体内追踪实验性脑型疟疾模型中水肿发展及微血管病理变化的磁共振成像研究

本方法的总体目标是体内监测实验性脑型疟疾的病理变化。该方法有助于回答实验性脑型疟疾发病机制中的关键问题，因为它使我们能够直观地观察整个大脑病理变化在空间和时间上的动态演变过程。该技术从而实现了对脑部病理的详细评估，并可用于评价针对脑型疟疾的新治疗策略的有效性。

由我们的实验室管理员 Manuel Fischer 负责进行 MRI 实验设置。首先，在雌蚊吸血后 17 至 22 天，从蚊笼中收集雌蚊。用镊子将三到四只蚊子放置在载玻片上，并加入一滴冰冷的 RPMI 培养基。

然后，将载玻片置于显微镜下。用镊子小心地夹住蚊子的头部与身体并轻轻拉伸，再使用注射器和针头分离唾液腺。接着，用玻璃移液管吸取载玻片上的唾液腺，并将其转移至1.5毫升离心管中。

然后，使用一根小型塑料棒在离心管内研磨分离得到的唾液腺组织3分钟，以从唾液腺组织中释放子孢子。在4°C条件下以1,000 × g离心3分钟，从而将子孢子与残留组织分离纯化。用移液器将含有子孢子的上清液转移至新的离心管中，并使用Neubauer血细胞计数板对纯化的子孢子进行计数。

子孢子表现出典型的逆时针运动。接下来，通过添加磷酸盐缓冲液，将纯化的子孢子浓度调整至每毫升10,000个。最后，将一只C57BL/6小鼠放入固定器中，并将其尾巴浸入温水中，以更清楚地观察尾静脉。

然后，向尾静脉注射总共 1,000 个子孢子或 0.1 毫升，以启动感染。首先将小鼠置于使用容积共振器进行射频发射的 9.4T 小动物磁共振成像（MRI）扫描仪中。随后，将右旋泛醇眼膏涂抹于双眼。

将控温水浴装置调至 42 摄氏度，以维持小鼠的体温。随后，将尾静脉导管插入小鼠尾静脉。接下来，将小鼠俯卧位固定于配备头部固定器和门齿杆的动物床台上，背部蜷曲，以尽量减少头部运动，为磁共振成像做好准备。

注意不要拉直小鼠的颈椎。将装有0.3毫摩尔/千克Gd-DTPA的对比剂注射系统连接到小鼠尾静脉导管。接着，将4通道相控阵表面接收头线圈放置于小鼠头部。

最后，将呼吸垫放置在小鼠背部，并在监测设备上检查呼吸状况。在控制面板上按 F2 键打开定位激光，移动小鼠，直到水平定位光位于线圈较小部分的中央，该区域覆盖小鼠头部。再次按 F2 键关闭定位激光，然后在控制面板上按 F3 键将小鼠移至最终位置。

首先进行定位扫描，以确保小鼠脑部位于磁体的等中心位置。采用三维T2加权成像对血管源性脑水肿进行定性评估。选择多层面RARE序列，并调整层面位置，确保覆盖从鼻部到小脑的整个脑区。

调整饱和切片后，启动序列，并等待10分钟48秒以采集图像。接下来，通过选择多切片、多自旋回波序列进行T2弛豫测量，以定量评估血管源性水肿。调整切片位置后，开始序列采集，该过程耗时8分钟53秒。

为了定量评估血管源性水肿和细胞毒性水肿，选择自旋回波EPI扩散序列进行扩散加权成像。调整层面位置和饱和层面，然后启动序列，并等待7分56秒，直至原始图像采集完成。

随后，使用三维T2*加权成像评估微出血。选择一个流动补偿的FLASH序列，调整层面位置，然后启动序列，该序列持续运行15分钟40秒。之后，通过选择三维FLASH序列进行时间飞跃法血管成像，以评估动脉通畅性。

调整切片位置，启动序列，然后等待七分钟十六秒，直至图像采集完成。最后，评估血脑屏障的破坏情况。选择采用FLASH序列的三维T1加权成像，调整切片位置，然后启动序列。

等待1分14秒，直至获取无对比剂的图像。随后，注射0.3毫摩尔/千克的对比剂，并重复测量。血脑屏障破坏的增加以及液体增多提示嗅球区域已出现早期血管源性脑水肿，这在轻度疾病中即已存在，并随着疾病严重程度的增加，开始向脑干方向扩散。

在T2图上，可通过在特定解剖区域绘制感兴趣区域来量化血管源性水肿的严重程度。对于每个区域，可获得一个T2弛豫时间，该时间随水肿程度增加而延长。此外，与基线相比，病情中度小鼠的脑体积（提示水肿）开始显著增加，而在病情严重小鼠中进一步增大。

最后，微血管病变表现为微出血以及血管磁敏感对比度增加，这些变化发生在血管源性脑水肿中血脑屏障破坏的早期征象之后。这些微出血主要出现在嗅球。如果完整执行整个MRI检查流程，所有图像（包括定位像）均可在1小时内获取，前提是操作得当。

最低限度的扫描方案应包括T2加权序列或T2弛豫测量，以及T2星号加权序列，以评估血管源性水肿、微出血负荷和微血管功能障碍的存在情况。观看本视频后，您应能充分理解全脑磁共振成像如何可视化实验性脑型疟疾中的病理改变，包括脑肿胀等在体外难以检测的改变。