Name: 小鼠横主动脉狭窄诱导左心室肥厚的技术研究 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-09-25T12:30:00.000+00:00
Duration: 8 min 34 s
Description: 学习小鼠微创横主动脉缩窄技术，无需插管和机械通气，简化手术流程并减少动物应激。该方法适用于建立压力超负荷诱导的左心室肥厚模型，为心血管研究提供可靠且人性化的实验方案。

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本工作由一项资助（N&#176; 瑞士心血管基金会对 RT 的资助编号为 32016。

本方案使用雄性 C57BL/6J 小鼠（10 周龄，25 - 30 g，n=60）。动物饲养和实验均遵循法国农业部、高等教育与研究部制定的指导方针，给予人道护理，所有操作均符合 1986 年 11 月 24 日欧洲共同体理事会指令（86/609/EEC）及法国相关法律法规。本方案已获&#34;动物实验区域伦理委员会 CREMEAS&#34;（编号：#2016092816207606）批准。
1. 手术准备
<ol>
	<li>小鼠到达动物房后，在标准笼具中适应环境一周，保持12小时光照/12小时黑暗循环，自由摄食（具体见材料表）和饮水 随意摄取.</li>
	<li>手术当天，在诱导麻醉前几分钟将小鼠分别放入单独的笼子中，以避免对动物造成额外的应激。手术前一天对所有外科器械进行灭菌。</li>
	<li>腹腔注射单剂量的氯胺酮（51.4 mg/kg）与赛拉嗪（3.3 mg/kg）混合物，用生理盐水（0.9% NaCl）稀释后给药。</li>
	<li>通过观察足趾回缩反射消失来确认麻醉深度。</li>
	<li>用市售剃须刀剃除动物颈部和胸部的毛发，并用70%酒精对剃毛区域进行消毒。</li>
	<li>将动物仰卧置于干净的软木工作垫上，并用胶带固定四肢。</li>
</ol>
2. 手术
<ol>
	<li>整个操作过程中均采用无菌外科技术。在自主呼吸的动物身上，使用11号刀片从胸骨上切迹至胸部中段做一条长约10 mm的纵行正中颈部切口，以暴露胸骨（图1）。</li>
	<li>使用Crile-Wood持针器夹持一根4/0单丝聚丙烯固定缝线穿过甲状腺并将其牵开，再用胶带固定于操作垫上。</li>
	<li>用显微外科镊子钝性分离气管前肌肉，暴露气管。</li>
	<li>将尖端光滑的弯头显微外科镊子闭合后轻柔地沿气管表面滑动，并置于胸骨后方。</li>
	<li>通过小心开合尖端光滑的弯头显微外科镊子，在气管前肌肉下方及胸骨后方进行钝性分离，推开胸膜。</li>
	<li>用尖端光滑的直头显微外科镊子夹住右侧锁骨上肌肉，轻柔提起动物胸部。</li>
	<li>将骨剪的下颌插入胸骨下方，进行3–4 mm的上段部分胸骨切开术（图2）。微型胸骨切开术的下端略偏向左侧。</li>
	<li>使用显微外科持针器，将一根7/0单丝聚丙烯固定缝线从微型胸骨切开术两侧第二肋间隙内向外穿出（图4B）。操作时应靠近肋软骨-胸骨角，避免损伤肋间血管、胸廓内血管或胸膜。</li>
	<li>使用两侧的7/0单丝聚丙烯固定缝线牵开胸骨边缘，并用胶带将其固定于操作垫上。</li>
	<li>在低倍放大（2–3倍）下，使用尖端光滑的弯头显微外科镊子轻柔拨开气管前肌肉、纵隔脂肪和胸腺，以显露主动脉弓（图3）。特别注意避免接触或损伤壁层胸膜，以防发生气胸。</li>
	<li>使用结扎钳（图4A）夹住主动脉弓下方的软组织，并轻柔张开其钳口。再用第二把结扎钳在软组织中轻轻开合钳口，于主动脉弓下方建立一个隧道。</li>
	<li>左手持结扎辅助装置（ligation aid），将穿有6/0丝线的一段缝线从其针眼穿过，置于主动脉弓下方；右手持结扎钳，在无名动脉起始部与左颈总动脉起始部之间将其引出（图5）。</li>
	<li>将27号针头截短至5 mm，并用Crile持针器压平两端使其钝化。使用尖端光滑的直头显微外科镊子将钝化的27号针头放置于主动脉弓旁（图6），然后用两把结扎钳在无名动脉与左颈总动脉之间的主动脉处，将缝线紧密地绕针头和主动脉打结（图7）。打结时先打一个双重结作为起始，再加打四个结，确保所有结均平整贴合。</li>
	<li>结扎完成后，迅速但轻柔地抽出针头，以实现直径为0.4 mm的狭窄，形成可重复的横截面积减少65–70%的主动脉缩窄。</li>
	<li>检查主动脉弓周围软组织、胸骨边缘及气管前肌肉的止血情况。在有渗血处放置可吸收止血纱布。移除用于牵开胸骨边缘的7/0单丝聚丙烯固定缝线。</li>
	<li>使用显微外科持针器，将一根6/0单丝聚丙烯间断缝线从左侧第二肋间隙外侧穿入、内侧穿出，再从右侧第二肋间隙内侧穿出、外侧穿出。操作时应靠近肋软骨-胸骨角，避免损伤肋间血管、胸廓内血管或胸膜。</li>
	<li>使用Crile-Wood持针器打结，将胸骨边缘对合。</li>
	<li>使用Crile-Wood持针器，以5/0单丝聚丙烯连续缝合方式单层缝合皮肤。</li>
	<li>假手术组的操作步骤与缩窄手术完全相同，但不围绕主动脉打结。</li>
</ol>
3. 术后恢复
<ol>
	<li>密切观察动物。&#160;将小鼠转移至单独的笼子中，并使其呈俯卧位。</li>
	<li>在保温灯下让小鼠恢复直至完全清醒（麻醉诱导后不到1小时）。</li>
	<li>术后镇痛采用腹腔注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡。&#160;根据需要，在术后前三天每8小时进行一次0.1 mg/kg的丁丙诺啡皮下注射。</li>
	<li>将手术后的小鼠放入标准笼具中（每笼最多3只，最少2只）。</li>
</ol>
4. 心脏收获
<ol>
	<li>在分析当天，通过腹腔注射生理盐水配制的氯胺酮（300 mg/kg）和赛拉嗪（20 mg/kg）溶液，处死小鼠。</li>
	<li>首先从下腔静脉采集血液，然后通过同一通路注入5 mL含2.6 mM EDTA的生理盐水溶液。</li>
	<li>取出心脏，去除心房，并称量心脏重量（左心室和右心室，不含心房）。</li>
	<li>将左心室与右心室分离，室间隔保留在左心室部分。分别称量两个组织样本，并在液氮中速冻保存。</li>
</ol>

<ol><li>Molinari, F., Malara, N., Mollace, V., Rosano, G., Ferraro, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+cardiac+cachexia%5BTitle%5D)+AND+%22Int.+J.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Animal models of cardiac cachexia.</a> Int. J. Cardiol. 219 (15), 105-110 (2016).</li>
<li>Tarnavski, O. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+surgical+models+in+cardiovascular+research%5BTitle%5D)+AND+%22Methods.+Mol.+Biol%22%5BJournal%5D)">Mouse surgical models in cardiovascular research.</a> Methods. Mol. Biol. 573, 115-137 (2009).</li>
<li>Verma, S. K., Krishnamurthy, P., Kishore, R., et al. Transverse aortic constriction: a model to study heart failure in small animals. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aVerma%2C+SK+%22Manual+of+Research+Techniques+in+Cardiovascular+Medicine%22">Manual of Research Techniques in Cardiovascular Medicine</a>. Ardehali, H. , Wiley, J., & Sons. 164-169 (2014).</li>
<li>Patten, R. D., Hall-Porter, M. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+models+of+heart+failure.+Development+of+novel+therapies%2C+past+and+present%5BTitle%5D)+AND+%22Circ.+Heart+Fail%22%5BJournal%5D)">Small animal models of heart failure. Development of novel therapies, past and present.</a> Circ. Heart Fail. 2 (2), 138-144 (2009).</li>
<li>Rockman, H. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Segregation+of+atrial-specific+and+inducible+expression+of+an+atrial+natriuretic+factor+transgene+in+an+in+vivo+murine+model+of+cardiac+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Proc.+Natl.+Acad.+Sci.+USA%22%5BJournal%5D)">Segregation of atrial-specific and inducible expression of an atrial natriuretic factor transgene in an in vivo murine model of cardiac hypertrophy.</a> Proc. Natl. Acad. Sci. USA. 88 (18), Erratum in: Proc. Natl. Acad. Sci. USA Page 9907 8277-8281 (1991).</li>
<li>Barrick, C. J., Rojas, M., Schoonhoven, R., Smyth, S. S., Threadgill, D. W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cardiac+response+to+pressure+overload+in+129S1%2FSvImJ+and+C57BL%2F6J+mice%3A+temporal-+and+background-dependent+development+of+concentric+left+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Cardiac response to pressure overload in 129S1/SvImJ and C57BL/6J mice: temporal- and background-dependent development of concentric left ventricular hypertrophy.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 292 (5), 2119-2130 (2007).</li>
<li>Deschepper, C. F., Olson, J. L., Otis, M., Gallo-Payet, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+blood+pressure+and+morphological+traits+in+cardiovascular-related+organs+in+13+different+inbred+mouse+strains%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Appl.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Characterization of blood pressure and morphological traits in cardiovascular-related organs in 13 different inbred mouse strains.</a> J. Appl. Physiol. 97 (1), 369-376 (2004).</li>
<li>Almeida, A. C., van Oort, R. J., Wehrens, X. H. T. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pmc/articles/PMC3164086/">Transverse aortic constriction in mice.</a> J. Vis. Exp. (38), April 21 (2010).</li>
<li>Hu, P., Zhang, D., Swenson, L., Chakrabarti, G., Abel, E. D., Litwin, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Minimally+invasive+aortic+banding+in+mice%3A+effects+of+altered+cardiomyocyte+insulin+signaling+during+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Minimally invasive aortic banding in mice: effects of altered cardiomyocyte insulin signaling during pressure overload.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 285 (3), 1261-1269 (2003).</li>
<li>Faerber, G., et al. <a target="_blank" href="https://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed/20447656">Induction of heart failure by minimally invasive aortic constriction in mice: Reduced peroxisome proliferator-activated receptor ϒ coactivator levels and mitochondrial dysfunction.</a> J. Thorac. Cardiovasc. Surg. 141 (2), 492-500 (2011).</li>
<li>Andersen, N. M., Tang, R., Li, L., Javan, H., Zhang, X. Q., Selzman, C. H. <a target="_blank" href="http://pubmedcentralcanada.ca/pmcc/articles/PMC3402700/">IKK-β inhibition prevents adaptive left ventricular hypertrophy.</a> J. Surg. Res. 178 (1), 105-109 (2012).</li>
<li>Nemska, S., Monassier, L., Gassmann, M., Frossard, N., Tavakoli, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Kinetic+mRNA+profiling+in+a+rat+model+of+left+ventricular+hypertrophy+reveals+early+expression+of+chemokines+and+their+receptors%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+ONE%22%5BJournal%5D)">Kinetic mRNA profiling in a rat model of left ventricular hypertrophy reveals early expression of chemokines and their receptors.</a> PLoS ONE. 11 (8), 0161273(2016).</li>
<li>Liao, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Echocardiographic+assessment+of+LV+hypertrophy+and+function+in+aortic-banded+mice%3A+necropsy+validation%5BTitle%5D)+AND+%22Am.+J.+Physiol.+Heart+Circ.+Physiol%22%5BJournal%5D)">Echocardiographic assessment of LV hypertrophy and function in aortic-banded mice: necropsy validation.</a> Am. J. Physiol. Heart Circ. Physiol. 282 (5), 1703-1708 (2002).</li>
<li>Stansfield, W. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Characterization+of+a+model+to+independently+study+regression+of+ventricular+hypertrophy%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Surg.+Res%22%5BJournal%5D)">Characterization of a model to independently study regression of ventricular hypertrophy.</a> J. Surg. Res. 142 (2), 387-393 (2007).</li>
<li>Beetz, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Ablation+of+biglycan+attenuates+cardiac+hypertrophy+and+fibrosis+after+left+ventricular+pressure+overload%5BTitle%5D)+AND+%22J.+Mol.+Cell.+Cardiol%22%5BJournal%5D)">Ablation of biglycan attenuates cardiac hypertrophy and fibrosis after left ventricular pressure overload.</a> J. Mol. Cell. Cardiol. 101, December 145-155 (2016).</li>
</ol>

作者声明无利益冲突。

本实验方案的目的是逐步展示小鼠微创横主动脉缩窄术的手术技术。其他研究人员已报道过小鼠横主动脉缩窄术的详细技术描述2,8。然而，这些研究者在实施手术时需对动物进行气管插管和机械通气。额外的插管-通气步骤增加了整个操作的复杂性和持续时间，也增加了动物所承受的整体应激。由于这些原因，微创横主动脉缩窄术的概念已受到一定关注。小鼠微创横主动脉缩窄术可用于诱导左心室肥厚及其向心力衰竭的进展9,10,11。这些研究主要关注左心室肥厚和心力衰竭发生过程中的相关通路，而非手术技术本身的描述9,10,11。
在本实验...

近年来，心力衰竭的研究主要在可行的动物模型中进行1。与大型动物心力衰竭模型相比，小型动物模型具有多种潜在优势。除了饲养和维护成本较低外，由于所需设施较为简单，更多研究人员能够获得小型动物模型2。
小鼠心力衰竭模型具有与大鼠模型相似的多种优势。除了饲养成本较低3之外，小鼠模型还可利用大量可用的转基因和基因敲除（KO）品系。细胞类型特异性、可诱导的基因敲除或转基因策略的可能性，使小鼠成为研究心力衰竭发病机制以及探索新型治疗方案的宝贵工具3。
在目前使用的小鼠心力衰竭模型中4，横主动脉缩窄术（TAC）是诱导压力超负荷性左心室肥厚（LVH）的首选模型1,3，该模型最初由Rockman描述5。此模型的最大优势在于能够实现LVH的分层研究2，尽管不同小鼠品系对TAC诱导的左心室重构反应存在差异。特别是C57BL/6小鼠在TAC术后会迅速出现左心室扩张，而这种现象在其他品系中可能并不发生4,6,7。
通过TAC诱导的高血压急性发作可在2周内使左心室质量增加约50%，从而能够快速评估旨在调节左心室肥厚（LVH）发展的药物或分子干预措施的效果4。尽管TAC诱导的严重高血压并不能完全模拟临床上主动脉瓣狭窄或动脉性高血压所观察到的渐进性左心室肥厚及心室重构过程，但该模型仍被众多研究者用于识别和调控心力衰竭中的新治疗靶点4。
在小鼠中进行缩窄术（TAC）所需的外科技术水平高于其他诱导左心室肥厚（LVH）及继发性心力衰竭方法所需的技术2。大多数研究人员通过气管插管并进行动物通气来实施该手术2,8，这使得该操作更具挑战性、耗时更长，并增加了动物的手术负担。仅有少数研究者在其研究中采用了微创TAC，并对这一手术方法进行了简要描述9,10,11。
本实验方案的目的是逐步介绍一种简化且易于操作的小鼠微创横主动脉缩窄技术，并重点说明该手术过程中的关键步骤。通过遵循这些关键步骤，研究者可轻松掌握并实施该技术。

<table><tbody><tr><td>手术显微镜</td><td>Olympus</td><td>SZX2-TR30</td><td></td></tr><tr><td>剃刀</td><td>Rowenta</td><td>Nomad TN3650FO</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;缝合线：&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>聚丙烯缝合线 7/0</td><td>Ethicon</td><td>BV-1X</td><td></td></tr><tr><td>聚丙烯缝合线 6/0</td><td>BBraun</td><td>C0862061</td><td></td></tr><tr><td>丝线结扎线 6/0&amp;nbsp;</td><td>FST</td><td>18020-60</td><td></td></tr><tr><td>聚丙烯缝合线 4/0</td><td>Ethicon</td><td>8683</td><td></td></tr><tr><td>聚丙烯缝合线 5/0</td><td>Ethicon</td><td>Z303</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;药物：&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>氯胺酮</td><td>Merial</td><td>Imalg&amp;egrave;ne 1000, LBM154AD</td><td></td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Bayer</td><td>Rompun 2%, KP09PPC</td><td></td></tr><tr><td>丁丙诺啡</td><td>Ceva</td><td>Vetergesic, 072013</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;器械：&amp;nbsp;&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>咬骨钳</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>16101-10</td><td></td></tr><tr><td>结扎辅助工具</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>18062-12</td><td></td></tr><tr><td>打结钳</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>18026-10</td><td></td></tr><tr><td>克里尔-伍德缝合针持</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>12003-15</td><td></td></tr><tr><td>显微外科镊&amp;nbsp;</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>11003-12</td><td></td></tr><tr><td>显微外科镊&amp;nbsp;</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>组织镊</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>11021-12</td><td></td></tr><tr><td>显微外科缝合针持</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>12076-12</td><td></td></tr><tr><td>显微外科剪</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>91501-09</td><td></td></tr><tr><td>梅奥剪</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>14511-15</td><td></td></tr><tr><td>11号刀片</td><td>Fine Surgical Tools</td><td>10011-00</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;RNA 提取与定量 PCR：&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>TriReagent</td><td>Euromedex</td><td>TR-118-200</td><td></td></tr><tr><td>RNeasy Mini 试剂盒</td><td>Qiagen</td><td>74704</td><td></td></tr><tr><td>Qubit 荧光定量 RNA 检测试剂盒</td><td>Fisher Scientific</td><td>10034622</td><td></td></tr><tr><td>RNA 6000 Nano 试剂盒</td><td>Agilent</td><td>5067-1511</td><td></td></tr><tr><td>高容量 cDNA 试剂盒</td><td>Fisher Scientific</td><td>10400745</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan 主混合液</td><td>Fisher Scientific</td><td>10157154</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan BNP 引物</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm01255770_g1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan ANP 引物</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm01255747_g1&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan ACE 引物</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm00802048_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Col1a1 引物&amp;nbsp;</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm00801666_g1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan TGFb 引物</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm01178820_m1</td><td></td></tr><tr><td>TaqMan Gapdh 引物</td><td>Fisher Scientific</td><td>Mm99999915_g1</td><td></td></tr><tr><td>ABIPrism&amp;nbsp; 热循环仪</td><td>Applied Biosystems</td><td>7000</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;软件：&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>GraphPad Prism</td><td>GraphPad</td><td>Prism 7</td><td></td></tr><tr><td>&lt;strong&gt;动物饲料&lt;/strong&gt;</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>成年大鼠/小鼠全价饲料</td><td>Safe</td><td>UB220610R</td><td></td></tr></tbody></table>

小鼠经皮微创主动脉横缩术诱导左心室肥厚的技术

Technique of Minimally Invasive Transverse Aortic Constriction in Mice for Induction of Left Ventricular Hypertrophy

小鼠横主动脉缩窄术（TAC）是研究压力超负荷诱导左心室肥厚（LVH）及其向心力衰竭进展的最常用外科技术之一。在大多数已报道的研究中，该手术需对动物进行气管插管和机械通气，这使得操作复杂、耗时，并增加了动物的手术负担。本方案旨在描述一种无需气管插管和通气的小鼠微创简化TAC技术。重点强调了该技术的关键步骤，以实现低死亡率并高效诱导左心室肥厚。
雄性C57BL/6小鼠（10周龄，25–30 g，n=60）通过腹腔单次注射氯胺酮和赛拉嗪混合物进行麻醉。在动物自主呼吸状态下，行3–4 mm上段部分胸骨切开术，将穿入结扎辅助装置针眼的6/0丝线从主动脉弓下方穿过，并在钝化的27号针头上方打结。假手术组动物接受相同的外科操作，但不进行主动脉缩窄。该手术诱导左心室肥厚（LVH）的有效性通过心脏重量/体重比值的显著升高得以证实。该比值在术后第3、7、14和28天测定（每组每个时间点n = 6–10）。采用本技术，与假手术组动物相比，TAC组从术后第7天至第28天均观察到LVH。手术相关死亡率和晚期（超过28天）死亡率均极低，均为1.7%。
总之，我们这种经济高效的小鼠微创TAC技术具有极低的术中和术后死亡率，且能高效诱导左心室肥厚（LVH）。该方法简化了手术操作，减轻了动物的负担。只要遵循本方案中描述的关键步骤，即可轻松完成该手术。

手术期及远期存活率 
整个实验系列（TAC 和假手术动物）的手术期存活率非常高，达到 98.3%（60 只中有 59 只存活）。唯一的一例手术期死亡发生在一只计划进行假手术的小鼠，死因为出血并发症。在为期 28 天的观察期内，术后存活率也极为理想，达 98.3%（59 只中有 58 只存活）。唯一的一例远期术后死亡发生于一只 TAC 小鼠，时间为术后第 16 天（D16），可能死因为心脏相关原因。
技术验证 
本研究所采用的技术具有很高的可靠性和可重复性。在所有接受TAC手术的动物组织取材过程中，均证实缝线正确放置于右头臂动脉与左颈总动脉之间。
通过测定术后第3、7、14和28天的心脏重量/体重比值（HW/BW，mg/g）验证该技术诱导左心室肥厚的有效性...

本实验方案的目的是逐步描述小鼠微创横主动脉缩窄（TAC）技术。通过省去常规标准手术中必需的插管和通气步骤，微创TAC简化了手术操作，并减轻了对动物造成的应激负担。

小鼠横断性主动脉缩窄术（TAC）是研究压力负荷性心肌肥厚和心力衰竭最常用的手术方法之一。

本方案的总体目标是在小鼠中建立微创横主动脉缩窄模型。该方法有助于回答在小鼠中实施横主动脉缩窄的关键问题，例如如何在主动脉弓下方创建通道。该技术的主要优点在于操作简单、易于使用，且无需对小鼠进行插管和机械通气。我将与我们的博士后 Simona Nemska 一起演示该操作流程，她将负责术前动物准备和术后监测步骤。在操作当天，剃除麻醉小鼠的颈部和胸部毛发，并用70%乙醇对暴露的皮肤进行消毒。通过脚趾夹捏确认适当的镇静程度后，将动物仰卧位固定在干净的软木工作垫上。接下来，使用11号手术刀片从胸骨上切迹至胸部中段做一条10毫米的纵行正中颈部切口，以暴露胸骨。使用Crile-Wood持针器，穿过一根4-0单丝聚丙烯缝线作为固定缝线，以牵开甲状腺，并将缝线固定于操作垫上。然后将操作垫置于手术显微镜下，用显微外科镊钝性分离气管前肌群，暴露气管。将一对弯头显微外科镊闭合的尖端轻柔地沿气管表面滑动至胸骨后方，小心开合弯头镊，钝性分离胸膜。用直头显微外科镊夹住右侧锁骨上肌群，轻柔向上牵拉胸壁。将骨剪的下端尖部滑入胸骨下方，进行3至4毫米的上部部分胸骨切开术，使小切口胸骨切开的下部略偏向左侧。使用显微外科持针器，从胸骨小切口两侧第二肋间由内向外穿过一根7-0单丝聚丙烯缝线作为固定缝线。用7-0单丝聚丙烯固定缝线将胸骨切口两侧边缘牵开。使用弯头镊子在低倍放大镜下轻轻移开气管前肌肉、纵隔脂肪和胸腺，以暴露主动脉弓。为了暴露主动脉弓下方的软组织，将打结镊子尖端闭合后插入主动脉弓下方，然后轻轻打开镊子。使用第二把打结镊子在主动脉弓下方的软组织中轻轻开合镊子，从而在软组织中形成一个通道。然后将一根6-0丝线穿过结扎辅助装置的孔眼，并用打结钳从右无名动脉和左颈总动脉起始部之间引出，将丝线置于主动脉弓下方。该操作过程中最具挑战性的步骤是将缝线穿过主动脉弓下方。在主动脉弓下方建立通道时若操作足够谨慎，将有助于后续缝线的顺利放置。现在使用直血管钳将一根钝化的27号针头置于主动脉弓旁，再用两把结扎钳将缝线在针头和主动脉之间牢固结扎，结扎位置位于右无名动脉与左颈总动脉之间。缝线固定后，迅速而轻柔地抽出针头，以形成直径0.4毫米的狭窄，实现可重复的横断面65%至70%主动脉缩窄。确认止血后，移除用于撑开胸骨边缘的7-0单丝聚丙烯固定缝线。使用显微外科持针器，将一根6-0单丝聚丙烯缝线从左侧第二肋间隙的外侧穿入内侧，再从右侧第二肋间隙的内侧穿出外侧。使用Crile-Wood持针器，用6-0单丝聚丙烯缝线将胸骨边缘对合。然后使用Crile-Wood持针器，以5-0单丝聚丙烯连续缝合，单层缝合皮肤。然后将动物以俯卧位放回笼中，在保温条件下持续监测直至完全恢复。可通过比较假手术组与实验组动物在术后第3、7、14和28天的心脏重量与体重比值，验证左心室肥厚诱导的效果。与假手术组相比，缩窄组动物自术后第7天起该比值显著升高，并在术后第28天仍持续显著高于对照组。观察到的心脏重量与体重比值的增加完全归因于左心室重量与体重比值的升高，因为在整个观察期间，右心室重量与体重比值在横主动脉缩窄组与假手术组动物之间保持相近。此外，脑钠肽（brain natriuretic peptide）的mRNA表达在左心室中作为心肌肥厚的阳性对照指标，在术后第14天，主动脉缩窄动物显著高于对照假手术动物，进一步验证了该技术的有效性。一旦掌握，若操作得当，该技术可在20分钟内完成。在尝试本操作时，使用与本方案中类似的结扎辅助工具和打结镊子至关重要。该技术建立后，为研究压力超负荷诱导的左心室肥厚的发生机制提供了一种可靠且简化的模型。观看本视频后，您应能够充分掌握如何在小鼠中进行微创横主动脉缩窄手术，尤其重点理解如何穿过主动脉弓下方的操作步骤。请务必注意，在主动脉弓下方建立通道是该手术最关键的步骤，使用结扎辅助工具和结扎钳可显著降低对主动脉弓造成损伤的风险。

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小鼠横主动脉狭窄诱导左心室肥厚的技术研究

小鼠横主动脉缩窄术（TAC）是研究心肌肥厚和心力衰竭发生机制的常用实验模型。本文描述了缩窄主动脉以在小鼠中建立可重复的心肌肥厚程度的操作步骤。...

小鼠横位主动脉缩窄术

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本方案介绍了一种使用可吸收缝线获得短暂性心肌肥厚的改进方法，可模拟在去除压力超负荷后左心室肥厚的减轻过程。该方法对心肌肥厚预处理的相关研究具有重要价值。...

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本方案描述了一种经过改良和简化的微创横主动脉缩窄（TAC）技术，该技术使用自制的牵开器。该手术无需呼吸机或显微镜即可完成，可诱导压力超负荷，最终导致心肌肥厚或心力衰竭。...

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小鼠经皮微创主动脉横缩术诱导左心室肥厚的技术

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