Name: 小鼠腹膜透析模型导管置入及5/6 切除术的手术技术 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-07-19T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 11 s
Description: 学习小鼠腹膜透析模型中导管置入及5/6肾切除术的手术技术，用于研究尿毒症状态下腹膜与全身对液体暴露的反应。该方法支持长期大量腹腔注射，并可利用基因修饰小鼠探索腹膜损伤的分子机制。

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作者感谢 E. Ferrantelli 和 G. Liappas 在建立五分之六肾切除术方案过程中提供的支持，感谢 R. Sánchez-Díaz 和 P感谢M. Martín在尿素氮评估方面的协助，以及E. Hevia和F. Núñez在小鼠饲养方面的帮助。本研究得到了西班牙科学与创新部项目基金SAF2016-80648R的资助。 &#34;经济与竞争力部&#34;欧洲区域发展基金（MINECO/FEDER）资助 Manuel López-Cabrera 以及项目编号 PI 15/00598&#160;由阿贝尔·阿吉莱拉（Abelardo Aguilera）获得的西班牙卫生研究所（Fondo de Investigaciones Sanitarias, FIS）-欧洲区域发展基金（FEDER）资助。

本文所述所有方法均已获得西班牙马德里分子生物学中心塞韦罗·奥乔亚机构动物护理与使用委员会的批准。
注意：使用12至14周龄、实验开始时体重约为20 g的C57BL/6J雌性小鼠。所有动物均饲养在标准条件下，自由摄食和饮水。ad libitum。每日检查健康状况。&#160;所需材料，如手套、手术巾、导管、缝合线和针头，均应无菌。
1. 放置导管
注意：如果不切除肾脏，肾脏将保持完全功能，因此不会考虑尿毒症的影响，从而可以单独研究腹膜透析液（PDF）暴露的作用。手术操作包括仅将导管的远端插入腹腔，并将通路端口放置在动物背部，以便进行通路访问。导管置入步骤如下：
<ol>
	<li>将小鼠放入诱导室，使用4%异氟烷和氧气进行麻醉，气体流速为0.4 L/min，直至小鼠失去翻正反射。
	<ol>
		<li>通过连接麻醉装置的鼻罩管，以0.3 L/min的流速给予2%异氟烷和100%氧气维持麻醉状态。通过评估肌肉张力和对刺激的反应来确认麻醉效果。</li>
		<li>在整个过程中监测呼吸频率和深度。使用兽用眼膏涂抹眼睛，防止麻醉期间角膜干燥。建议在层流柜中进行操作，以确保手术期间维持无菌条件。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>剃除小鼠右侧 flank 及背部的毛发，以便进行手术，并在清洁区域后续通过输注端口注射液体。将动物置于手术台上，左侧卧位，下方配备温控系统，以确保其体温不会下降。</li>
	<li>使用1%葡萄糖酸氯己定溶液对操作区域进行消毒。用钝头剪刀在小鼠右侧 flank 的皮肤上做一个约0.5 cm的小切口，并借助剪刀小心地将皮肤层与下方肌肉层分离，使整个背部区域充分游离，以便后续顺利置入输注端口。请参考图1查看本操作所需材料。</li>
	<li>在肌肉层上做一个直径约1 mm的小切口，插入导管尖端及第一个塑料环。此操作引起的腹膜损伤极小。</li>
	<li>使用5.0或6.0不可吸收缝线将腹膜壁紧密缝合于导管周围。一个塑料环位于腹膜腔内，另一个位于肌肉与皮肤之间。由此固定导管，防止液体渗漏至皮下间隙。</li>
	<li>将输注端口插入皮下空间并向小鼠尾部方向推进，不要将其固定在皮肤上的特定位置，以免引起瘙痒，导致动物抓挠甚至咬伤自身皮肤。</li>
	<li>使用5.0或6.0不可吸收缝线闭合皮肤切口。停止吸入麻醉，让动物恢复意识。在小鼠恢复足够意识、能够维持胸卧位之前，不得无人看护。完全恢复后，可将小鼠放回与其他动物同笼饲养。 
	注意：术后恢复4至7天后即可开始实验。</li>
	<li>手术当天，将3 mL布洛芬（20 mg/mL）溶于250 mL饮用水中，为小鼠提供镇痛。</li>
	<li>术后期间每日检查动物健康状况，观察皮肤是否有红肿、毛发竖立或伤口等异常表现。</li>
	<li>注射液体时，一手抓住小鼠尾巴（无需麻醉），另一手固定输注端口，同时用另一手持针。注射前使用1%葡萄糖酸氯己定溶液对局部皮肤消毒。建议使用特殊针头（Huber针），其斜面设计可分开而非刺穿输注端口的硅胶隔膜（图1A）。连续40天每日注射两次，足以观察到腹膜的改变（图3）。</li>
	<li>实验结束后，采用二氧化碳窒息或颈椎脱臼法对小鼠实施安乐死。</li>
</ol>
2. 进行5/6肾切除术并置入导管
注意：为了更好地模拟帕金森病（PD）患者的状况，可以进行5/6肾切除术，仅保留残余肾功能。在此情况下，应在手术开始前至少一天、治疗中期以及动物处死时，通过面部静脉穿刺采集250 μL血液，获取血清样本以分析尿素水平。手术操作最好在生物安全柜中进行，以确保手术过程中维持无菌条件。
<ol>
	<li>使用异氟烷按照步骤1.1的方法对小鼠进行麻醉。</li>
	<li>皮下注射布托啡诺（Buprenorphine）0.1 mg/kg，为动物提供镇痛，注射部位为颈部&#160;通过将3 ml布洛芬（20 mg/ml）溶于250 ml饮用水中，用于手术前一日及手术当日。</li>
	<li>剃除动物体侧和背部的毛发，以便进行手术操作，并在清洁区域通过接入端口后续注射液体。</li>
	<li>在左侧肋骨附近皮肤处做一个约0.5 cm的切口，以直接暴露左肾。</li>
	<li>在肌肉上做一个小切口，将左肾从腹膜腔中取出，剥离包膜并切除肾上腺。剥离包膜有助于更好地将肾脏固定在腹膜腔外。</li>
	<li>使用电灼器烧灼并切除肾脏的两端极（参见 图1 所需材料）。</li>
	<li>将肾脏重新放回腹腔，并使用不溶性5.0或6.0缝线缝合肌肉层和皮肤切口。</li>
	<li>次日，完全切除右侧肾脏，并通过与肾脏切除相同的切口插入导管。手术前，再次使用异氟烷麻醉小鼠，并在皮下注射0.1 mg/kg的丁丙诺啡。&#160;手术前一天及手术当天，将3 ml布洛芬（20 mg/ml）溶于250 ml饮用水中。</li>
	<li>在皮肤上做一个约0.5 cm的切口，借助剪刀将动物背部皮肤与肌肉分离，以打开放置接入端口的空间。</li>
	<li>在肌肉上做一约0.3–0.4 cm的切口，将右肾从腹膜腔中取出。</li>
	<li>去除包膜和肾上腺，以更好地暴露肾脏。结扎&#160;用不可吸收的5.0或6.0缝线结扎肾静脉、肾动脉和输尿管，并完全切除肾脏。</li>
	<li>缝合腹膜肌层切口，将导管末端置入，使肌肉位于两个塑料环之间，具体操作如前所述（步骤1.5）。</li>
	<li>将通路装置置入皮下间隙，并按照步骤1.6和1.7所述缝合皮肤。 
	注意：小鼠在这些手术后应至少休息10天，以确保腹膜肌肉处的伤口完全愈合，避免注射液体时渗漏至皮下间隙。按照步骤1.10的方法注射液体。</li>
	<li>实验结束时，采用二氧化碳窒息法或颈椎脱位法对动物实施安乐死。</li>
</ol>

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<li>Liappas, G., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Nebivolol%2C+a+beta1-adrenergic+blocker%2C+protects+from+peritoneal+membrane+damage+induced+during+peritoneal+dialysis%5BTitle%5D)+AND+%22Oncotarget%22%5BJournal%5D)">Nebivolol, a beta1-adrenergic blocker, protects from peritoneal membrane damage induced during peritoneal dialysis.</a> Oncotarget. 7 (21), 30133-30146 (2016).</li>
<li>Ferrantelli, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+Novel+Mouse+Model+of+Peritoneal+Dialysis%3A+Combination+of+Uraemia+and+Long-Term+Exposure+to+PD+Fluid%5BTitle%5D)+AND+%22Biomed+Research+International%22%5BJournal%5D)">A Novel Mouse Model of Peritoneal Dialysis: Combination of Uraemia and Long-Term Exposure to PD Fluid.</a> Biomed Research International. 2015, 106902(2015).</li>
<li>Altmann, C., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Early+peritoneal+dialysis+reduces+lung+inflammation+in+mice+with+ischemic+acute+kidney+injury%5BTitle%5D)+AND+%22Kidney+International%22%5BJournal%5D)">Early peritoneal dialysis reduces lung inflammation in mice with ischemic acute kidney injury.</a> Kidney International. 92 (2), 365-376 (2017).</li>
<li>Peters, T., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mouse+model+of+foreign+body+reaction+that+alters+the+submesothelium+and+transperitoneal+transport%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology-Renal+Physiology%22%5BJournal%5D)">Mouse model of foreign body reaction that alters the submesothelium and transperitoneal transport.</a> American Journal of Physiology-Renal Physiology. 300 (1), F283-F289 (2011).</li>
<li>Flessner, M. F., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Peritoneal+changes+after+exposure+to+sterile+solutions+by+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+the+American+Society+of+Nephrology%22%5BJournal%5D)">Peritoneal changes after exposure to sterile solutions by catheter.</a> Journal of the American Society of Nephrology. 18 (8), 2294-2302 (2007).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

2009年首次发表了采用&#34;封闭系统&#34;技术分析腹膜透析（PD）改变的研究数据29。该封闭系统是指整个装置均置于体内，通过穿刺导入口的针头注入液体。在通过导管进行长期动物模型液体输注时，最主要的技术问题是发生阻塞。可能的解决方案包括行大网膜切除术或在透析液（PDFs）中添加肝素，以减少腹膜粘连。然而，大网膜具有防御器官的作用，而肝素除了抗凝作用外，还会影响炎症细胞活性、血管生成、细胞外基质合成以及细胞增殖等过程。2009年发表的原始装置设计随后得到改进，通过减小导入口的尺寸并调整导管直径，以促进液体排出，从而克服上述问题。
动物模型对于分析多种疾病的演变过程，以及评估针对疾病相关通路所采取干预措施的可行性和潜在疗效至关重要。腹腔液体输注小鼠模型可用于研究多种病理状态，也有助于药物疗法的开发。该模型为药物的长期灌注提供了优良的技术手段；因此，我们预期其可能有助于改善多种疾病患者的生存质量。
进行这些实验时应考虑两个问题。第一个问题是，液体被注入腹腔后并未像腹膜透析（PD...

肾功能与肾脏疾病
肾脏是参与机体稳态、血液过滤和激素生成的重要器官。多种疾病可导致肾功能衰竭，进而引发尿毒症。尿毒症被定义为因肾功能障碍导致血液中有毒代谢产物蓄积而引起的一组全身性症状1。此外，当肾功能衰竭影响机体稳态调节能力时，可能因容量负荷过重而引发高血压，而高血压本身亦具有危险性，可进一步导致心力衰竭1。当肾脏功能下降至正常水平的10%-15%以下时，患者必须接受以下治疗方式之一：血液透析、腹膜透析（PD）或肾移植。
腹膜透析（PD）是一种颇具吸引力的治疗选择，可让患者在家中或几乎任何地点舒适地持续接受治疗，从而避免频繁前往医院就诊和住院。PD技术通过向腹腔内灌注渗透性液体（腹膜透析液，PDF），清除体内产生的小分子毒素和多余水分2。这种灌注可形成必要的渗透梯度，促使腹膜毛细血管与PDF之间进行溶质和水分的交换，该过程称为超滤（UF）。
腹膜透析引起的腹膜损伤
腹膜腔由一层腹膜（PM）覆盖，该腹膜由单层间皮细胞及其下方的基质构成，其中还含有少量血管、成纤维细胞、巨噬细胞及其他细胞群体。遗憾的是，在腹膜透析（PD）治疗过程中，腹膜总会发生一定程度的改变，包括间皮细胞凋亡与丢失、间皮细胞的间充质转分化（MMT）及内皮细胞的内皮-间充质转分化（end-MT）、炎性细胞与成纤维细胞的募集、血管结构改变、血管新生、淋巴管生成和/或纤维化3,4,5,6,7,8,9。这些改变可导致超滤功能丧失10，从而无法继续进行透析治疗，患者必须转为其他替代疗法（如血液透析或肾移植）以维持生命。因此，对于这些患者而言，延缓或控制腹膜结构改变的发展至关重要。
人们推测，仅尿毒症本身可能引发炎症11，但最重要的局部因素是腹膜透析液（PDF）的生物不相容性。大多数PDF使用葡萄糖作为渗透剂，而葡萄糖可诱发炎症。由于PDF的储存时间和灭菌过程，葡萄糖会发生降解反应，产生新的反应产物，从而引发更严重的炎症、间皮细胞转分化（MMT）和细胞凋亡12,13。此外，灌注方式还可能导致机械性损伤。所有这些因素持续作用，可能引发持久且反复的炎症状态，导致慢性炎症，进而引起腹膜膜结构退化，最终导致超滤（UF）功能衰竭。如何减轻或避免此类损伤，目前仍是研究课题。
病变发展的分析：从人体样本到动物模型
由于获取组织样本困难，使用人体活检样本存在局限性。这些样本只能通过因导管功能障碍或移植而进行的手术获得，通常是在腹膜透析（PD）治疗数年后。这种方法适用于分析腹膜在接触腹透液（PDF）后发生的病理改变，但不足以研究该过程的发展动态。另一种方法是分析从透析流出液中收集的细胞，但这仍无法提供完整的病理生理图景。将这两种技术结合起来的研究仅能在动物模型中实现。哺乳动物的腹膜结构相似，因此存在多种不同动物物种的模型。目前已有一些基于绵羊（Rodela et al.14 和 Barrell et al.15）和兔16,17 的研究模型；然而，小型动物更受青睐，因其饲养和维护更为方便，且成本较低。使用大鼠18,19,20,21,22,23,24 模型可在较短时间内观察到形态功能的改变，因此已成为研究多种问题的非常有用的模型，例如抗纤维化药物（如骨形态发生蛋白-7，BMP-7）25 以及肾素-血管紧张素系统（RAS）靶向干预的效果26,27,28。
然而，小鼠模型已成为一种优于其他模型的理想选择。其中最引人注目的优势在于可利用基因修饰小鼠研究腹膜损伤的分子与细胞机制。事实上，小鼠常被用于多种疾病的分析，因为存在大量具有不同且明确遗传背景的小鼠品系。其他优势还包括饲养所需空间较小、实验成本较低（源于动物体型较小）、操作方便、试剂易于获取，以及随着小鼠在科研中被最广泛地使用，有关不同小鼠品系的可用信息日益丰富。
一种基于小鼠并采用植入装置的模型是最近建立的腹膜透析（PD）模型29,30，已被证明可模拟PD患者因接触腹膜透析液（PDFs）而导致的腹膜损伤。该模型有助于理解相关的病理过程31,32,33。此外，该模型已被用于验证多种潜在治疗方法，以改善此类损伤，包括使用免疫调节剂、抗炎药物以及其他抗纤维化和抗血管生成剂，例如COX-2（环氧化酶-2）抑制剂34、PPAR-γ（过氧化物酶体增殖物激活受体-γ）激动剂35、他莫昔芬（Tamoxifen）36、帕立骨化醇（Paricalcitol，一种可调节免疫反应的维生素D受体激活剂）37、雷帕霉素（Rapamycin）38和奈必洛尔（Nebivolol）39。
建立植入导管的小鼠模型
该模型的目标是尽可能模拟在人类帕金森病（PD）患者中使用的技术，从而能够在小型动物中进行长期的PD治疗。迄今为止，已有三种将透析液注入小鼠腹腔的技术得到测试。第一种是盲穿前腹壁法，由于可能存在多种风险，如腹膜损伤、出血以及因盲穿导致的内脏穿刺，该方法存在争议。第二种技术被称为 &#34;开放永久系统&#34;，其中注入液体的装置置于体外。该操作与人类临床操作最为相似。然而，该方法不适用于长期实验，因其可能增加感染风险，且通常需要在灌注PDF时使用麻醉，这可能干扰实验结果。第三种技术是 &#34;封闭系统&#34;采用该方法时，用于灌注液体的整个装置均位于动物体内。通过皮下植入的输液端口，用针头注入液体。该操作可降低腹膜感染和出血的风险，并减少麻醉需求。
为了研究尿毒症对腹膜透析（PD）的影响，最近还建立了一种基于导管植入腹膜透析液（PDF）灌注的小鼠模型40。该模型引入了一种对小鼠实施肾切除术的新型技术，从而降低其肾功能。本文开发了一种对Ferrantelli et al. 于2015年所采用方案40的改良方法。这一新方案可在进行肾切除术的同时植入导管，缩短手术造成的切口长度，并更便于对肾脏进行操作。

<table><tbody><tr><td>带固定珠和交叉孔的微型小鼠端口4法式</td><td>Access technologies</td><td>MMP-4S-061108A</td><td></td></tr><tr><td>Posi-Grip Huber点针头 25号 × 1/2&amp;acute;&amp;acute;&amp;nbsp;</td><td>Access technologies</td><td>PG25-500</td><td></td></tr><tr><td>高温电灼套装</td><td>Bovie</td><td>18010-00</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>abbVie</td><td>880393.4 HO</td><td></td></tr><tr><td>非吸收性缝线 6/0</td><td>Laboratorio Agar&amp;oacute;</td><td>6121</td><td></td></tr><tr><td>剪刀&amp;nbsp;</td><td>Fine Science Tools</td><td>14079-10</td><td></td></tr><tr><td>镊子</td><td>Fine Science Tools</td><td>11002-12</td><td></td></tr><tr><td>钳子</td><td>Fine Science Tools</td><td>13002-10</td><td></td></tr><tr><td>布托啡诺 0.3 mg/mL</td><td></td><td></td><td>药品</td></tr><tr><td>棉签</td><td></td><td></td><td>药品</td></tr><tr><td>Dalsy（布洛芬）20 mg/mL 口服混悬液</td><td>AbbVie&amp;nbsp;S.R.L.&amp;nbsp;</td><td></td><td>药品</td></tr></tbody></table>

腹膜透析小鼠模型中导管置入与5/6肾切除的手术技术

Surgical Techniques for Catheter Placement and 5/6 Nephrectomy in Murine Models of Peritoneal Dialysis

腹膜透析（PD）是一种肾脏替代疗法，通过向腹腔内灌注并随后回收高渗液体，以清除功能不全的肾脏无法排出的水分和有毒代谢产物。然而，这种操作会损害腹膜。组织损伤会引发炎症反应以促进修复。如果损伤持续存在，炎症转为慢性，可能导致纤维化，而纤维化是多种疾病的常见病理过程。在腹膜透析中，慢性炎症和纤维化以及其他相关特异性过程，会导致超滤功能下降，最终造成技术失败并被迫终止治疗。利用人体样本研究可提供有关这种损伤的信息，但在获取活检样本方面存在技术和伦理限制。动物模型对于研究这种损伤至关重要，因其能够克服上述局限性。
2008年建立了一种慢性小鼠输注模型，该模型得益于种类繁多的基因修饰小鼠，为研究相关机制提供了可能。该模型采用专为小鼠设计的定制化装置，由连接至皮下植入动物背部的输注端口的导管组成。该操作避免了在长期实验过程中反复穿刺腹膜，从而减少了因注射引起的感染和炎症。得益于该模型，已对长期腹膜透析液暴露所诱导的腹膜损伤进行了表征和调控。该技术可实现大体积液体的输注，也可用于需要长期接种药物或其他物质的其他疾病的研究。
本文介绍了在小鼠体内进行导管手术植入的方法。此外，还阐述了通过5/6肾切除术模拟腹膜透析患者中存在的肾功能不全状态的操作步骤。

图1展示了实施本方案部分所述操作所需的所有材料。本示例中，接受或未接受肾切除术的小鼠（每组8只动物）（图2）在40天内每天接受两次不同腹膜透析液（PDF）混合物的处理（两次注射之间至少间隔2小时）；所用PDF为临床常用类型：艾考糊精为基础的透析液（Extraneal）和葡萄糖为基础的透析液（Dianeal）。另设生理盐水溶液组作为对照组（n = 6）。
从小鼠腹膜导管最远端区域获取壁层腹膜组织。对样本进行分析，以比较腹膜厚度、细胞存在情况以及间皮层的保留状况。图3）。在这方面，透析过程中腹膜厚度和细胞数量增加，且在肾切除组中更为显著。由于腹膜透析期间细胞间连接受到损害，间皮细胞也表现出形态学改变。
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本文介绍了在小鼠体内进行手术植入腹腔导管的方法，该导管连接一个置于动物背部的穿刺端口。此外，还详细说明了进行5/6肾切除术的操作步骤，以模拟腹膜透析患者体内的尿毒症状态。

腹膜透析（PD）是一种肾脏替代疗法，通过向腹膜腔内灌注并随后引流出高渗液体来实现……

该方法有助于解答腹膜透析领域中关于在尿毒症或非尿毒症条件下，机体对液体暴露所引发的腹膜或全身性改变的关键问题。该技术的主要优势在于，可在较长治疗周期内向腹腔内注射大量液体，并允许使用基因修饰动物。该技术的应用可拓展至腹膜结构与功能退行性病变的治疗与诊断领域，因其有助于潜在治疗策略的验证以及生物标志物的评估。我们最初设想该方法时，是考虑到需要使用基因修饰小鼠来研究腹膜损伤中涉及的分子信号。进行导管植入时，先剃除每只动物的右侧 flank 及背部毛发，确认其对脚趾夹捏无反应后，将眼药膏涂抹于动物眼部。接着，将第一只动物置于手术台上的左侧 flank 位置，并用1%葡萄糖酸氯己定溶液对暴露的皮肤进行消毒。使用钝头剪刀在动物右侧体壁做一处0.5厘米长的皮肤切口。然后，仔细将皮肤与下方的肌肉层分离，直至动物背部的皮肤完全游离。通过皮肤切口在肌肉层上做一个直径1毫米的切口，将导管尖端及第一个塑料环插入肌肉切口中。使用5-0或6-0不可吸收缝线将腹膜壁在导管周围紧密缝合，一个塑料环置于腹腔内，另一个置于肌肉与皮肤之间。缝线应在切口前预先准备好，在插入导管前不得松开肌肉。否则，由于切口非常小，可能难以再次找到。将输液港插入小鼠皮下朝向尾部的方向，并用第二针缝线闭合伤口。然后，在动物完全恢复胸骨卧位后，将其放回笼中。4至7天后，为开始腹膜透析治疗，首先用2毫升腹膜透析液充满注射器，并用1%氯己定葡萄糖酸盐溶液消毒输液港周围的皮肤。然后用一只手抓住动物的尾巴和输注端口以固定动物，另一只手使用斜面针头将液体注入端口。对于5/6肾切除术和导管置入术，在完成动物术前准备后，如演示所示，在动物左侧靠近肋骨下缘处做一个0.5厘米的皮肤切口。在肌肉上切开一个小切口，将左肾从腹膜中取出，并剥离肾包膜和肾上腺。使用电灼器烧灼并切断肾脏的末端，然后将肾脏放回腹膜腔。接着，用不可吸收的5-0或6-0缝线缝合肌肉和皮肤切口，并在动物完全恢复后将其放回笼中。次日，在动物右侧做0.5厘米的皮肤切口，并将动物背部的皮肤与肌肉分离，操作方法如图所示。在肌肉上做一个0.3至0.4厘米的切口，从腹腔中取出右侧肾脏。去除包膜和肾上腺，并使用不可吸收的5-0或6-0缝线结扎肾静脉、肾动脉和输尿管。随后完全移除肾脏，并插入导管，使肌肉位于两个塑料环之间（如图所示），然后缝合肌肉切口。按照所示方法将通路导管置入皮下空间并缝合皮肤。然后将动物放回笼中，在密切监测下直至其完全恢复，并在给予高渗液体前至少让动物恢复10天，如图所示。从小鼠导管最远端区域获取的腹膜周围组织显示，在透析过程中组织厚度增加且细胞募集增多，而在肾切除动物中这一现象进一步加重。由于腹膜透析引起的细胞间连接降解，胸腺上皮细胞也表现出形态改变。来自肾切除小鼠的血清样本表明，5/6 肾切除可诱导尿毒症状态，在实验过程中导致尿素氮水平较基线升高。此外，当肾脏功

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科研

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Engineering

工程

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通过中线剖腹术采用锐性双极切除法在大鼠中进行5/6肾切除术

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腹膜透析小鼠模型中导管置入与5/6肾切除的手术技术

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