平。
总之，这种麻醉给药技术由于在安全性、有效性和精确性方面优于传统系统，将对进行啮齿类动物麻醉的研究团队大有裨益。

目前有多种精密蒸发器可用于兽医领域，其工作流量范围为 0.5–10 L/min2。然而，该流量范围对于啮齿类动物并不理想，因其远高于此类动物较小的每分钟通气量。在兽医实践中，高流量不被推荐，因其易导致低体温以及呼吸道干燥3,4。此外，许多常见兽用蒸发器制造商的使用手册中均警告，高流量可能导致反向压力波动的发生频率增加。已有研究显示，许多标准蒸发器在流量低于 500 ml/min 时准确性下降，因此该流量在兽医领域被视为最低流量限制5-7。
可使用T型管回路或改良Bain回路以低至动物分钟通气量1.5–2.2倍的气流速率维持动物8-10。该气流速率被认为足以防止呼出气体的重复吸入，并避免血液中二氧化碳浓度升高8。根据此气流速率建议，一只30 g的小鼠可维持低至52 ml/min的气流速率，几乎比传统蒸发器公认的500 ml/min最低值低十倍。
传统的蒸发器依赖气流和大气压力实现麻醉剂的被动蒸发，而直接注射式蒸发器则可测量总新鲜气体流量，并将麻醉蒸气直接注入气流中2。一些直接注射式蒸发器采用注射泵将麻醉剂注入气流。计算机控制系统可使这些设备自动调节注射泵速度，以注入达到目标麻醉浓度所需的液态麻醉剂量。采用注射泵驱动的蒸发器已上市并获准用于临床及儿科，许多类似结构在临床实践中被视为麻醉剂节约装置11-16。在获批后不久，配备注射泵的麻醉剂节约装置即被改进用于动物实验8,17,18。与传统蒸发器不同，采用注射泵的直接注射系统在维持精度方面不受最低气流速率的限制。因此，该技术特别适用于需要低流量的啮齿类动物麻醉及其他类似情况。此类蒸发器设计所带来的优势及潜在的成本节约推动了专为啮齿类动物设计的新型麻醉系统的研发1,19,20。该新型系统还集成了内置空气泵，使用户无需压缩气源即可实施麻醉。此外，该系统已针对异氟烷和七氟烷两种麻醉剂预校准。随着此类蒸发器技术在实验动物领域的引入，目前可在更接近推荐水平的气流速率下对小型实验动物实施麻醉，且无需使用压缩气体。

<table><tbody><tr><td>&lt;em&gt;麻醉设备&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>SomnoSuite 低流量数字麻醉系统</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO</td><td>包含防溢、防蒸气瓶顶适配器；Y型连接管；活性炭吸附过滤器</td></tr><tr><td>MouseSTAT 脉搏血氧仪 &amp;和心率监测器</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-MSTAT-模块</td><td>集成于 SomnoSuite</td></tr><tr><td>MouseSTAT 小鼠足垫传感器</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>MSTAT-MSE</td><td></td></tr><tr><td>2 ml 玻璃注射器</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-2ML</td><td></td></tr><tr><td>低成本诱导室，0.5 L</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0705</td><td></td></tr><tr><td>低剖面面罩，超小号</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-0304</td><td></td></tr><tr><td>&lt;em&gt;动物保温&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>PhysioSuite 生理监测系统配 RightTemp 恒温加热系统</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>PS-RT</td><td>包括红外加热垫、直肠探头和垫子温度探头</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;麻醉剂&lt;br/&gt; 和药物&lt;/em&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>异氟烷（250 ml 瓶装）</td><td>Piramal Healthcare</td><td></td><td></td></tr><tr><td>普拉洛布眼膏</td><td>Perrigo</td><td></td><td></td></tr></tbody></table>

小鼠和大鼠低流量数字化麻醉系统应用

Use of a Low-flow Digital Anesthesia System for Mice and Rats

传统的蒸发器依赖气流和大气压进行被动麻醉剂蒸发。新开发的直接注射式蒸发器则利用注射泵将挥发性麻醉剂直接注入气流中。与传统蒸发器不同，它可在极低的流量下使用，因此非常适合用于小鼠和大鼠。
该设备能够使用低流速，从而因减少麻醉剂、压缩气体和活性炭吸附过滤器的需求而显著节约成本1。较低的流速意味着更少的麻醉气体浪费，并可能降低实验室人员接触麻醉气体的风险。因此，直接注射式挥发器所具备的高精度和高安全性，以及对麻醉剂、压缩气体和活性炭过滤器需求的减少，对于需要小型动物麻醉的研究具有显著优势。
本方案的目的是演示在数字低流量麻醉系统中使用注射器驱动的直接注射式蒸发器的方法。与传统蒸发器相比，直接注射式蒸发器能够在极低流量下精确输送麻醉气体，因此在对啮齿类动物进行可控气体麻醉输送方面具有良好的应用前景。

动物
3只成年C57/BL6NTac雌性小鼠（Taconic，6-7周龄；体重15±1 g）在监测心率、血氧饱和度和呼吸频率的同时，使用1.3-1.5%异氟烷进行麻醉并维持麻醉状态。所有小鼠在进入设施前均经供应商常规检测确认为无特定病原体小鼠。动物饲养于微隔离笼具中，可自由获取标准啮齿类动物饲料和瓶装水。
异氟烷的使用
低流量麻醉系统用于测量使用过程中注射器内剩余麻醉剂的量。在将动物转移至鼻罩时，记录麻醉系统测得的注射器内初始体积，并在维持期结束时再次记录体积。通过从初始体积中减去最终体积，计算出维持期间消耗的麻醉剂量（图1）。
生理参数
通过脉搏血氧仪监测维持期间的心率、SpO2 和呼吸频率（图 2–图 4）。使用红外加热垫将体温维持在 37.5 °C。每只小鼠在 100 ml/min 的低流量空气下，维持 60 分钟的手术麻醉深度，通过趾间夹捏无回缩反射来确认麻醉深度。在维持期间间歇施加趾间夹捏，小鼠未出现苏醒或反应。动物的心率（图 2）、血氧饱和度（图 3）和呼吸频率（图 4）在整个研究过程中保持相对稳定。由于动物体位和传感器放置的原因，小鼠 1 和小鼠 3 的呼吸频率信号呈间歇性，测量出现中断。当调整动物体位后，信号改善，测得的呼吸频率在相似时间点与其他小鼠相当。低流量数字化麻醉系统在 60 分钟维持期间平均消耗 0.63 ml 异氟烷（图 1）。
<img alt="异氟烷使用分析，柱状图，麻醉气体用量，三只小鼠在1小时研究期间的数据。" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1： 异氟烷使用量。 使用数字低流量麻醉系统，在1小时麻醉维持过程中，三只不同小鼠所使用的异氟烷体积（单位：ml）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="三只小鼠在诱导后60分钟内心率变化图表，显示每分钟心跳次数（bpm）的变化。" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig2.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图2"> 
图2： 心率。 使用数字低流量麻醉系统进行初始麻醉诱导后，三只小鼠在5至60分钟内的心率（每分钟心跳次数，bpm）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="小鼠60分钟内的血氧饱和度曲线；显示诱导后SpO2%的稳定性；数据分析。" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig3.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图3"> 
图3： 血氧饱和度。 使用数字低流量麻醉系统进行初始麻醉诱导后，三只小鼠在5至60分钟内的血液血氧饱和度水平（%）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig3large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="呼吸频率曲线图；小鼠麻醉后；时间与呼吸频率关系；3只受试动物的比较分析。" src="/files/ftp_upload/54436/54436fig4.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图4"> 
图4：呼吸频率。使用数字低流量麻醉系统进行初次麻醉诱导后，3只小鼠在5至60分钟内的呼吸频率（次/分钟）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/54436/54436fig4large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

本文介绍一种使用数字控制的低流量麻醉系统通过注射器驱动直接注入式蒸发器，更安全、高效地向小鼠施用麻醉气体的实验方案。

传统的蒸发器依赖流动气体和大气压实现麻醉药的被动蒸发。新开发的直接注射式蒸发器……

本方案展示了在数字低流量麻醉系统中使用注射器驱动的直接注射式蒸发器的方法。与传统蒸发器相比，直接注射式蒸发器能够在极低流量下精确输送麻醉气体，因此在对啮齿类动物进行可控麻醉给药方面具有广阔应用前景。目前市面上有多种用于兽医领域的精密蒸发器，其工作流量通常在每分钟5至10升之间。这些流速对于啮齿类动物并不理想，因为该范围远高于其较小的每分钟通气量。这种蒸发器的主要优点在于，可使用最低为动物每分钟通气量1.5倍的流速，通过鼻罩维持动物麻醉。因此，一只30克的小鼠可维持低至每分钟52毫升的流速。首先，选择一种载气源。若使用内置空气泵，需拧开后部进气口，使内置泵吸入室内空气。然后，将活性炭罐连接到排气口。接下来，将输送管路连接至麻醉系统。使用颜色编码的夹子标记通向鼻罩和诱导室的分支管路。打开夹子，使气流导向诱导室。进行生理监测时，将脉搏血氧仪的脚掌传感器连接到低流量麻醉系统的背部。打开低流量麻醉系统以配置参数。进入麻醉设置菜单，选择异氟烷。接下来，按下“设置”以高亮显示“注射器尺寸”，然后使用方向键选择一个2 mL的注射器。根据实验动物的大小和操作持续时间，选择合适尺寸的注射器非常重要。该系统兼容2毫升、5毫升和10毫升的注射器，可满足多种应用需求。选择注射器尺寸后，设定注射器的空位位置。现在，将空的、完全压下的玻璃注射器固定在注射器固定块中。将注射器放置到位，使固定夹紧固在注射器的金属环上。调节推进块，使其与注射器活塞顶部轻轻接触。保存空位位置。移除注射器，然后使用瓶顶适配器用异氟烷填充。填充后，将注射器放回固定块中，并连接输送管。接下来，通过按压方向按钮对麻醉输送管路进行预充。系统将推动注射器，直至麻醉剂进入蒸发器模块。注意不要过度预充注射器。所有设置完成后，启用麻醉气体输送。随后，将气源选择为室内空气，每分钟通气量设置为 250 毫升。进行生理监测时，将最低检测心率设置为小鼠。启动气流以对小鼠实施麻醉。将小鼠放入诱导室中，紧密盖上盖子，并调节麻醉剂浓度旋钮至3%。持续观察小鼠，直至其达到所需的麻醉深度，以翻正反射消失为准。当动物充分麻醉后，将麻醉剂浓度旋钮调至0%。随后，打开夹子使气流导向鼻罩，并关闭通往诱导室的夹子。将小鼠从舱室中取出，立即置于鼻罩上。随后，将动物置于红外线加热垫中央，通过直肠探头在反馈回路控制下维持体温在 37 摄氏度。当小鼠位于鼻罩上后，调节异氟烷浓度至 1.5%。现在，降低每分钟通气量以维持麻醉状态。通过趾间捏夹时无退缩反射确认麻醉深度。在眼睛上涂抹眼用软膏，以防止麻醉期间角膜干燥。将传感器置于后肢足垫处，开始生理监测。将传感器置于红光照射足部的位置。显示OxiWave以观察传感器信号。将麻醉剂浓度旋钮调至最低，以输送0%麻醉剂，并将动物从鼻罩中取出。在麻醉恢复期间密切观察小鼠。一旦小鼠完全恢复自主活动能力，立即将其放回笼中。该图显示了使用数字低流量麻醉系统维持一小时麻醉过程中，三只六至七周龄C57 Black 6雌性小鼠每小时消耗的异氟烷量（单位：毫升）。由于流速较低，低流量注射器驱动的数字蒸发器在1小时内消耗的异氟烷不足1毫升。此处显示了通过脉搏血氧仪在诱导后5至60分钟内测得的三只小鼠的心率（单位：次/分钟）。在维持期间，动物的心率保持相对稳定和一致。该图显示了三只小鼠在同一时间段内的血氧饱和度水平。最后，此处展示了使用数字低流量麻醉系统诱导后5至60分钟内小鼠的呼吸频率（次/分钟）。内置空气泵使用户可以选择在无需压缩气源的情况下对动物进行麻醉。对于需要压缩气体或额外氧气的操作，用户可选择将气源连接至低流量蒸发器，而非使用空气。低流量注射器驱动的蒸发器可实现低至10毫升/分钟的流速，同时准确输送麻醉剂浓度。因此，与传统系统相比，该技术因具有更高的安全性、有效性和精确性，将有利于开展啮齿类动物麻醉的研究团队。

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低流量数字麻醉系统的小鼠和大鼠的用途

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直接向啮齿类动物中枢神经系统脑室内给药

非束缚式脑电遥测技术是一种有价值的实验方法，可用于在自由活动的啮齿类动物中长期记录体内脑电图。本详细方案描述了立体定位下在不同脑区进行硬膜外和深部脑内电极植入的操作步骤，以实现对中枢神经系统节律性活动及相关行为阶段的可靠记录。...

非束缚式脑电遥测：硬膜外与深部脑内立体定位脑电电极植入

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用于啮齿类动物的集成低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统

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小鼠后肢激光多普勒血流成像

我们介绍一种从腹侧暴露成年小鼠脑干的实验方案。通过使用梯度折射率透镜与微型显微镜，可利用钙成像技术在活体中检测下橄榄核神经元胞体的活动。...

in vivo 小鼠下橄榄核钙成像

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大鼠静息态功能磁共振成像数据的采集

学习使用数字低流量麻醉系统为小鼠和大鼠实施精准麻醉。该方法采用注射器驱动直接注入式蒸发器，可在极低流量下稳定输送异氟烷，显著减少麻醉剂消耗并提升动物福利。

小鼠和大鼠低流量数字化麻醉系统应用

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