Name: 来自新生儿和成年鼠皮肤的原代小鼠角化细胞的分离和培养 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-07-14T14:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 51 s
Description: 学习从新生和成年小鼠皮肤中分离原代角化细胞的方法，用于研究其体外分化和紫外线B诱导的炎症反应。该技术有助于深入理解表皮生物学和先天免疫机制。

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本工作得到美国关节炎与肌肉骨骼及皮肤病研究所基金（R01AR069653，授予 Zhang LJ）以及美国国立卫生研究院资助（5T32AR062496-03，授予 CA）的支持。

所有动物实验均经加州大学圣地亚哥分校机构动物护理和使用委员会批准。
1. 新生小鼠皮肤原代角质形成细胞的分离与培养
<ol>
	<li>使用剪刀对 C57B/6 野生型小鼠品系的出生后第 0-2 天的新生小鼠进行断头处死。在腕关节和踝关节上方剪去四肢，然后完全剪去尾巴，留下一个小孔。</li>
	<li>为了剥离整张皮肤，首先将尖头剪刀从尾部的小孔插入，沿身体背侧中线剪开皮肤直至颈部开口处。接着，用一把镊子夹住暴露的躯体，另一把镊子夹住皮肤，以连续动作轻柔地将整张皮肤从躯体上剥离，并翻过腿部残端。
	<ol>
		<li>应将皮肤完整剥离为一整块，注意避免将其撕裂成碎片，否则会在dispase消化步骤中导致细胞丢失。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用 10 cm 培养皿中的 15 mL 无菌 PBS 冲洗剥离的皮肤，然后将每只幼鼠的皮肤放入装有冰冻 dispase 消化缓冲液的 2 mL 离心管中，该缓冲液含有 4 mg/mL dispase 的 KC 生长培养基（KC 基础培养基含 0.06 mM CaCl2、dGS 以及抗生素/抗真菌剂）。 
	注意：多个皮肤样本可合并后置于一个 15 mL 离心管中（每管最多 5 张皮肤），加入 12 mL dispase 溶液。将装有皮肤的离心管置于 4 °C 冰箱中，在旋转仪上过夜孵育。
	<ol>
		<li>确保皮肤在离心管中未折叠，否则折叠区域无法充分接触 dispase 溶液，导致消化不充分。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>第二天（dispase 处理 12-18 小时后），将皮肤连同 dispase 溶液一起转移至培养皿中。将每块组织转移至另一含有 15 mL 无菌 PBS 的新培养皿中，以洗去多余的 dispase。</li>
	<li>使用两把镊子从 PBS 中夹起皮肤，提起并转移至新的培养皿中，使表皮面朝下、真皮面朝上。小心拉伸皮肤皱褶，使其在培养皿中完全展开。</li>
	<li>在新的培养皿中，为每张皮肤加入 500 µL 基于胰蛋白酶的消化溶液。用镊子缓慢将真皮从表皮上提起并分离，同时用另一把镊子固定住表皮。将分离出的真皮作为生物危害材料丢弃。将分离的表皮转移至每滴胰蛋白酶溶液中，使基底层朝下漂浮。
	<ol>
		<li>若表皮在胰蛋白酶溶液中发生折叠，需用镊子将其展开，以确保上皮中的基底角质形成细胞能有效消化。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将皮肤置于含胰蛋白酶溶液的培养皿中，在室温下（盖上皿盖）于水平摇床上轻柔振荡孵育 20 分钟。</li>
	<li>每张表皮（约每张 1 平方英寸大小）加入 2 mL 添加补充物的 KC 生长培养基至培养皿中。用镊子夹住表皮，用力来回摩擦，以从表皮片中释放单个细胞。
	<ol>
		<li>观察培养基逐渐变浑浊，表明细胞正从表皮脱落。倾斜培养皿，收集细胞悬液并转移至新的离心管中，将剩余的表皮片留在培养皿内。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>每次加入 2 mL KC 生长培养基后，重复上述摩擦操作两次，并将所有细胞悬液合并至同一离心管中。</li>
	<li>使用适当的移液管将细胞悬液轻柔吹打数次以打散细胞团块，然后通过 100 µm 滤网过滤至新的 50 mL 离心管中。</li>
	<li>将过滤后的细胞在 180 × g 条件下离心 5 分钟。</li>
	<li>吸除上清液，用 1 mL 冷的 KC 生长培养基/表皮轻柔重悬细胞沉淀。</li>
	<li>使用血细胞计数板对细胞进行计数。 
	注意：角质形成细胞在悬浮状态下可能发生自发分化，因此细胞分离后应尽快接种，以确保细胞最佳性能。建议在计数过程中将细胞置于冰上，以减缓角质形成细胞的自发分化速率。</li>
	<li>将细胞以 5 × 104/cm2 的密度接种于预涂有促进细胞贴附的细胞外基质（ECM）产品的培养皿中，使用 KC 生长培养基进行培养。 
	注意：我们使用市售产品（例如 attachment factor，一种基于明胶的包被材料（详见材料表））。细胞在 37 °C、5% CO2 的湿化培养箱中培养，每隔一天更换新鲜培养基。
	<ol>
		<li>包被操作：在接种细胞前 10 分钟至 2 小时，将细胞贴附包被材料升温至室温后包被培养皿。在加入细胞悬液前，去除包被液。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>初次接种后 24 小时更换培养基，以去除未贴壁细胞，并在实验前每日更换培养基，直至细胞达到所需汇合度。</li>
</ol>
2. 从小鼠成年尾部皮肤中分离原代角质形成细胞
<ol>
	<li>根据动物设施的规定，处死一只成年 C57BL/6 小鼠（建议年龄在 6–15 周之间，性别不限）。从尾根部将尾巴剪下，并剪去约 2 mm 的尾尖，使尾端露出明显的孔洞。</li>
	<li>为剥离尾部皮肤，首先使用锋利刀片沿尾部皮肤从根部向尾尖划开。接着，用一把镊子夹住暴露的尾椎骨，另一把镊子夹住皮肤，以连续动作轻轻将皮肤从骨头上剥离下来。沿中线将剥离的皮肤剪开，使每段长度小于 2–3 cm。</li>
	<li>用 10 cm 培养皿中的 15 mL 无菌 PBS 冲洗剥离的皮肤，然后将每条尾巴的皮肤放入装有冰冻 dispase 消化缓冲液（KC 生长培养基中含 4 mg/mL dispase）的 2 mL 离心管中。 
	注意：也可将多个皮肤样本合并，置于一个含有 12 mL dispase 溶液的 15 mL 离心管中共同孵育（每管最多 5 条尾巴）。
	<ol>
		<li>将装有皮肤的离心管置于 4 °C 冰箱中，在旋转仪上过夜孵育。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>执行步骤 1.4 至 1.13，以从尾部表皮分离单细胞悬液。</li>
	<li>将成年细胞以 10 × 104/cm2 的密度（通过血细胞计数板计数）接种于经胶原预包被的培养皿中的 KC 生长培养基中。 
	注意：我们使用市售的基于胶原的包被试剂盒（详见材料表）。细胞在 37 °C、含 5% CO2 的湿化培养箱中培养，每隔一天更换新鲜培养基。通常，在接种细胞前，培养皿需用胶原包被 30 分钟至 1 小时。我们观察到，与基于明胶的包被材料（即 attachment factor）相比，胶原包被可显著增强成年角质形成细胞（KC）在培养皿上的贴附。</li>
	<li>初次接种后 24 小时更换培养基，以去除未贴壁细胞，并在实验前每天更换培养基，直至细胞达到所需的融合度。</li>
</ol>
3. 体外 高钙诱导 KCs 的分化
<ol>
	<li>为诱导终末分化，将培养基中的 CaCl2 添加至 0.2 mM。</li>
	<li>或者，在添加高钙之前，将培养的 KCs 在低钙 KC 基础培养基中无生长补充物饥饿培养过夜。 
	注意：生长因子饥饿将增强细胞向早期分化的定向，并促进早期分化标志物（如 K105）的表达。</li>
</ol>
4. UVB 照射介导的角质形成细胞死亡及 TNFα 释放
<ol>
	<li>将小鼠角质形成细胞（KCs）在KC生长培养基中培养（于37 °C、5% CO2的湿化培养箱中），每日更换培养基，直至细胞达到汇合状态。在UVB照射前立即吸除生长培养基，并加入500 µL PBS。随后对细胞进行25 mJ/cm2的UVB照射或模拟对照处理（无UVB照射）。 
	注意：UVB照射使用手持式UVB灯（含两个8 W灯管，波长312 nm），操作方法如前所述10。UVB照射后，吸除PBS并加入新鲜培养基。</li>
	<li>按照制造商说明书11，采用CCK-8细胞活力检测试剂盒，在UVB处理后6、8和24小时测定并量化细胞活力。</li>
	<li>在预定时间点收集经UVB处理的KCs的条件培养基，并按照制造商说明书7,12，使用小鼠TNF（单抗/单抗）ELISA试剂盒检测条件培养基中释放的TNFα水平。</li>
</ol>

<ol><li>Mauro, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Acute+barrier+perturbation+abolishes+the+Ca2%2B+and+K%2B+gradients+in+murine+epidermis%3A+quantitative+measurement+using+PIXE%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Dermatol%22%5BJournal%5D)">Acute barrier perturbation abolishes the Ca2+ and K+ gradients in murine epidermis: quantitative measurement using PIXE.</a> J Invest Dermatol. 111 (6), 1198-1201 (1998).</li>
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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

皮肤表皮作为关键屏障，能够将机体与外界环境隔离开来，保护身体免受水分流失、病原体、热量以及紫外线辐射的损害。角质形成细胞（KCs）是表皮的主要细胞谱系，表皮KC的原代培养是研究和理解屏障形成生物学过程以及KC对环境损伤反应的有用工具in vitro。
本文介绍了从新生期和成年小鼠皮肤中分离和培养原代表皮角质形成细胞（KC）的方法。虽然原代小鼠KC可方便地从新生小鼠皮肤中分离获得，但由于成年小鼠背部皮肤表皮变薄且毛囊密度高，其KC的分离与成功培养通常被认为较为困难。本文所述方法采用成年小鼠尾部皮肤作为获取基底层KC的便捷且丰富的来源。由于尾部皮肤具有较厚的表皮和较低的毛囊密度，经过过夜dispase消化后，将表皮与真皮分离以获取KC的关键步骤变得可行。相比之下，我们尝试使用该方案从成年背部皮肤分离KC并未成功，导致分离后细胞得率低，接种后细胞贴壁率也较低。然而，已有文献报道，在对无毛皮肤进行过夜胰蛋白酶（trypsin）消化后，可成功从成年背部皮肤分离并培养KC15，这表明仅用dispase可能不足以从成年背部皮肤真皮...

皮肤是人体最大的器官，表皮为其最外层。表皮在形成完整的表皮屏障方面发挥着关键作用，将机体与外界环境分隔开来，从而防止水分流失，并提供针对环境侵害（如过敏原、病原体和紫外线B照射）的保护。表皮由单层未分化的基底角质形成细胞（KCs）发育为多层的复层上皮，依次包括基底层、棘层、颗粒层和角质层。基底角质形成细胞包含表皮干细胞和过渡扩增细胞，具有增殖能力且未分化。当基底角质形成细胞退出细胞周期后，便启动分化程序，并逐渐向表皮表面迁移，同时伴随细胞间连接的成熟以及表皮通透屏障（EPB）的形成。位于棘层的角质形成细胞表达早期分化标志物，如角蛋白10（K10）；当角质形成细胞迁移至颗粒层时，则表达晚期分化标志物，如丝聚蛋白（FLG）、兜甲蛋白（LOR）和外被蛋白（INV）。在角质层，角质形成细胞最终分化为终末分化的角质细胞，随后通过脱屑过程脱落，由新生细胞取代。
钙被认为是表皮中最符合生理条件的因子，可触发细胞分化 体外 和 体内 以类似方式。在正常皮肤表皮中，钙离子形成一种特征性分布 &#34;浓度梯度&#34;向皮肤表面浓度逐渐增加1,2,3钙离子浓度从最深层的基底层和棘层的低水平逐渐升高，在颗粒层上部达到峰值，随后在最表层的角质层中降至可忽略水平。钙梯度的形成与皮肤屏障功能组分的出现同步，表明钙信号在角质形成细胞分化过程中发挥着关键作用。 体外，低钙（0.02–0.1 mM）可维持基底角质形成细胞以单层形式增殖，而高钙（&#62;0.1 mM）可诱导细胞迅速且不可逆地进入终末分化阶段，这一点可通过高钙处理基底角质形成细胞后紧密连接的形成以及LOR和INV的表达上调得以证实4,5.
除了形成屏障外，表皮角质形成细胞（KCs）也是皮肤固有免疫系统的重要组成部分。当受到病原体或紫外线B照射及损伤后释放的损伤相关分子模式（DAMPs）刺激时，KCs 可产生大量炎症性细胞因子，如 TNFα、IL6 和 IFNβ，从而激活免疫系统6,7,8,9。尽管 KCs 的适当炎症信号传导对于清除病原体至关重要，但失控的炎症反应可能诱发银屑病和玫瑰痤疮等自身炎症性皮肤病6,8。
总体而言，角质形成细胞（KCs）在维持完整的皮肤屏障以及在病原体入侵或环境刺激时启动免疫反应中发挥着至关重要的作用。因此，表皮KC的原代培养是一种研究上皮生物学、KC分化以及KC介导的先天免疫反应的有用技术。由于KC对外界多种刺激因子具有较高的敏感性和易感性，小鼠表皮KC的分离与培养可能是一个具有挑战性的过程。本文介绍了一种从小鼠新生皮肤或成年小鼠尾部皮肤中分离和培养KC的方法。在分离成年KC时，我们不使用小鼠背部皮肤，因为从该组织中分离出足量且具有活性的KC较为困难，原因如下：首先，在毛发周期静止期（休止期）时，成年小鼠背部皮肤的表皮较薄，仅含1–2层细胞，导致细胞得率低，并且难以有效分离表皮与真皮，而表皮与真皮的分离是成功获取KC的关键步骤；其次，成年背部皮肤中较高的毛囊密度进一步增加了表皮与真皮分离的难度。相反，我们常规使用尾部皮肤作为成年小鼠KC的来源，因为该部位上皮较厚，含有3–5层表皮KC，且毛囊密度较低，不会干扰表皮的分离，因此可从任意年龄和毛发周期阶段的成年小鼠尾部皮肤中成功分离KC。分离得到的新生KC接种于明胶包被的培养皿中，而由于成年KC的贴壁能力较新生KC弱，因此需使用胶原蛋白包被的培养皿接种分离的成年KC。培养小鼠KC时，采用低钙基础培养基，并添加dGS添加剂，其中包含表皮生长因子（EGF）、牛转铁蛋白、类胰岛素生长因子1（IGF1）、前列腺素E2（PGE2）、牛血清白蛋白（BSA）和氢化可的松。在初次接种后的2–4天内，大多数已分化的KC可在每日换液过程中被洗去，剩余贴壁细胞呈现典型的鹅卵石样形态4，具有增殖能力，且不表达早期分化标志物K10。

<table><tbody><tr><td>出生后C57BL/6幼鼠或成年野生型小鼠</td><td>Jackson Laboratory</td><td>000664</td><td>野生型小鼠（最初购自Jackson Laboratory）在加州大学圣地亚哥分校（UCSD）的动物实验室内进行繁育和饲养。</td></tr><tr><td>KC基础培养基（EpiLife）</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>MEPICF500</td><td>用于角质形成细胞培养的基础培养基，含0.06 mM CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td></tr><tr><td>定义型生长添加剂（dGS）</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>S0125</td><td>用于培养基的定义型生长添加剂</td></tr><tr><td>Dispase粉末</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>17105041</td><td>用于分离表皮与真皮的酶</td></tr><tr><td>贴壁因子</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>S006100</td><td>基于明胶的包被材料</td></tr><tr><td>包被基质</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>R011K</td><td>基于胶原蛋白的包被材料</td></tr><tr><td>TrypLE</td><td>Invitrogen, Carlsbad, CA</td><td>12604-013</td><td>一种温和的类胰蛋白酶，用于将角质形成细胞从表皮片中解离</td></tr><tr><td>100 &amp;mu;m 细胞筛网（尼龙材质）</td><td>Corning</td><td>352360</td><td></td></tr><tr><td>CCK-8细胞活力检测试剂盒</td><td>Dojindo Molecular Technologies, Rockville, MD</td><td>CK04-11</td><td></td></tr><tr><td>小鼠TNF（单克隆/单克隆）ELISA试剂盒II</td><td>BD Biosciences, San Jose, CA</td><td>555268</td><td></td></tr><tr><td>有线手持式紫外灯</td><td>Spectronics, Westbury, NY</td><td>EB-280C</td><td></td></tr><tr><td>8瓦紫外灯管</td><td>Spectronics, Westbury, NY</td><td>BLE-8T312</td><td></td></tr><tr><td>用于细胞培养的倒置光学显微镜</td><td>ZEISS, Jena, Germany</td><td>Axio Observer</td><td></td></tr><tr><td>荧光显微镜</td><td>Olympus</td><td>BX41</td><td></td></tr></tbody></table>

从新生及成年小鼠皮肤中分离和培养原代小鼠角质形成细胞

Isolation and Culture of Primary Mouse Keratinocytes from Neonatal and Adult Mouse Skin

角质形成细胞（KC）是皮肤最外层表皮中的主要细胞类型。表皮KC在皮肤防御中发挥关键作用，不仅通过形成完整的皮肤屏障以抵御环境损伤（如UVB辐射或病原体侵袭），还能在受到这些刺激时启动炎症反应。本文描述了从新生小鼠皮肤和成年小鼠尾部皮肤中分离KC的方法，并比较了使用特定生长添加剂（dGS）与螯合处理的胎牛血清（cFBS）进行培养的条件。功能上，我们证明新生小鼠和成年小鼠来源的KC均对高钙诱导的终末分化、紧密连接形成及多层化具有高度响应性。此外，体外培养的成年KC易受UVB诱导的细胞死亡影响，并可在UVB照射后释放大量TNF。综上所述，本文所述方法将为研究人员建立 体外 用于研究新生小鼠和/或成年小鼠表皮生物学的模型

高钙诱导新生期和成年KC的终末分化。 在0.06 mM CaCl2条件下培养的原代小鼠表皮KC呈单层生长，单个细胞呈多边形，细胞间隙清晰，汇合时呈现铺路石样外观（图1A 和 图2A）。将CaCl2浓度升高至0.2 mM可迅速诱导细胞形态改变。高钙处理8小时内，细胞变得扁平，明显的细胞间隙逐渐减少；24小时后，细胞间紧密连接的黏附结构已清晰可见（图1A 和 图2B）。高钙处理后约48–72小时开始形成角化包膜及垂直方向的细胞分层（图2B）。为分析高钙诱导过程中肌动蛋白的重塑及细胞间紧密连接的形成，使用0.2 mM CaCl2处理KC后，用鬼笔环肽染色（<strong class="...

表皮角质形成细胞构成功能性皮肤屏障，在抵御外界环境侵害的宿主防御中处于前沿位置。本文介绍了从小鼠新生及成年皮肤中分离表皮角质形成细胞并进行原代培养的方法，以及诱导角质形成细胞终末分化和紫外线B诱导的炎症反应的实验方案。

角质形成细胞（KC）是皮肤最外层表皮中的主要细胞类型。表皮KC在维持皮肤屏障功能、抵御外界侵害以及参与伤口愈合等过程中发挥关键作用。

本实验的总体目标是从新生或成年小鼠皮肤中分离原代小鼠角质形成细胞，用于体外分化研究或分析其对UVb暴露的固有免疫应答。该方法有助于解答表皮生物学领域中的关键问题，例如角质形成细胞分化是如何被调控的，以及表皮角质形成细胞如何响应外界刺激。该技术的主要优势在于，可常规地从新生及成年小鼠皮肤中分离角质形成细胞，并可在无血清培养基中进行培养。与我共同演示该操作的是来自我实验室的研究助理 Fengwu Li。首先，取一只出生后第零至第二天的野生型 C57 BL6 小鼠幼崽，从腕关节上方切除四肢，并完全剪除尾巴，仅留下一个小球状残端。将尖头剪刀插入尾部切口，沿躯干背侧中线剪开皮肤，直至颈部开口处。用一把镊子夹住暴露的躯体，另一把镊子夹住皮肤，然后以连续动作轻轻将整张皮肤从躯体上剥离，并翻过腿部残端，注意不要将皮肤撕裂成碎片。将剥离的皮肤用10厘米培养皿中的50毫米无菌PBS冲洗，然后放入含有冰冷dispase消化缓冲液的2毫升离心管中，注意确保皮肤未折叠。收集完所有新生小鼠皮肤组织后，将试管置于4°C旋转仪上过夜。次日早晨，将试管内容物转移至新的培养皿中。随后，将每一块组织转移至含有50毫升无菌PBS的新培养皿中，以去除残留的dispase。使用两把镊子将皮肤样本放入各自的培养皿中，表皮面朝下，并小心拉伸皮肤皱褶，使组织完全展开并贴附于培养皿底部。向每个培养皿中加入500微升基于胰蛋白酶的消化液，用一把镊子缓慢提起真皮层，使其与表皮层分离，同时用第二把镊子固定表皮层。将分离的表皮漂浮于胰蛋白酶溶液中，基底层面朝下，并盖上培养皿。然后将皮肤组织块置于室温下，在水平摇床上轻轻振荡孵育20分钟。孵育结束后，向每个培养皿中的表皮组织加入2毫升添加补充物的角质形成细胞生长培养基，并用镊子用力摩擦表皮片，使单个细胞从皮肤组织中释放出来。当培养基变得浑浊时，倾斜培养皿，收集细胞悬液并转移至新的离心管中。将剩余的表皮组织留在培养皿中。在第三次细胞收集后，轻轻吹打混合的细胞悬液数次，以分散细胞团块，并通过100微米细胞筛过滤至新的50毫升锥形管中。离心收集细胞，然后在冰上用1毫升预冷的角质形成细胞生长培养基轻柔重悬细胞沉淀，用于细胞计数。将细胞以每平方厘米5×10⁴的密度接种于已预先包被促进细胞贴附的细胞外基质产品的培养皿中的角质形成细胞生长培养基中。随后在37°C和5%二氧化碳条件下培养细胞，每天更换新鲜培养基，直至细胞达到适当的汇合度。如需从成年小鼠中分离角质形成细胞，首先从尾根部切除尾部。随后切除约两毫米的尾尖，直至出现可见的孔洞。使用锋利的刀片从尾部基部向尾尖沿尾部皮肤切开。然后，用一把镊子夹住暴露的尾骨，另一把镊子夹住皮肤，以连续动作轻轻将皮肤组织从骨头上剥离下来。沿中线切开去皮的皮肤，使每块长度小于2至3厘米，然后在10厘米的培养皿中用15毫升无菌PBS冲洗组织块。将最多五条

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Research

科研

JoVE Journal

Biology

生物学

来自新生儿和成年鼠皮肤的原代小鼠角化细胞的分离和培养

介绍了一种从人皮肤中快速、高效分离活体成年上皮干细胞的方法。该方法利用酶消化皮肤胶原基质，随后拔取毛囊，并分离单细胞悬液或组织碎片用于细胞培养。...

从成人皮肤中分离和培养表皮干细胞

本视频介绍了通过酶消化与机械破碎相结合的方法，分离人类皮肤表皮层中最主要的细胞——角质形成细胞。该方法利用选择性培养基，促进角质形成细胞相对于其他皮肤细胞类型的优先生长。...

人皮肤角质形成细胞的分离：一种从皮肤样本中培养原代角质形成细胞的方法

研究成体干细胞生物学的理想模型是小鼠毛囊。本文介绍了一种分离不同群体毛囊干细胞和表皮角质形成细胞的方案，该方法包括对小鼠背部皮肤进行酶消化处理，随后进行流式细胞术分析。...

从背侧小鼠皮肤中分离毛囊干细胞与表皮角质形成细胞

人类皮肤作为抵御外部环境的第一道防线。本文介绍一种从成人皮肤中分离原代人角质形成细胞的方法。这些分离得到的角质形成细胞可用于多种实验体系，是研究皮肤生物学中分子机制的理想模型。 体外.

成年皮肤来源人原代角质形成细胞的分离与培养

本文介绍一种从成人皮肤组织中高效分离原代人角质形成细胞的方案。该方法通过在接种培养基中使用ROCK抑制剂Y-27632，使表皮细胞与真皮细胞自发分离，从而简化了传统操作步骤。...

一种简化且高效的人类原代角质形成细胞从成人皮肤组织中的分离方法

本实验方案的目的是从成年小鼠背部皮肤中分离表皮角质形成细胞，用于多种后续应用，如分子生物学、生物化学、荧光激活细胞分选以及原代体外培养（例如，克隆形成性角质形成细胞）。...

小鼠表皮角质形成细胞的分离及其体外克隆培养

本方案描述了如何从小鼠模型中分离皮肤角质形成细胞，使用金属标记抗体进行染色，并通过质谱流式细胞术分析染色后的细胞，以表征目标蛋白在不同细胞周期阶段中的表达模式。...

用于质谱流式细胞术进行细胞周期特异性细胞蛋白表达分析的小鼠皮肤角质形成细胞的分离与染色

本文介绍了一种在三维悬浮培养体系中系统培养表皮球体的实验方案。该方案可广泛应用于多种上皮组织类型，并可用于多种人类疾病和病理状态的建模研究。...

建立高通量表皮球体培养系统以模拟角质形成细胞干细胞可塑性

本实验方案描述了从小鼠成年腭部分离和培养口腔角质形成细胞的方法。同时报道了一种使用免疫染色进行评估的方法。...

从小鼠成年腭部分离和培养原代口腔角质形成细胞

本方案概述了用于活细胞成像的新鲜获取（第0代）角质形成细胞的培养方法。...

生成用于角质形成细胞活细胞成像的原代培养

在此，我们介绍一种从小鼠血管纹中分离、纯化和培养原代边缘细胞以及建立 体外...

从新生小鼠血管纹中分离和培养原代边缘细胞

学习从新生和成年小鼠皮肤中分离原代角化细胞的方法，用于研究其体外分化和紫外线B诱导的炎症反应。该技术有助于深入理解表皮生物学和先天免疫机制。

从新生及成年小鼠皮肤中分离和培养原代小鼠角质形成细胞

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