Name: 在体内MRI 对小鼠股骨骨愈合过程中骨折愈伤组织发育的评价 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2017-11-14T15:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 33 s
Description: 学习使用磁共振成像技术在小鼠模型中实时监测骨折愈伤组织发育过程。该方法通过标准化外固定器建立可靠的骨愈合研究模型，为骨再生研究提供重要的纵向评估手段。

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感谢Sevil Essig、Stefanie Schroth、Verena Fischer、Katja Prystaz、Yvonne Hägele和Anne Subgang提供的出色技术支持。同时感谢德国研究基金会（CRC1149，INST40/499-1）和AO创伤基金会德国分部对本研究的资助。

所有动物实验均符合国际实验动物护理与使用法规，并经德国图宾根地区监管机构批准（编号：1250，Regierungspräsidium Tübingen）。所有小鼠以每笼2至5只的密度饲养，维持14小时光照、10小时黑暗的昼夜节律，自由供应水和食物。 随意摄取.
1. 手术材料的准备及小鼠的预处理
<ol>
	<li>对所有手术器械进行灭菌处理。采用120-135 °C的高压灭菌温度，灭菌时间为20-30分钟。</li>
	<li>购买体重在19-35 g之间的C57BL/6小鼠或其他品系小鼠。遵循国家指南规定的动物护理和实验方案，并获得研究者所在机构动物护理与使用委员会的批准。在开始实验前，至少给予7天的适应性饲养期。</li>
	<li>通过饮水方式为所有小鼠提供镇痛药物，术前1天开始，持续至术后第3天。</li>
</ol>
2. 外固定器的手术操作与应用
<ol>
	<li>将小鼠放入预先装有5-7%异氟烷和60 mL/min氧气的诱导管中。待小鼠失去姿势反射后，将其从麻醉诱导管中取出，并通过吸入式面罩维持麻醉，面罩提供1-3%异氟烷和60 mL/min氧气。
	<ol>
		<li>监测麻醉期间的呼吸模式和后肢足底反射。确保呼吸频率约为100次/分钟，且后肢足底反射消失。 
		&#8203;注意：所需气体的量取决于小鼠的年龄、性别、体重和品系。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>手术前，皮下注射单剂量抗生素（克林霉素，45 mg/kg）至小鼠体内。此外，为维持生理液体平衡，皮下注射500 µL生理盐水（0.9% NaCl）作为液体储备。</li>
	<li>为防止角膜干燥，将眼膏涂抹于小鼠眼部。在麻醉和手术过程中，将小鼠置于37 °C加热板上，以维持其生理体温。</li>
	<li>去除右侧后肢的毛发，并用含酒精的消毒剂擦洗手术区域。用无菌手套的一小部分覆盖右侧后爪，以避免污染无菌区域。对右侧后肢进行三次消毒。除手术区域外，用无菌洞巾覆盖整只小鼠。</li>
	<li>用手术刀沿右侧股骨前侧纵向切开皮肤约1厘米。钝性分离 股二头肌 以及 股外侧肌 使用显微剪刀和镊子。剪断肌腱起点&#160;用显微剪刀在股骨大转子处切开一侧，以充分暴露骨的前外侧部分。注意保护坐骨神经。</li>
	<li>将外固定器（轴向刚度为 3 N/mm， 图1A）与股骨平行。使用直径0.45 mm的钻头手动穿透皮质骨钻孔，并将陶瓷固定针插入孔中。先放置最靠近近端的针，然后是最远端的针，最后是中间的两根针。
	<ol>
		<li>确保在安装过程中固定器上无张力、压缩或剪切应力，否则由于固定器松弛，所达到的截骨间隙将不足。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用少量无菌 NaCl 润湿骨骼，以避免锯骨过程中脱水。</li>
	<li>使用0.4 mm吉列钢丝锯在两枚内侧钢针之间的整个骨质上创建0.4 mm的截骨。 
	注意：可选择使用振荡微型锯进行截骨。务必避免锯子产生的金属碎屑进入截骨区域。</li>
	<li>用2 mL无菌氯化钠溶液小心冲洗截骨间隙，以清除两处骨折皮质之间的骨碎片。</li>
	<li>通过使用可吸收缝线进行连续缝合以适应肌肉（参见 材料表）。然后使用间断不可吸收缝线缝合皮肤（参见 材料表为避免咬伤伤口，缝合时不要将缝线置于伤口的头侧部分。 
	注意：不要使用皮肤胶水或皮夹，因为小鼠通常会将其从伤口处移除，导致皮肤进一步损伤。</li>
	<li>用消毒剂清洁手术区域，并将小鼠放回笼中。&#160;监测小鼠并提供充足的热量（例如 直到完全清醒为止。&#160;术后监测小鼠的饮水量、食物摄入量和体重，以确保动物无疼痛和痛苦。通过饮水给予所有小鼠镇痛药物，持续至术后第三天。 
	注意：小鼠可每笼饲养最多四只。</li>
	<li>术后第1至5天监测小鼠的活动情况。在此期间，小鼠应能对术肢负重。若不能，则需将其排除于后续分析之外。</li>
</ol>
3. MRI 检查流程与图像分析
<ol>
	<li>在进行 MRI 扫描之前，按照步骤 2.1 和 2.3 中的方案对小鼠实施麻醉，并维持其呼吸频率在约 100 次/分钟。小心地将小鼠右后肢上的外固定器插入定制的安装装置中（图 1B, C）。
	<ol>
		<li>在此步骤中务必避免固定器发生弯曲或受压，因为这可能干扰骨折愈合。 
		注意：根据动物护理和实验方案，MRI 扫描最早可在术后 3 天进行。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将小鼠置于温度可控的托架上，以便送入 MRI 设备。将安装装置牢固地固定在四通道头部线圈上。</li>
	<li>使用专用的 11.7 T 高场小型动物 MRI 系统采集 MRI 数据。 
	&#8203;注意：MRI 数据采集的几何方向应与股骨对齐，并垂直于螺钉方向。
	<ol>
		<li>采用质子密度脂肪抑制多层 TSE 序列（PD-TSE）进行数据采集，参数如下：回波时间/重复时间 TE = 5.8 ms/TR = 2,500 ms，分辨率 Δr = 52 × 52 × 350 µm³，视野（FOV）= 20 × 20 mm²，带宽 Δω = 150 KHz。</li>
		<li>注意：22 层图像的总采集时间为 36 分钟。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>使用图像分析软件打开所采集的数据。将体素尺寸设为 0.05 × 0.05 × 0.35 mm3。根据信号强度，通过半自动阈值法对骨折愈合组织（骨、软骨、纤维组织/骨髓）中的不同组织进行分割，具体步骤如下：
	<ol>
		<li>点击 &#34;编辑新标签域&#34;，点击 &#34;添加材料&#34;，并将材料重命名为 &#34;愈合组织&#34;。使用 &#34;套索&#34;工具，根据骨膜产生的低信号强度，区分愈合组织区域与周围组织。</li>
		<li>点击 &#34;添加至材料&#34;。点击 &#34;添加材料&#34;，并将材料重命名为 &#34;软骨&#34;。使用 &#34;阈值&#34;工具，并从 &#34;仅选择当前材料&#34;中选择 &#34;愈合组织&#34;，对软骨进行分割。点击 &#34;软骨&#34;，然后点击 &#34;添加至材料&#34;。对 &#34;骨&#34; 和 &#34;骨髓/纤维组织&#34;重复上述步骤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>基于组织分割数据，使用图像分析软件生成骨折股骨的三维重建图像。点击 &#34;生成表面&#34;，在 &#34;平滑类型&#34;中选择 &#34;无&#34;，然后点击 &#34;表面视图&#34;。 
	注意：骨折皮质末端周围出现的极小的高信号区域很可能是由于骨组织向软组织过渡所导致的伪影，这些区域应在后续分析中排除。在骨折愈合的软骨内成骨阶段，骨折愈合组织中部的高信号区域代表软骨组织。在软骨内骨化阶段，远离截骨间隙的骨折愈合组织远端的低信号区域，以及在愈合后期整个骨折愈合组织中信号强度一致的区域，代表新形成的骨性愈合组织。尽管这些区域呈低信号，但成熟骨组织（皮质骨）的信号强度更低。在对骨折愈合组织中的骨组织和软骨组织进行阈值分割后，将剩余组织标记为骨髓和纤维组织。组织分割的信号强度范围如下：骨组织（包括成熟皮质骨、小梁骨和骨性愈合组织）的归一化信号强度范围为 1–3.3（相对于成熟皮质骨），骨髓/纤维组织的范围为 3.4–5.4，软骨性愈合组织的范围为 5.5–6.2。</li>
	<li>如有需要，可在骨折愈合过程中进行纵向重复 MRI 扫描。为监测软骨性愈合组织的发育情况，建议在术后第 10、14 和 21 天对小鼠进行扫描。 
	注意：具体时间点可能根据动物护理和实验方案而调整。</li>
</ol>

<ol><li>Claes, L., Recknagel, S., Ignatius, A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing+under+healthy+and+inflammatory+conditions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing under healthy and inflammatory conditions.</a> Nat Rev Rheumatol. 8 (3), 133-143 (2012).</li>
<li>Einhorn, T. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+cell+and+molecular+biology+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">The cell and molecular biology of fracture healing.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl S7-S21 (1998).</li>
<li>Einhorn, T. A., Gerstenfeld, L. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Fracture+healing%3A+mechanisms+and+interventions%5BTitle%5D)+AND+%22Nat+Rev+Rheumatol%22%5BJournal%5D)">Fracture healing: mechanisms and interventions.</a> Nat Rev Rheumatol. 11 (1), 45-54 (2015).</li>
<li>Augat, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Local+tissue+properties+in+bone+healing%3A+influence+of+size+and+stability+of+the+osteotomy+gap%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Local tissue properties in bone healing: influence of size and stability of the osteotomy gap.</a> J Orthop Res. 16 (4), 475-481 (1998).</li>
<li>Claes, L. E., Heigele, C. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Magnitudes+of+local+stress+and+strain+along+bony+surfaces+predict+the+course+and+type+of+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Biomech%22%5BJournal%5D)">Magnitudes of local stress and strain along bony surfaces predict the course and type of fracture healing.</a> J Biomech. 32 (3), 255-266 (1999).</li>
<li>Claes, L. E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Effects+of+mechanical+factors+on+the+fracture+healing+process%5BTitle%5D)+AND+%22Clin+Orthop+Relat+Res%22%5BJournal%5D)">Effects of mechanical factors on the fracture healing process.</a> Clin Orthop Relat Res. (355), Suppl 132-147 (1998).</li>
<li>Hu, D. P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Cartilage+to+bone+transformation+during+fracture+healing+is+coordinated+by+the+invading+vasculature+and+induction+of+the+core+pluripotency+genes%5BTitle%5D)+AND+%22Development%22%5BJournal%5D)">Cartilage to bone transformation during fracture healing is coordinated by the invading vasculature and induction of the core pluripotency genes.</a> Development. 144 (2), 221-234 (2017).</li>
<li>Hankenson, K. D., Zimmerman, G., Marcucio, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Biological+perspectives+of+delayed+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">Biological perspectives of delayed fracture healing.</a> Injury. 45, Suppl 2 8-15 (2014).</li>
<li>Meyer, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Age+and+ovariectomy+impair+both+the+normalization+of+mechanical+properties+and+the+accretion+of+mineral+by+the+fracture+callus+in+rats%5BTitle%5D)+AND+%22J+Orthop+Res%22%5BJournal%5D)">Age and ovariectomy impair both the normalization of mechanical properties and the accretion of mineral by the fracture callus in rats.</a> J Orthop Res. 19 (3), 428-435 (2001).</li>
<li>Nikolaou, V. S., Efstathopoulos, N., Kontakis, G., Kanakaris, N. K., Giannoudis, P. V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+influence+of+osteoporosis+in+femoral+fracture+healing+time%5BTitle%5D)+AND+%22Injury%22%5BJournal%5D)">The influence of osteoporosis in femoral fracture healing time.</a> Injury. 40 (6), 663-668 (2009).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., Kovtun, A., Rapp, A. E., Ignatius, A. <a target="_blank" href="https://link.springer.com/article/10.1007/s40610-016-0037-3">Mouse Models in Bone Fracture Healing Research.</a> Current Molecular Biology Reports. 2 (2), 101-111 (2016).</li>
<li>Garcia, P., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+animal+models+of+delayed+bone+healing+and+non-union+formation%3A+a+comprehensive+review%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Cell+Mater%22%5BJournal%5D)">Rodent animal models of delayed bone healing and non-union formation: a comprehensive review.</a> Eur Cell Mater. 26, 1-14 (2013).</li>
<li>Histing, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Small+animal+bone+healing+models%3A+standards%2C+tips%2C+and+pitfalls+results+of+a+consensus+meeting%5BTitle%5D)+AND+%22Bone%22%5BJournal%5D)">Small animal bone healing models: standards, tips, and pitfalls results of a consensus meeting.</a> Bone. 49 (4), 591-599 (2011).</li>
<li>Zachos, T. A., Bertone, A. L., Wassenaar, P. A., Weisbrode, S. E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Rodent+models+for+the+study+of+articular+fracture+healing%5BTitle%5D)+AND+%22J+Invest+Surg%22%5BJournal%5D)">Rodent models for the study of articular fracture healing.</a> J Invest Surg. 20 (2), 87-95 (2007).</li>
<li>Taha, M. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Assessment+of+the+efficacy+of+MRI+for+detection+of+changes+in+bone+morphology+in+a+mouse+model+of+bone+injury%5BTitle%5D)+AND+%22J+Magn+Reson+Imaging%22%5BJournal%5D)">Assessment of the efficacy of MRI for detection of changes in bone morphology in a mouse model of bone injury.</a> J Magn Reson Imaging. 38 (1), 231-237 (2013).</li>
<li>Haffner-Luntzer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+high-resolution+In+Vivo+MRI+for+longitudinal+analysis+of+endochondral+fracture+healing+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Evaluation of high-resolution In Vivo MRI for longitudinal analysis of endochondral fracture healing in mice.</a> PLoS One. 12 (3), 0174283(2017).</li>
<li>Beckmann, N., Falk, R., Zurbrugg, S., Dawson, J., Engelhardt, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Macrophage+infiltration+into+the+rat+knee+detected+by+MRI+in+a+model+of+antigen-induced+arthritis%5BTitle%5D)+AND+%22Magn+Reson+Med%22%5BJournal%5D)">Macrophage infiltration into the rat knee detected by MRI in a model of antigen-induced arthritis.</a> Magn Reson Med. 49 (6), 1047-1055 (2003).</li>
<li>Al Faraj,, Shaik A, S. ultana, Pureza, A., A, M., Alnafea, M., Halwani, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Preferential+macrophage+recruitment+and+polarization+in+LPS-induced+animal+model+for+COPD%3A+noninvasive+tracking+using+MRI%5BTitle%5D)+AND+%22PLoS+One%22%5BJournal%5D)">Preferential macrophage recruitment and polarization in LPS-induced animal model for COPD: noninvasive tracking using MRI.</a> PLoS One. 9 (3), 90829(2014).</li>
<li>Rolle, A. M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((ImmunoPET%2FMR+imaging+allows+specific+detection+of+Aspergillus+fumigatus+lung+infection+in+vivo%5BTitle%5D)+AND+%22Proc+Natl+Acad+Sci+U+S+A%22%5BJournal%5D)">ImmunoPET/MR imaging allows specific detection of Aspergillus fumigatus lung infection in vivo.</a> Proc Natl Acad Sci U S A. 113 (8), 1026-1033 (2016).</li>
<li>Niemeyer, M., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Non-invasive+tracking+of+human+haemopoietic+CD34%28%2B%29+stem+cells+in+vivo+in+immunodeficient+mice+by+using+magnetic+resonance+imaging%5BTitle%5D)+AND+%22Eur+Radiol%22%5BJournal%5D)">Non-invasive tracking of human haemopoietic CD34(+) stem cells in vivo in immunodeficient mice by using magnetic resonance imaging.</a> Eur Radiol. 20 (9), 2184-2193 (2010).</li>
</ol>

作者 Romano Matthys 是瑞士达沃斯 RISystem AG 公司的员工，该公司生产本文所使用的植入物及植入物专用器械。其他所有作者均无竞争性经济利益。

修改与故障排除：
本研究的主要目的是描述一种在小鼠股骨截骨术中使用磁共振成像兼容的外固定架的实验方案，该方案能够在软骨内骨折愈合过程中纵向监测骨痂组织的发育情况。自行设计的外固定架植入用安装装置可确保在多次扫描过程中保持标准化的位置。半自动组织分割技术可用于分析骨折骨痂中纤维组织、软骨组织和骨组织的含量。此外，磁共振图像的三维重建可实现对每只小鼠软骨内骨折愈合过程的可视化观察。
方案中的关键步骤：
使用磁共振成像兼容的外固定架进行手术时，最关键的步骤包括：（1）手术过程中避免损伤坐骨神经，否则小鼠在截骨术后5天内将无法负重，必须从后续分析中剔除。（2）安装固定架时避免对固定架施加张力、压力或剪切应力，否则截骨间隙将无法保持标准化的大小和形状。此外，务必确保固定架与股骨的长轴平行，以实现截骨端的稳定固定。（3）若使用吉列丝锯，应避免产生金属碎屑，因为这些碎屑会干扰磁共振成像扫描过程。
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继发性骨折愈合是最常见的骨愈合形式，该过程复杂，模拟了胚胎软骨内成骨的某些特定方面。1,2,3早期骨折血肿主要由免疫细胞、肉芽组织和纤维组织构成。骨折间隙的低氧张力和高生物力学应变会抑制成骨细胞的分化，但可促进前体细胞向软骨细胞分化。4,5,6这些细胞在损伤部位开始增殖，形成软骨样基质，为骨折骨提供初步稳定性。在骨痂成熟过程中，软骨细胞逐渐肥大，发生凋亡或转分化为成骨细胞。在软骨向骨组织过渡区域发生新生血管化，使氧浓度升高，从而促进骨组织的形成。7骨折间隙骨性桥接后，生物力学稳定性增强，随后破骨细胞对外部骨痂进行重塑，以恢复生理性骨轮廓与结构3因此，骨折愈合组织中纤维性、软骨性和骨性组织的含量为骨愈合过程提供了重要信息。在人类和小鼠中，愈合障碍或延迟愈合均会通过愈合组织发育的改变而显现。8,9,10,11. 可用 体内 在使用小型动物的临床前骨折愈合研究中，纵向监测骨痂组织发育的技术包括数字化放射成像和µCT成像12,13然而，这两种技术仅能区分矿化组织与非矿化组织。相比之下，磁共振成像（MRI）具有优异的软组织对比度，因此可能能够识别骨折愈合过程中形成的软组织和软骨。
既往研究显示，死后 MRI 在小鼠关节骨折模型中14，以及活体 MRI 在小鼠膜内骨缺损愈合过程中的应用均具有良好的前景15。然而，这两项研究均指出其空间分辨率和组织对比度存在局限性。我们此前已证实，高分辨率活体 MRI 可用于纵向评估小鼠软骨内骨折愈合过程中软性骨痂的形成16。本文中，我们报道了一种在小鼠股骨截骨术中使用磁共振兼容的外固定器以纵向监测骨痂组织发育的实验方案。自行设计的外固定器安装装置可确保在多次扫描过程中保持标准化的固定位置。

<table><tbody><tr><td>麻醉管</td><td>FMI, Seeheim, Germany</td><td>ZUA-82-ANA-TUB-Mouse</td><td></td></tr><tr><td>麻醉机&amp;nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Germany</td><td>ZUA-82-GME-MA</td><td></td></tr><tr><td>动脉钳&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BH104R</td><td></td></tr><tr><td>高压灭菌器</td><td>Systec, Wettenberg, Germany</td><td>DX-150</td><td></td></tr><tr><td>高压灭菌包装材料</td><td>Stericlin, Feuchtwangen, Germany</td><td>2301-04/06/10/12/16</td><td></td></tr><tr><td>Avizo 软件</td><td>FEI, Burlington, USA</td><td>-</td><td>版本 8.0.1</td></tr><tr><td>BioSpec 117/16 磁共振成像系统</td><td>Bruker Biospin, Ettlingen, Germany</td><td>117/16</td><td></td></tr><tr><td>动脉瘤夹&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BH 021R</td><td></td></tr><tr><td>碳钢手术刀片 11/15 号</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BA211/215</td><td></td></tr><tr><td>陶瓷固定针 0.45 mm&amp;nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Switzerland</td><td>HS691490</td><td></td></tr><tr><td>克林霉素 (300 mg / 2ml)</td><td>Ratiopharm, Ulm, Germany</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>敷料钳 115 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BD210R</td><td></td></tr><tr><td>敷料钳 130 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BD025R</td><td></td></tr><tr><td>涂层钻头 0.45 mm&amp;nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Switzerland</td><td>HS820420</td><td></td></tr><tr><td>防滑持针器 125 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BM024R</td><td></td></tr><tr><td>手术铺巾 Foliodrape&amp;nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Germany</td><td>2513026</td><td></td></tr><tr><td>Frekaderm</td><td>Fresenius, Bad Homburg, Germany</td><td>4928211</td><td></td></tr><tr><td>吉列锯 0.44 mm&amp;nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Switzerland</td><td>RIS.590.110.25</td><td></td></tr><tr><td>手动钻</td><td>RISystem, Davos, Switzerland</td><td>RIS.390.130-01</td><td></td></tr><tr><td>加热板&amp;nbsp;</td><td>FMI, Seeheim, Germany</td><td>IOW-3704</td><td></td></tr><tr><td>Hygonorm 手套&amp;nbsp;</td><td>Hygi, Telgte, Germany</td><td>2706</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Abbot, London, UK</td><td>Forene</td><td></td></tr><tr><td>显微镊 155 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BD343R</td><td></td></tr><tr><td>显微剪 120 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>FD013R</td><td></td></tr><tr><td>小鼠固定针 FixEx L 0.7 mm&amp;nbsp;</td><td>RISystem, Davos, Switzerland</td><td>RIS.611.300-10</td><td></td></tr><tr><td>钻头用针套&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BL911R</td><td></td></tr><tr><td>持针器</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BB078R</td><td></td></tr><tr><td>Octenisept</td><td>Sch&amp;uuml;lke, Norderstedt, Germany</td><td>121403</td><td></td></tr><tr><td>Osirix 软件</td><td>Pixmeo SARL, Bernex, Switzerland</td><td>-</td><td>版本 4.0</td></tr><tr><td>医用级氧气</td><td>MTI, Ulm, Germany</td><td>-</td><td></td></tr><tr><td>Resolon 5/0</td><td>Resorba, N&amp;uuml;rnberg, Germany</td><td>88143</td><td></td></tr><tr><td>0.9% 生理盐水</td><td>Braun, Melsungen, Germany</td><td>3570350</td><td></td></tr><tr><td>手术刀柄 125 mm</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BB073R</td><td></td></tr><tr><td>剪刀 150 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BC006R</td><td></td></tr><tr><td>高压灭菌包装封口机&amp;nbsp;</td><td>Hawo GmbH, Obrigheim, Germany</td><td>HM500</td><td></td></tr><tr><td>Sterican 27 G&amp;nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germany</td><td>4657705</td><td></td></tr><tr><td>无菌手术刀片 11/15 号&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>BB511/515</td><td></td></tr><tr><td>外科手套&amp;nbsp;</td><td>Hartmann, Heidenheim, Germany</td><td>Peha-micron 9425712</td><td></td></tr><tr><td>手术无影灯&amp;nbsp;</td><td>Maquet SA, Ardon, France</td><td>Blue line 80</td><td></td></tr><tr><td>5 ml 注射器&amp;nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germany</td><td>Injekt 4606051V</td><td></td></tr><tr><td>组织镊 80 mm&amp;nbsp;</td><td>Aesculap, Tuttlingen, Germany</td><td>OC091R</td><td></td></tr><tr><td>曲马多 25 mg/l</td><td>Gr&amp;uuml;nenthal, Aachen, Germany</td><td>100mg/ml</td><td></td></tr><tr><td>Vasofix 安全型留置针&amp;nbsp;</td><td>Braun, Melsungen, Germany</td><td>4268113S-01</td><td></td></tr><tr><td>Vicryl 5-0&amp;nbsp;</td><td>Ethicon, Norderstedt, Germany</td><td>V30371</td><td></td></tr><tr><td>Visdisic 眼膏&amp;nbsp;</td><td>Bausch &amp; Lomb, Berlin, Germany</td><td>3099559</td><td></td></tr></tbody></table>

体内评估小鼠股骨骨折愈合过程中骨痂发育：采用一种适用于小鼠股骨的磁共振成像兼容骨固定装置

In Vivo Evaluation of Fracture Callus Development During Bone Healing in Mice Using an MRI-compatible Osteosynthesis Device for the Mouse Femur

软骨内骨折愈合是一个复杂的过程，涉及骨折愈合组织中纤维组织、软骨组织和骨组织的形成。愈合组织中不同类型组织的含量为评估骨折愈合进程提供了重要信息。在使用小型动物开展的临床前骨折愈合研究中，目前可用于纵向监测愈合组织发育的体内技术包括数字化放射成像和微计算机断层扫描（µCT）成像。然而，这两种技术仅能区分矿化组织与非矿化组织，因此无法将软骨组织与纤维组织区分开来。相比之下，磁共振成像（MRI）基于组织的含水量来显示解剖结构，因而可能能够无创地识别骨折愈合组织中的软组织和软骨组织。本文报道了一种适用于小鼠股骨的MRI兼容外固定装置，可用于小鼠骨再生过程中的MRI扫描。实验结果表明，该固定装置与定制的安装装置可实现重复性MRI扫描，从而能够对骨折愈合组织的组织发育进行纵向分析。

首先，可通过分析 MRI 扫描图像来确认手术是否成功（见图2示例）。四根钢钉应均位于股骨干中段。截骨间隙的大小应在 0.3–0.5 mm 之间。如果截骨间隙大小与上述数值差异较大，则应将该小鼠排除在后续分析之外。
其次，在同一动物体内对骨折愈合过程中进行的纵向扫描可提供有关骨痂组织发育的信息。若小鼠在术后第10、14和21天进行扫描（见图3示例），软骨组织在第10天（软骨相对面积 = 30.8%）和第14天（软骨相对面积 = 29.0%）可见于骨折骨痂中央区域，并持续减少至第21天（软骨相对面积 = 10.5%）（图3）。骨组织在第10天可见于骨痂周边区域（骨组织相对面积 = 7.2%），至第14天增加（骨组织相对面积 = 15.6%），至第21天形成骨性连接（骨组织相对面积...

在软骨内骨愈合过程中，评估骨折愈合组织中组织发育情况对于监测愈合进程至关重要。本文报道了一种适用于小鼠股骨的磁共振成像（MRI）兼容外固定装置，可在小鼠骨再生过程中实现MRI扫描。

软骨内骨折愈合是一个复杂的过程，涉及骨折愈合组织中纤维组织、软骨组织和骨组织的形成。

该技术的总体目标是利用磁共振成像（MRI）对小鼠骨折愈合过程中骨痂的纵向发育进行评估。该方法有助于回答骨愈合领域中的关键问题，例如在不同小鼠模型中骨折骨痂随时间的发育过程。该技术的主要优势在于能够实时、在体动态监测骨折骨痂的发育情况，同时所使用的外固定装置可提供高度标准化的骨折愈合模型。小动物影像学核心设施的技术员 Anne Subgang 将演示磁共振成像（MRI）操作流程。开始操作前，通过脚趾夹捏无反应确认小鼠已达到适当的镇静水平，并皮下注射单剂量抗生素，同时以两份各 250 µL 的 0.9% 氯化钠溶液作为液体储库。将眼膏涂抹于动物眼睛上，并将小鼠置于 37°C 的加热垫上。去除右后肢的毛发，并用含酒精的消毒剂擦洗手术区域。将无菌手术巾覆盖在动物体上，暴露手术区域，并用无菌手套的一小块覆盖右后脚掌。再用消毒剂对手术区域进行三次擦洗。然后，使用经高压灭菌的手术刀，在右侧股骨内侧沿纵轴做一条约一厘米长的皮肤切口，并用显微剪刀和镊子钝性分离股二头肌与股外侧肌。切断股骨转子处的肌腱止点，以充分暴露骨的前外侧部分，注意保护坐骨神经，将外固定器平行于股骨放置。使用0.45毫米钻头，手动钻透皮质骨，形成钻孔。从最靠近和最远端开始，将陶瓷固定针插入孔中。当所有固定针都放置完毕后，用少量无菌生理盐水湿润骨骼，并使用0.4毫米的Gigli钢丝锯在两枚内侧固定针之间的骨头上进行0.4毫米的截骨。小心地用两毫升无菌生理盐水冲洗截骨间隙，以清除两层骨折皮质之间的任何骨屑，然后使用连续可吸收缝线缝合肌肉，再用间断不可吸收缝线缝合皮肤。然后，用消毒剂清洁手术区域，并将小鼠放回笼中，密切监测直至完全恢复。术后最早在第三天，将外固定器小心插入定制的安装装置中，并将麻醉后的小鼠置于温控孵育架上，准备进入MRI设备。将外固定器牢固地连接至四通道头部线圈的安装装置上，使用一台工作磁场为11.7特斯拉的专用高场小型动物MRI系统，对骨折部位应用质子密度加权脂肪抑制多层快速自旋回波序列扫描。当所有图像采集完成后，在相应的图像分析软件中打开数据，并将体素尺寸设置为 0.05 × 0.05 × 0.35 立方毫米。为了基于信号强度通过半自动阈值法对骨折愈合组织中的不同组织进行分割，首先点击“编辑新标签”字段，然后点击“添加材料”。将该材料重命名为“callus”，并使用套索工具根据骨膜产生的低信号强度，将愈合组织区域与周围组织区分开来。单击“添加至材料”，然后单击“添加材料”并将材料重命名为软骨。使用阈值工具对软骨进行分割，并从骨痂中仅选择当前材料。然后，单击软骨并添加至材料。当所有组织均完成分割后，单击“生成表面”，平滑类型选择“无”，然后单击“表面视图”，以基于组织分割数据生成股骨骨折部位的三维重建图像。通过磁共振成像（MRI）扫描确认手术成功，图像应显示四根钢针均位于股骨干中段，且截骨间隙在0.3至0.5毫米之间。术后第10天，在骨折愈合过程中进行的纵向扫描评估显示，骨折骨痂中央区域出现软骨组织，而周边区域则形成骨组织。软骨和骨组织均持续增加至第14天。随后软骨组织逐渐减少，至第21天时可观察到骨性连接的形成。在对骨折愈合组织中的不同成分进行如上所述的分割后，可生成完整的三维股骨扫描图像，其中成熟皮质骨呈灰色，陶瓷标记针呈黄色，愈合组织中的软组织呈绿色，软骨组织呈红色，骨性组织呈紫色。观看本视频后，您应能够充分掌握如何在小鼠股骨上安装外固定架以建立股骨截骨模型，以及如何将小鼠置入磁共振成像（MRI）设备中以确保标准化的扫描体位。一旦熟练掌握，正确操作时可在20至30分钟内完成外固定架的安装和截骨技术。

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