Name: 人全血中NK细胞杀伤活性的流式细胞仪分析 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-03-17T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 14 s
Description: 学习使用流式细胞仪快速准确测定人全血中NK细胞数量及细胞毒性活化水平的方法。该技术可为免疫学研究提供可重复的稳定数据，帮助评估NK细胞生物活性及外部干预效果。

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本项目由美国农业部国家食品与农业研究所农业与食品研究计划竞争性拨款编号 2100-68003-30395 资助。

注意：所有采血操作均严格遵循阿巴拉契亚州立大学（ASU）机构审查委员会（IRB）制定的指南进行。
1. 全血采集
<ol>
	<li>由经认证的采血员按照世界卫生组织的指南采集血液。</li>
	<li>将血液采集至一支含有二钾乙二胺四乙酸（K2EDTA）的 4 ml 血液采集管中。根据制造商说明将血液采集管轻轻颠倒混匀。将血液采集管置于室温下，放在台式摇床上直至分离。</li>
</ol>
2. DiO标记靶细胞的制备
<ol>
	<li>在进行实验前数周，将K562细胞培养于添加了10%胎牛血清（FBS）和1%青霉素-链霉素的完全Iscove改良杜尔贝科培养基（IMDM）中，以确保细胞状态良好。调整细胞浓度至3 × 10⁶ cells/mL5 每日通过细胞计数并传代细胞，维持细胞密度为 cells/mL。每 2 至 3 天进行一次完全换液。</li>
	<li>在检测当天，使用1:1血细胞计数板进行细胞计数。
	<ol>
		<li>移除 10 µL 从K562培养瓶中取出并置于1.5 mL离心管中。</li>
		<li>添加 10 µL 将台盼蓝染料加入同一1.5 ml离心管中，稀释倍数为1:1。</li>
		<li>轻轻弹动试管，使 K562 细胞与台盼蓝染料充分混匀。</li>
		<li>让K562细胞与台盼蓝染料在室温下孵育1分钟。</li>
		<li>移除 15 µL 从试管中取出染色的K562细胞。</li>
		<li>将样品移液至血细胞计数板进行细胞计数。</li>
		<li>计数四个角的方格以及中央的方格，共五个方格。</li>
		<li>使用以下公式计算细胞数量： 
		每毫升总细胞数 = 计数的总细胞数 ×（稀释倍数 / 方格数）× 10,000/mL</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将K562靶细胞重悬，调整终浓度为1 x 10⁶个/mL6 细胞/ml，置于无血清 IMDM 培养基中。</li>
	<li>对于未染色的 K562 靶细胞，将 10 mL 浓度为 1 x 10⁶ 个/mL 的 K562 靶细胞加入一个 15 mL 离心管中6 细胞/mL，总计 10 x 106 K562 细胞。放入 37 °C 5% CO₂ 培养箱2 直至使用前</li>
	<li>对于DiO染色的K562靶细胞，将10 mL K562靶细胞以1 × 10⁶个/mL的密度加入一个15 mL离心管中6 细胞/mL，总计10 × 106 K562 细胞。
	<ol>
		<li>添加 1 µL 每毫升细胞悬液加入指定用于DiO染色的15 ml离心管中适量DiO细胞标记溶液，轻轻涡旋混匀。例如，加入 10 µL 向10 × 10的DiO细胞标记溶液中加入6 K562 细胞/ml，体积为 1 x 106 cells/mL</li>
		<li>将K562-DiO溶液在37°C下孵育20分钟 37 °C 含5% CO2 在15 ml离心管中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>孵育后，向含有15 ml管的K562-DiO溶液中加入3 ml室温磷酸盐缓冲液（PBS）。</li>
	<li>室温下以 135 × g 离心 10 分钟。</li>
	<li>小心移除上清液，避免扰动细胞沉淀 1,000 µl 可调体积移液器</li>
	<li>向含有细胞沉淀的15 mL离心管中加入10 mL新鲜IMDM。</li>
	<li>轻轻涡旋振荡管子以重悬细胞。</li>
	<li>重复步骤 2.7 至 2.10 两次。</li>
	<li>将细胞储存在 37 °C 5% CO₂ 培养箱2 直至使用前 
	注意：细胞可在培养箱中保存最多24小时，但最好在同一天内使用。</li>
</ol>
3. 对照组的制备
<ol>
	<li>将以下组分分别转移至已做好相应标记的1.5 ml离心管中：
	<ol>
		<li>向标注为“双阳性”的1.5 mL离心管中加入500 µL含重悬DiO标记K562细胞的新鲜IMDM培养基。</li>
		<li>向标注为“仅DiO”的1.5 mL离心管中加入500 µL含重悬DiO标记K562细胞的新鲜IMDM培养基。</li>
		<li>向标注为“仅碘化丙啶（PI）”的1.5 mL离心管中加入500 µL含重悬未标记K562细胞的新鲜IMDM培养基。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将双阳性管和仅PI管置于55 °C水浴中孵育5分钟。</li>
	<li>5分钟后取出离心管，用70%乙醇擦拭管壁。</li>
	<li>向双阳性管和仅PI管的1.5 mL离心管中各加入10 µL PI。</li>
	<li>将全部三个K562靶细胞对照管置于37 °C培养箱中孵育30分钟。</li>
	<li>30分钟孵育结束后，以163 × g离心2分钟，收集全部三个K562靶细胞对照样本。</li>
	<li>小心吸去上清液，避免扰动细胞沉淀。</li>
	<li>用20 µL新鲜IMDM细胞培养基重悬各对照样本，并置于含5% CO2的37 °C培养箱中孵育至少30分钟，以获得最佳DiO荧光信号。 
	注意：此时对照样本已准备好用于成像流式细胞仪检测。</li>
</ol>
4. NK 细胞自动分离
<ol>
	<li>启动细胞分选仪，并等待启动程序完成。</li>
	<li>确保所有液体瓶的指示灯均为绿色，且废液瓶为空。</li>
	<li>准备一个室温下的 15 mL 离心管架。 
	注意：选择依据为样本体积。例如，若体积小于 3 mL，使用 15 mL 离心管架；若体积大于 3 mL，则使用 50 mL 离心管架。</li>
	<li>根据样本（每位参与者）进行相应标记：参与者 1 全血样本；参与者 1 阴性组分；参与者 1 阳性组分。</li>
	<li>从步骤 1.2 中轻轻吸取 1.5 mL 全血，加入标记为“全血样本”的 15 mL 离心管中。</li>
	<li>将步骤 4.5 中正确标记的 15 mL“全血样本”管，以及步骤 4.4 中标记的 15 mL“阴性组分”和“阳性组分”管放入离心管架中。使用以下样本架设置：第 1 行（R1）A 位：全血样本，第 2 行（R2）B 位：阴性未标记组分，第 4 行（R4）C 位：阳性磁标记组分。</li>
	<li>将分选架插入 MiniSampler 中以进行自动标记。</li>
	<li>在菜单中选择“试剂”，并高亮显示试剂瓶在分选架中的放置位置。</li>
	<li>选择“读取试剂”以激活二维码读取器。</li>
	<li>将相应的试剂瓶放置在二维码读取器前方，距离读码器盖 0.5–2.5 cm 处。 
	注意：例如，NK 细胞分离所需的试剂为 CD56。</li>
	<li>将试剂瓶以一定倾斜角度持于二维码读取器前方，以获得最佳读取效果。</li>
	<li>将试剂瓶放入分选架的正确位置。</li>
	<li>在屏幕上的“分选”选项卡下，高亮选择所需的位置。</li>
	<li>在“标记”子菜单中，分配一个自动标记程序。</li>
	<li>将细胞分选试剂 CD56 MicroBeads 分配至 1、2、3 和 4 号分选架位置。</li>
	<li>选择“posselwb”分选程序。</li>
	<li>选择“rinse”洗涤程序。</li>
	<li>使用数字键盘在“体积”子菜单中输入 1,500 µL 的样本体积。</li>
	<li>在数字键盘上选择“Enter”选项。</li>
	<li>选择“Run”以启动细胞分选。</li>
	<li>选择“OK”以确认有足够的缓冲液用于处理所有样本。</li>
</ol>
5. 细胞分离后自然杀伤细胞计数
<ol>
	<li>使用细胞分选仪完成细胞分离后，立即收集阳性组分，室温放置。该组分含有目标纯化的自然杀伤（NK）细胞群体。</li>
	<li>针对每个单独样品，按照步骤 2.2 的方法使用血细胞计数板进行细胞计数。
	<ol>
		<li>完成计算后，记录细胞数量。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 细胞毒性检测样品制备
<ol>
	<li>根据每个样本/参与者的情况，准备并标记相应的 1.5 mL 离心管。</li>
	<li>将所需比例的 NK 细胞和 DiO 标记的 K562 细胞移液至各离心管中。 
	注意：例如，K562 靶细胞与 NK 效应细胞的所需比例为 1:5。</li>
	<li>以 135 × g 离心 5 分钟。</li>
	<li>小心移除上清液，避免扰动细胞沉淀。</li>
	<li>用不含白细胞介素-2（IL-2）和 2-巯基乙醇（2-ME）的 500 µL NK 细胞培养基（不完全 NK 细胞培养基）重悬 NK 细胞与 DiO 标记的 K562 细胞混合物。 
	注意：不完全 NK 细胞培养基为含碳酸氢钠的 Eagle 最低必需培养基，不含 L-谷氨酰胺、核糖核苷和脱氧核糖核苷。</li>
	<li>向每根离心管中加入 5 µL 碘化丙啶（PI）。</li>
	<li>以 163 × g 离心 2 分钟。</li>
	<li>在 37 °C 下孵育细胞 2 小时。</li>
	<li>孵育 2 小时后，以 163 × g 离心 2 分钟。</li>
	<li>小心移除上清液，避免扰动细胞沉淀。</li>
	<li>用 25 µL 不完全 NK 细胞培养基重悬细胞。</li>
</ol>
7. 自发性（“S”）样品的制备
<ol>
	<li>用移液器将500 µl DiO标记的K562细胞（浓度为1 × 106 个细胞/mL）加入1.5 mL离心管中。</li>
	<li>向每根离心管中加入10 µL PI。</li>
	<li>以163 × g离心2分钟。</li>
	<li>将细胞在37 °C下孵育2小时。</li>
	<li>孵育2小时后，以163 × g离心2分钟。</li>
	<li>小心吸除上清液，避免扰动细胞沉淀。</li>
	<li>将细胞重悬于25 µl不完全α-最低必需培养基（α-MEM）细胞培养液中。</li>
</ol>
8. 使用成像流式细胞仪进行数据采集
<ol>
	<li>按下成像流式细胞仪前门内的绿色按钮，以开启仪器。</li>
	<li>打开与成像流式细胞仪相关联的所有计算机。</li>
	<li>启动成像流式细胞仪软件。</li>
	<li>点击“启动”按钮，以冲洗系统并准备样品管路。</li>
	<li>“启动”完成后，关闭“校准”窗口。</li>
	<li>分配通道：在左上角依次点击每个通道以进行分配。</li>
	<li>在右侧点击散点图按钮，创建4个散点图：Raw Max Pixel _MC_6 vs Area_M06、Raw Max Pixel _MC_2 vs Area_M02、Raw Max Pixel _MC_5 vs Area_M05 以及 FieldArea_M01 vs AspectRatio_M01。</li>
	<li>首先使用“双阳性”对照开始分析样品。
	<ol>
		<li>点击“加载”。</li>
		<li>将步骤3.4至3.9中制备的“双阳性”样品置于1.5 ml离心管中，放入样品加载器。</li>
		<li>在“放大倍数”选项卡下选择40X物镜。</li>
		<li>打开405 mW和642 mW激光器。</li>
		<li>打开“明场”通道。</li>
		<li>点击“选择强度”。</li>
		<li>根据“双阳性”对照样品，确定405 mW激光器的理想强度，以避免探测器过载。 
		注意：例如，本实验的最佳强度设置为11 mW。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>在完成所需设置后，开始采集数据。
	<ol>
		<li>在“文件采集”选项卡下输入自定义文件名，并选择用于保存数据文件的文件夹。</li>
		<li>在“采集”旁边输入需要采集的细胞数量。通常该数值在1,000至10,000之间。</li>
		<li>点击“采集”。 
		注意：当达到所需细胞数量后，数据文件将自动保存至先前选定的文件夹中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>采集完成后，加载下一个对照样品——仅DiO对照。
	<ol>
		<li>点击“加载”。</li>
		<li>将含有“仅DiO”样品的1.5 mL离心管放入样品加载器。</li>
		<li>保持“放大倍数”选项卡下40X物镜的选择状态。</li>
		<li>保持405 mW激光器开启。</li>
		<li>关闭642 mW激光器和“明场”通道。 
		注意：现在已完成所需设置，可以开始采集数据。</li>
		<li>在“文件采集”选项卡下输入自定义文件名，选择用于保存数据文件的文件夹，并在“采集”旁边输入需要采集的细胞数量。通常该数值为1,000。</li>
		<li>点击“采集”。 
		注意：当达到所需细胞数量后，数据文件将自动保存至先前选定的文件夹中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>对“仅PI”对照样品重复步骤8.10。现在实验样品已准备好进行采集。</li>
	<li>按以下方式处理其余实验样品，包括“自发性‘S’样品”：
	<ol>
		<li>保持“放大倍数”选项卡下40X物镜的选择状态。</li>
		<li>打开405 mW和642 mW激光器。</li>
		<li>打开“明场”通道。</li>
		<li>点击“设置强度”。</li>
		<li>在“文件采集”选项卡下输入自定义文件名，并选择用于保存数据文件的文件夹。再次输入自定义文件名。</li>
		<li>在“采集”旁边输入需要采集的细胞数量。</li>
		<li>点击“采集”按钮。 
		注意：当达到所需细胞数量后，数据文件将自动保存至先前选定的文件夹中。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>对所有实验样品重复步骤8.12。</li>
	<li>在所有实验数据和文件采集完成后，点击“关机”按钮以对系统进行灭菌处理。</li>
</ol>
9. 成像流式细胞仪样本分析
<ol>
	<li>打开成像流式细胞仪分析软件应用程序。</li>
	<li>在“文件”下，打开一个实验用的 .RIF 文件。</li>
	<li>在成像流式细胞仪软件的补偿选项卡中，选择“创建新矩阵”，使用单色 .RIF 文件（DiO 单独对照和 PI 单独对照，于步骤 8.10 和 8.11 中建立）构建一个新的矩阵。 
	注意：软件将提示选择单色文件，并将其合并以生成一个矩阵文件（.ctm 扩展名），该文件需被选中以应用通道补偿。</li>
	<li>使用软件的“构建模块”功能创建散点图。
	<ol>
		<li>创建一个散点图（BrightFieldGradient_RMS 对 频率），用于圈选聚焦良好的细胞。将此门命名为“Focus”（图 1A）。</li>
		<li>利用“Focus”门，创建一个明场面积对明场长宽比的散点图，用于圈选单细胞群体。将此门命名为“Single”（图 1B）。</li>
		<li>利用“Single”门，创建一个 Intensity_MC_Ch02 对 Intensity_MC_Ch5 的散点图。使用该图识别并圈选仅 DiO 阳性的细胞（靶细胞，存活）以及 PI 和 DiO 双阳性细胞（靶细胞，死亡）（图 1C）。 
		注意：步骤 9.4.1、9.4.2 和 9.4.3 中描述的所有图均可通过软件的“构建模块”功能创建。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>点击散点图的统计功能，以获取每个门内的细胞数量。</li>
	<li>使用以下公式计算自发释放样本和实验样本中死亡靶细胞的百分比： 
	样本中死亡靶细胞百分比 = （死亡靶细胞数 × 100）/（存活靶细胞数 + 死亡靶细胞数）</li>
	<li>使用以下公式计算细胞毒性： 
	细胞毒性百分比 = [（实验组死亡率 - 自发释放组死亡率）/（100 - 自发释放组死亡率）] × 100</li>
</ol>
<img alt="流式细胞术数据分析；用于细胞活力和焦点分析的散点图和荧光成像。" src="/files/ftp_upload/54779/54779fig1.jpg" data-altupdatedat="1788235205000" data-alt="图1"> 
图1：细胞毒性活性分析的代表性直方图、散点图和图像。（A）焦点细胞分析。（B）单细胞分析。（C）靶细胞染色分析。所有判定均基于与各事件关联的图像进行，可在分析软件中通过直接点击图中相应事件查看。（D）双联事件的代表性图像，显示一个凋亡的NK细胞和一个活的K562靶细胞。Ch01，明场。Ch02，DiO。Ch05，PI。<a href="http://cloudfront.jove.com/files/ftp_upload/54779/54779fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本研究中描述的方法可直接测量个体自然杀伤细胞（NK细胞）在受到刺激（在本特定情况下为长时间运动）后的特异性活性。通常，NK细胞是通过密度梯度离心法或利用多种标记物组合进行细胞分选从血液中分离得到的。尽管这些方法被广泛使用，但仍存在诸多缺点：耗时较长、涉及多个操作步骤，且高度依赖操作者技术。因此，分离出的NK细胞会承受过度的应激，可能导致实验间甚至同一实验内结果的变异性增加。本文中，我们介绍了一种基于磁珠分离的技术方案。该方法能够快速、可靠地从个体全血中分选出大量NK细胞，同时最大限度地减少对血液或NK细胞的操作干预。
该方法特别适用于样本稀少的人体研究，但反过来说，当需要同时处理大量样本时，该方法会变得相当困难。事实上，细胞毒性检测的采集窗口通常必须在孵育结束后30分钟内完成，根据我们的经验，这意味着每次最多处理5个样本。如果需要处理大量样本，则必须制定分批进行的时间安排，以确保有足够的时间完成流式细胞术的数据采集。该方法的另一个缺点可能是试剂成本较高，若为获得更高数量的自然杀伤细胞而处理较大量的血液，试剂消耗会很快。然而，我们认为，这些成本被所节省的大量时间所平衡。
<p...

自然杀伤细胞是先天免疫系统的重要组成部分。尽管其活性受到严格调控，但它们能够通过细胞间直接接触、无需预先活化即可识别并清除异常细胞1。因此，它们构成了抵御感染的快速防御屏障。研究表明，运动尤其是剧烈运动，会暂时性抑制免疫系统功能2,3,4,5。自然杀伤细胞对此效应尤为敏感4,6,7，从而导致机体在一段时间内对疾病易感性增加。因此，研究在剧烈运动前、中或后采取干预措施以减轻其对自然杀伤细胞功能的影响，对于运动员赛后的健康具有重要意义。
然而，此类干预措施的研究受到多种因素的复杂影响：1)&#160;NK细胞数量稀少8，约占白细胞总数的1%；2)&#160;NK细胞对压力极为敏感，依赖于持续暴露在生理条件下，才能在实验过程中保持活性和稳定性；3)&#160;用于检测NK细胞杀伤活性的标准检测方法，如Ficoll梯度离心法9和释放实验10，存在不可靠和结果不一致的问题。人类样本本身存在的固有变异性进一步加剧了这些挑战。在干预过程中采集的新鲜人体样本受到较为严格的监管，获取困难，至少与动物样本或永生化细胞系相比是如此。这限制了重复实验的机会，也难以增加研究队列中的受试者数量以达到显著的统计学阈值。综上所述，这些因素凸显了建立一种标准化流程的必要性，该流程应能够对人源样本中NK细胞的裂解活性进行高通量且高可靠性的分析。
我们建立了一种工作流程，可缩短从人全血中鉴定、分离和检测自然杀伤细胞（NK细胞）所需的时间，同时最大限度地减少细胞暴露于外源性因素。该方法优化了磁性细胞分选仪和成像流式细胞仪两种仪器的使用，并采用针对特定检测的优化效靶比（T:E比），以实现对NK细胞细胞毒活性增强或减弱的检测。

<table><tbody><tr><td>K-562 淋巴母细胞</td><td>ATCC</td><td>CCL-243</td><td></td></tr><tr><td>Isco​​ve 改良杜尔贝科培养基</td><td>ATCC</td><td>30-2005</td><td>高葡萄糖，含 L-谷氨酰胺，含 HEPES，无菌过滤</td></tr><tr><td>α 最低必需培养基</td><td>ATCC</td><td>CRL-2407</td><td>不含核糖核苷和脱氧核糖核苷，但含 2 mM L-谷氨酰胺和 1.5 g/L 碳酸氢钠</td></tr><tr><td>0.4% 台盼蓝溶液</td><td>Amresco</td><td>K940-100ML</td><td>组织培养级</td></tr><tr><td>碘化丙啶染色液</td><td>BD Pharmingen</td><td>51-66211E</td><td></td></tr><tr><td>Vybranto DiO 细胞标记溶液</td><td>Vybranto</td><td>V-22886</td><td></td></tr><tr><td>autoMACS Pro 分离仪</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-092-545</td><td></td></tr><tr><td>autoMACS 运行缓冲液</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-091-221</td><td></td></tr><tr><td>autoMACS 洗涤缓冲液</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-092-987</td><td></td></tr><tr><td>autoMACS 柱</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-021-101</td><td></td></tr><tr><td>全血 CD56 微珠，人源</td><td>Miltenyi Biotec</td><td>130-090-875</td><td></td></tr><tr><td>ImageStream X Mark II 成像流式细胞仪</td><td>EMD Millipore</td><td></td><td></td></tr><tr><td>Speedbeads</td><td>Amnis Corporation</td><td>400030</td><td></td></tr><tr><td>0.4–0.7% 次氯酸盐（消毒剂）</td><td>VWR</td><td>JT9416-1</td><td></td></tr><tr><td>Coulter Clenz</td><td>Beckman Coulter</td><td>8546929</td><td></td></tr><tr><td>70% 异丙醇（消泡剂）</td><td>EMD Millipore</td><td>1.3704</td><td></td></tr><tr><td>D-PBS（鞘液）</td><td>EMD Millipore</td><td>BSS-1006-B (1X)</td><td>不含钙或镁</td></tr><tr><td>INSPIRE 软件</td><td>EMD Millipore</td><td></td><td>Mark II 版本，2013 年 9 月</td></tr><tr><td>Ideas 应用软件</td><td>EMD Millipore</td><td></td><td>6.1 版本，2014 年 7 月</td></tr></tbody></table>

全血中自然杀伤细胞溶细胞活性的流式细胞术分析

Flow Cytometric Analysis of Natural Killer Cell Lytic Activity in Human Whole Blood

NK细胞毒性是广泛用于评估外界干预对NK细胞功能影响的指标。然而，该检测的准确性和可重复性可能不稳定，原因可能是操作者误差，也可能是NK细胞对实验操作的高度敏感性。为消除这些问题，本文建立并展示了一种可将上述因素影响降至最低的工作流程。作为示例，我们从经历高强度运动的跑步者（n = 4）在不同时间点采集了血液样本。首先，直接从全血中（仅需一毫升或更少）通过CD56标记及基于磁珠的分选技术，同时实现NK细胞的识别与分离。分选后的NK细胞可去除所有试剂及封闭性抗体，并进行计数，以确定每毫升血液中准确的NK细胞数量。其次，将分选得到的NK细胞（效应细胞，E）与3,3'-二辛基氧羰花青高氯酸盐（DiO）标记的K562细胞（靶细胞，T）以1:5（T:E）的最佳检测比例混合，并利用成像流式细胞仪进行分析，该仪器可对每个事件进行可视化观察，从而排除任何假阳性或假阴性结果（如双联体或效应细胞自身信号）。该工作流程约需4小时即可完成，即使处理人源样本也能获得高度稳定的结果。在条件允许的情况下，研究团队可在人体受试者中测试多种实验干预措施，并在多个时间点之间进行比较分析，而不会影响数据的完整性。

NK细胞数量的测定 
采用图2中所述的运动方案，测定高强度跑步对全血中NK细胞数量的影响。分别在运动前、运动结束后即刻、运动后1.5小时，以及初次采血后24小时和48小时采集血样。针对每位受试者（图3A）及各时间点的平均值（图3B），测定每毫升全血中NK细胞的浓度。
我们的结果（图3A）显示，跑者1、2和4表现出相似的模式：运动后NK细胞数量略有升高，随后立即出现急剧下降，之后在24小时和48小时逐渐恢复至正常水平。通过绘制跑者群体NK细胞的平均值，这一趋势尤为明显，但与运动前水平相比未检测到显著差异。跑者3初始NK细胞计数非常高，运动后及运动后1.5小时急剧下降，之后在24小时和48小时逐渐恢复至正常水平。总体而言，NK细胞计数（图3B）在运动后1.5小时有所下降（尽管无统计学...

本研究介绍了一种用于准确、快速测定人血液样本中自然杀伤（NK）细胞数量及NK细胞毒性的先进工作流程。

NK细胞毒性是广泛用于评估外界干预对NK细胞功能影响的指标。然而，其准确性和……

本实验的总体目标是以快速、可靠且稳定的方式测定人全血样本中自然杀伤细胞（NK细胞）的数量及其细胞毒活化水平。该方法有助于回答免疫学领域中的相关问题，例如：外界干预对NK细胞生物活性有何影响？该技术的主要优势在于其快速、准确，同时仍能在不同实验间提供可重复的结果。为了从人全血中分离NK细胞，首先将标记为全血样本、阴性组分和阳性组分的15毫升离心管放入细胞分离管架中的相应位置。当所有离心管装载完毕后，将分离管架插入迷你取样器中进行自动标记，在菜单中选择“试剂”以高亮显示试剂瓶在管架上的放置位置。选择“读取试剂”以激活二维码读取器，并将相应的试剂瓶以距离二维码读取器盖0.5至2.5厘米的角度置于读取器前方。将已读取的小瓶放入相应的分离架位置。接下来，在“分离”选项卡下，选中目标位置。然后打开“标记”子菜单，并选择一个自动标记程序。将细胞分选试剂磁珠分配至支架的 1、2、3 和 4 号位置。选择 Posselwb 分选程序。选择清洗洗涤程序。在“体积”子菜单下的“样品体积”中输入 1500 微升，然后按 Enter 键。接着点击“运行”以开始细胞分离。点击“确定”以确认有足够的缓冲液用于处理所有样品。为准备细胞毒性实验样本，首先根据需要为每个样本和/或参与者标记1.5毫升离心管，并将适当比例的NK细胞与DIO标记的K562细胞移液至各管中。通过离心收集细胞，并小心移除上清液，避免扰动细胞沉淀。接着，将细胞混合物重悬于500 µL不完全NK细胞培养基中，并向每管细胞中加入5 µL碘化丙啶进行标记。通过另一次离心收集细胞，并将细胞培养物在37摄氏度下孵育两小时。孵育结束后，在相同的离心条件下离心细胞，并将沉淀重悬于25 µL新鲜的不完全NK细胞培养基中。若需通过流式细胞术分析细胞，首先点击成像流式细胞仪软件中的启动按钮，以冲洗系统。接下来，单击散点图按钮以生成四个散点图，并加载双阳性对照管。使用双阳性对照样本，确定405毫瓦激光器所需的最佳强度，以避免检测器过载，并设置成像仪以获取适当的细胞计数。将405毫瓦激光器的强度设置为适合同时检测DIO和PI的水平，需要积累对这两种染料以及流式细胞仪检测范围的操作经验。双阳性对照样本采集完成后，加载仅含DIO的对照样本，选择40倍物镜，并关闭642毫瓦激光器和明场通道。培养适量细胞，对仅含碘化丙啶的样本重复进行采集。所有对照样本运行完毕后，重新打开405毫瓦激光器和明场通道，然后单击“设置强度”。然后，在“文件采集”选项卡下，输入自定义文件名，并选择用于保存数据文件的文件夹。接下来，输入需要采集的细胞数量。加载第一个实验样本管，然后点击“采集”按钮。当所有样本运行完毕后，打开成像流式细胞仪分析软件，载入一个实验用 RIF 文件。在补偿选项卡下，选择“创建新矩阵”。软件将提示选择单色文件，并将其合并以生成一个用于通道补偿的矩阵文件。使用“构建模块”功能设置适当的点图，然后点击统计功能以获取每个门控中的细胞数量。在此代表性实验中，按指示采集血样，并测定每位跑者每毫升全血中自然杀伤细胞（NK细胞）的浓度，以及每个时间点的平均浓度。四分之三的跑步者在运动后均出现自然杀伤细胞（NK细胞）数量轻微上升，随后迅速下降，最终在运动结束后24至48小时逐渐恢复至正常水平。平均而言，运动后1.5小时NK细胞数量下降，但在24小时后恢复至接近正常水平。在计算细胞数量后，立即按照上述方法分析NK细胞的细胞毒活性，结果显示运动结束后即刻以及1.5小时后NK细胞毒活性平均下降，但在运动后24小时显著升高。与运动前水平相比，NK细胞毒活性在后续时间点保持较高水平，尽管差异无统计学意义。一旦熟练掌握，该技术在正确操作下约需四小时即可完成。观看本视频后，您应能够充分理解如何以可重复的无菌方式从人血样本中获取并表征自然杀伤细胞（NK细胞）的数量及其细胞毒活性。

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Research

科研

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Immunology and Infection

免疫学与感染

人全血中NK细胞杀伤活性的流式细胞仪分析

本视频展示了自然杀伤细胞对荧光标记靶细胞的裂解活性。该方法通过染色死亡细胞，并利用流式细胞仪定量活细胞和死细胞，从而实现自然杀伤细胞介导的细胞毒性的检测。...

自然杀伤细胞介导的细胞毒作用检测样本制备用于流式细胞术分析

本视频展示了如何进行乳酸脱氢酶释放实验，以测定自然杀伤（NK）细胞对靶向癌细胞的细胞毒性。该实验通过测量所形成的红色产物的吸光度，来定量癌细胞释放的胞质乳酸脱氢酶酶活性。...

一种用于评估自然杀伤细胞对癌细胞细胞毒性的体外检测方法

本方案描述了一种灵敏的基于细胞的细胞毒性检测方法。通过计数在效应CD8+ T细胞数量递增的情况下，存活的靶CD4+ T细胞频率的减少，该检测可直接评估抗原特异性CD8+...

基于细胞的流式细胞术检测细胞毒活性

本文介绍了一种简单且可靠的分析方法，可用于检测不同NK细胞亚群的脱颗粒、细胞因子和趋化因子产生等多种NK细胞功能。...

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本文展示了一种基于流式细胞术的定量测定人类自然杀伤细胞细胞毒活性的方法。...

基于流式细胞术的细胞毒性检测法用于评估人自然杀伤细胞活性

癌细胞逃避免疫系统中自然杀伤（NK）细胞介导的清除作用，对癌症的发生和进展至关重要。本文介绍了两种基于非放射性的实验方案，用于评估NK细胞对肝肿瘤细胞的细胞毒性作用。此外，还提供了一种第三种方案，用于分析NK细胞的迁移能力。...

肝癌细胞背景下自然杀伤细胞介导的细胞毒性和迁移能力的测定

本文描述了一种研究治疗性抗体在人自然杀伤细胞中通过FcγRIIIa介导的生物学事件的实验方案。该人工刺激平台可用于检测抗体FcγRIIIa受体及其Fc段结合所介导的下游效应功能，例如脱颗粒、趋化因子/细胞因子产生以及相关信号通路的激活。...

通过治疗性抗体存在下FcγRIIIa结合驱动的人自然杀伤细胞事件评估

本文介绍了一种用于测量从外周血中分离的人原代自然杀伤（NK）细胞在静息状态或经IL15诱导激活后糖酵解和线粒体呼吸的方法。所述方案可轻松扩展应用于其他细胞因子或可溶性刺激物激活的人原代NK细胞。...

人类自然杀伤细胞代谢分析

本方案描述了一种基于无透镜阴影成像技术的无标记方法，用于快速进行自然杀伤（NK）细胞数量和活性的单细胞分析。该方法通过计算机分析单个NK细胞的衍射图样，量化其形态学变化。...

可用于野外的无透镜成像平台用于自然杀伤细胞活化的快速无标记分析

本方案提供了一种标准化的 体外...

利用活细胞成像和流式细胞术定量分析嵌合抗原受体与治疗性抗体增强的自然杀伤细胞毒性

学习使用流式细胞仪快速准确测定人全血中NK细胞数量及细胞毒性活化水平的方法。该技术可为免疫学研究提供可重复的稳定数据，帮助评估NK细胞生物活性及外部干预效果。

全血中自然杀伤细胞溶细胞活性的流式细胞术分析

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