使用磁共振成像实验性脑疟疾模型中的水肿发育​​和微血管病理学的体内追踪

我们描述了实验性脑疟疾的小鼠模型，并展示了如何使用磁共振成像在体内跟踪炎症和微血管病理。

该方法的总体目标是在体内监测实验性脑疟疾的病理变化。这种方法可以帮助回答实验性脑疟疾发病机制中的关键问题，因为它使我们能够在体内可视化整个大脑的病理学如何在空间和时间上演变。因此，该技术可以详细评估脑病理学，并可用于评估脑疟疾新治疗策略的疗效。

执行 MRI 设置的将是我们的实验室经理 Manuel Fischer。首先在吸血后 17 到 22 天从笼子里收集雌性蚊子。用镊子将 3 到 4 只蚊子放在载玻片上，并加入一滴冷 RPMI 培养基。

然后，将载玻片置于显微镜下。用镊子小心地将蚊子在头部和身体之间拉伸，并使用注射器和针头隔离唾液腺。接下来，用玻璃移液管吸唾液腺，从载玻片上收集唾液腺，然后将它们转移到 1.5 毫升离心管中。

然后，用一根小塑料棒将离心管内分离的唾液腺粉碎三分钟，以便将子孢子与唾液腺组织分离。在 1， 000 倍 g 和 4 摄氏度下离心 3 分钟，以从剩余组织中纯化子孢子。将含有子孢子的上清液移液到新的离心管中，并在 Neubauer 血细胞计数器中计数纯化的子孢子。

子孢子表现出典型的逆时针运动。接下来，通过添加磷酸盐缓冲盐水，将纯化的子孢子的浓度调节至每毫升 10， 000。最后，将 C57BL/6 小鼠放入限制器中，并将其尾巴放入温水中，以更好地观察尾静脉。

然后，将总共 1， 000 个子孢子或 0.1 毫升注射到尾静脉中以引发感染。首先将鼠标带到 9.4T 小动物磁共振成像或 MRI 扫描仪上，该扫描仪使用体积谐振器进行射频传输。然后，将右泛醇眼膏涂抹在双眼上。

将温控水浴开启至 42 摄氏度，以保持鼠标的体温。然后，将尾静脉导管放入小鼠的尾静脉中。接下来，将鼠标俯卧放置并弯曲的背部放在配备头锁和齿条的动物床上，以尽量减少头部运动，从而定位鼠标以进行 MRI。

注意不要伸直鼠标的颈椎。将填充为每公斤 Gd-DTPA 0.3 毫摩尔的造影剂注射系统连接到尾静脉导管。接下来，将 4 通道相控阵表面接收器头线圈放在鼠标头上。

最后，将呼吸垫放在鼠标背面，检查监控设备上的呼吸情况。按控制面板上的 F2 打开定位激光器，然后移动鼠标，直到水平定位灯位于线圈较小部分的中间，该部分覆盖了鼠标头。再次按 F2 键关闭位置激光，然后按控制面板上的 F3 键将鼠标移动到最终位置。

首先执行定位扫描，以确保小鼠大脑位于磁体的等中心。通过使用 3D T2 加权成像定性评估血管源性水肿。选择多切片 RARE 序列，并调整切片位置，确保覆盖从鼻子到小脑的整个大脑。

调整饱和度切片后，启动序列，并等待 10 分 48 秒以获取图像。接下来，进行 T2 弛豫测量法，通过选择多层、多自旋回波序列来定量评估血管源性水肿。调整切片位置，然后开始采集序列，这需要 8 分 53 秒。

为了定量评估血管源性水肿和细胞毒性水肿，通过选择自旋回波 EPI 弥散序列进行弥散加权成像。调整切片位置和饱和度切片。然后启动序列并等待 7 分 56 秒，直到获取到原始图像。

之后，使用 3D T2 星状加权成像评估微出血。选择流补偿 FLASH 序列，调整切片位置，然后启动序列，该序列运行 15 分 40 秒。然后，通过选择 3D FLASH 序列，使用飞行时间血管造影评估动脉通畅性。

调整切片位置，开始序列，然后等待 7 分 16 秒，直到采集到图像。最后，评估血脑屏障破坏情况。选择具有 FLASH 序列的 3D T1 加权成像，调整切片位置，然后开始序列。

等待 1 分 14 秒，直到获取到无对比度的图像。然后，注射每公斤 0.3 毫摩尔的造影剂并重复测量。血脑屏障破坏的增加和液体的增加表明嗅球中的早期血管源性水肿已经存在于轻度疾病中，并随着疾病严重程度的增加开始向脑干扩散。

在 T2 图上，可以通过将感兴趣区域绘制到特定的解剖区域来量化血管源性水肿的严重程度。对于每个区域，可以获得随着水肿增加而增加的 T2 弛豫时间。此外，与基线相比，表明水中度疾病小鼠的脑体积开始显着增加，而重病小鼠的脑体积进一步增加。

最后，微血管病变，如微出血和血管敏感性对比增加所证明的，发生在血管源性水肿中血脑屏障破坏的最初迹象之后。这些微血脉主要发生在嗅球中。如果获得了整个 MRI 协议，如果执行得当，可以在一小时内获得包括定位在内的所有图像。

最低限度的方案应包括 T2 加权序列或 T2 松弛测定法，以及 T2 星形加权序列，以判断是否存在血管源性水肿、微血红负荷和微血管损伤。看完这个视频，你应该对全脑 MRI 如何可视化实验性脑疟疾的病理变化，包括脑肿胀等难以体外检测的变化。