门静脉注射模型来研究肝转移乳腺癌
2016年12月26日
开发了一种通过门静脉注射将乳腺肿瘤细胞输送到小鼠肝脏的外科手术。该模型允许研究完全免疫功能正常的宿主中肝转移的晚期阶段，包括肿瘤细胞外渗、接种、存活和肝脏中的转移性生长。
该程序的总体目标是将肿瘤细胞直接递送到小鼠肝脏，用于乳腺癌肝转移的实验建模。该方法可用于研究小鼠肝脏转移级联反应的后期阶段。包括乳腺癌细胞外渗、播种、死亡、增殖和休眠决策，以及生长。
该技术的主要优点是它将肿瘤细胞直接输送到肝脏，而无需切除脾脏或伴随的多器官转移。这种方法的视觉演示至关重要，因为门静脉注射需要依赖于直接解剖监测的精确作。协助我完成此程序的是 Pepershadine 实验室的研究生 Alexandra Quackenbush。
在开始手术之前，用 10% 漂白剂擦拭手术区域的所有表面。注射前 1 小时，皮下注射 100 微升镇痛剂治疗 8 至 15 周龄的 balb/c 雌性小鼠以控制疼痛。将药膏涂抹在动物的眼睛上。
然后，将小鼠置于仰卧位，并通过捏脚趾确认适当的镇静水平。接下来，用三块交替的无菌纱布浸泡的 2% 洗必泰湿巾和两块酒精准备垫湿巾对动物的手术和周围区域（包括尾巴）进行消毒。最后一次洗必泰擦拭后，使用无菌手术刀在小鼠左侧正中面和矢状面之间的皮肤上切开一英寸，从肋骨下方开始，到第四腹股沟乳腺上方结束，然后通过腹膜切开类似的一英寸切口。
现在上下移液肿瘤细胞数次以重新悬浮细胞溶液，并装入一个 25 微升可拆卸针头注射器，配备 32 号针头，装有 10 微升细胞。按下柱塞，直到细胞位于针尖，并且柱塞的体积适合注射。用无菌酒精垫擦拭加载的针头外侧，以去除任何外部肿瘤细胞，注意避免针头刺伤。
然后，用镊子握住切口正中侧的皮肤和腹膜内层，用无菌棉签小心地将大肠和小肠移动到浸泡在无菌盐水中的无菌纱布上。用浸有盐水的纱布覆盖内脏，以保持内部水分和无菌。当门静脉可见时，让助手轻轻地将肠道放在一边，用无菌棉签露出门静脉，然后将针头插入门静脉 3 到 5 毫米，在肝脏下方约 10 毫米处，角度小于 5 度，斜面朝上。
缓慢注射全体积的肿瘤细胞，让血液流过针头几秒钟，以避免肿瘤细胞从静脉中回流。由于正确的可视化、通路和注射到门静脉是必不可少的，因此在尝试注射之前，请花时间确保门静脉相对于针头的位置令人满意。注射完所有细胞后，取下针头，同时用无菌棉签涂抹器轻轻按压静脉。
然后使用新的无菌棉签涂抹器将 0.5 至 1 厘米见方的止血纱布固定在注射部位。五分钟后，小心地提起纱布以评估静脉闭合。当血流完全停止时，取下纱布并将肠道送回腹腔。
使用简单的连续或间断缝合模式，用无菌的四零 vicryl 缝合线和锥度闭合腹膜衬里。以相同的方式闭合皮肤后，沿切口部位注射 100 微升局部麻醉剂，然后皮下注射 0.5 毫升无菌盐水。门静脉的准确解剖识别和成功的门静脉内注射可以通过使用 india 墨水或类似染料进行注射方案来确认。
通过门静脉正确注射，使墨水立即特异性地输送到肝脏，而不会扩散到肺部。使用用 GFP 标记的小鼠记忆肿瘤细胞，肿瘤细胞在注射后 90 分钟在整个肝脏中的扩散很明显，证实了门静脉成功输送到肝脏。肿瘤细胞存在于肝窦内以及靠近门静脉三联征的肝实质内，门静脉血液进入肝脏，表明此时正在发生活跃的肿瘤细胞外渗。
这些生存曲线表明，与注射侵袭性较低的肿瘤细胞系的小鼠相比，侵袭性乳腺肿瘤细胞系的过继性门静脉转移导致更短的无转移生存率。这些动物的转移可以通过以 250 微米水平切开肝脏并随后对样品进行 H&E 分析来确认。此外，免疫荧光分析可用于未标记的同基因系（如 D2A1 肿瘤系）的微观和宏观转移病变分析，CD45 阴性、Heppar-1 阴性和 CK18 阳性，如这些代表性图像所示。
一旦掌握，如果执行得当，每只鼠标可以在 12-14 分钟内完成这项技术。在尝试此程序时，请务必记住在尝试注射之前花必要的时间正确观察和进入门静脉。在此程序之后，可以执行其他方法，例如肿瘤细胞注射后的活体成像，以回答有关肿瘤细胞如何与 lubramicro 环境相互作用的其他问题。
随着它的发展，该技术允许转移领域的研究人员探索小鼠各种癌症转移级联反应的后期阶段。看完这个视频后，您应该对手术切口的位置、如何轻轻移动内部器官以进入门静脉以及如何进行门静脉注射有一个很好的了解。不要忘记，使用装有肿瘤细胞的注射器可能很危险，并且在执行此程序时必须采取预防措施以避免针头刺伤。
概览
本文描述了一种通过门静脉注射将乳腺肿瘤细胞输送至小鼠肝脏的手术程序。该模型允许研究人员在免疫能力正常的宿主中研究肝脏转移的后期阶段。
关键研究组成部分
科学领域
- 神经科学
- 肿瘤学
- 转移研究
背景
- 研究重点是乳腺癌肝转移。
- 了解肝脏中的肿瘤细胞行为对于癌症研究至关重要。
- 该模型使得可以研究肿瘤细胞的跨血管和存活。
- 它避免了多器官转移的并发症。
研究目的
- 开发一种可靠的研究肝脏转移的方法。
- 在受控环境中研究肿瘤细胞动态。
- 增进对乳腺癌转移级联的理解。
使用的方法
- 在小鼠模型中通过门静脉注射肿瘤细胞。
- 使用镇痛和手术技术以保障动物福利。
- 使用GFP标记的细胞视觉确认注射成功。
- 通过组织学分析确认转移。
主要结果
- 成功将肿瘤细胞输送至肝脏。
- 观察到注射后活跃的肿瘤细胞跨血管。
- 在侵袭性肿瘤系中发现较短的无转移生存率。
- 免疫荧光确认了转移病变的存在。
结论
- 该技术允许对肝脏转移进行详细研究。
- 它提供了肝脏微环境中肿瘤细胞行为的见解。
- 未来的研究可以在此模型上进一步探索治疗干预。
常见问题
Executive Industry Relevance
This model addresses a critical gap in preclinical oncology by enabling direct delivery of tumor cells to the liver, bypassing confounding multi-organ metastasis and splenectomy artifacts. It supports mechanistic de-risking of breast cancer therapeutics by providing a reproducible system to study liver-specific extravasation, seeding, and outgrowth in an immune-competent host. The approach enhances predictive confidence in target validation for liver-metastatic cancers and informs portfolio decisions through quantifiable metastasis latency and burden readouts.
Strategic Applications in Biopharma R&D
Early Discovery & Target Validation
- Scientific Value: Enables interrogation of therapeutic hypotheses by isolating liver metastasis as a discrete biological event.
- Operational Value: Provides a controlled system to validate targets involved in tumor cell extravasation and survival in the hepatic microenvironment.
- Predictive Value: Supports preclinical triage by correlating tumor line aggressiveness with metastasis latency and burden.
Screening & Assay Development
- Assay Readiness: Generates quantifiable metastatic lesions in the liver suitable for dose-response and target inhibition studies.
- Reproducibility: Standardized injection volume (5–10 µl), needle gauge (≥32 gauge), and hemostatic gauze use ensure consistent delivery across experiments.
- Scalability: Short procedure time (12–14 minutes/mouse) enables cohort-sized studies for lead optimization screening.
Translational & Preclinical Research
- Disease Relevance: Models liver metastasis from syngeneic breast cancer lines with defined metastatic potential (4T1, D2A1, D2.OR).
- Translational Continuity: Permits longitudinal monitoring of tumor cell dissemination via GFP tagging and histological confirmation at defined intervals.
- Risk-Adjusted Advancement: Metastasis-free survival curves and H&E/immunofluorescence analysis provide endpoints for go/no-go decisions in therapeutic development.
Pipeline & Workflow Integration
The model fits within the discovery continuum from target validation through lead identification to preclinical efficacy testing, specifically enabling liver metastasis assessment after intravenous or orthotopic primary tumor models fail to recapitulate hepatic spread.
- Discovery Biology: Supports hypothesis testing of genes and pathways regulating hepatic seeding and survival independent of primary tumor growth.
- Screening: Delivers standardized tumor cell inoculum to enable compound library screening for metastasis suppression.
- Analytics: Provides quantitative outputs including metastasis latency (20–55 days), lesion burden via sectioning, and immunofluorescence-based lesion characterization.
- Translational Research: Connects to preclinical work by using immune-competent Balb/c mice and syngeneic tumor lines reflective of human tumor-immune interactions.
- Enterprise Reuse: Adaptable to other liver-metastatic cancers (e.g., colorectal, pancreatic) without model re-engineering.
Operational & Enterprise Impact
- Scientific Value: Reduces mechanistic ambiguity in liver metastasis by isolating the hepatic step of the metastatic cascade.
- Operational Value: Avoids spleen removal and multi-organ confounders, improving model purity and reducing variability.
- Strategic Value: Enables earlier, more confident go/no-go decisions by providing liver-specific efficacy data absent in standard models.
- Portfolio Impact: Facilitates risk-adjusted prioritization of compounds targeting hepatic extravasation or survival pathways.
Implementation Considerations
- Requires microsurgical training for portal vein identification and cannulation.
- Dependent on sterile field maintenance, analgesia protocols, and hemostatic gauze for venous closure.
- Necessitates anatomical precision using visual landmarks (below liver, <5° angle) and optional dye validation (e.g., India ink).
- Adaptation considerations include tumor cell concentration (≤10,000 cells/injection) and volume control to prevent extravasation.
- Practical limitations include operator-dependent success rates and the need for postoperative monitoring to confirm venous closure and animal welfare.
