Name: C2C12 Myotubes 测量反式等离子体膜电子传输 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-05-04T15:00:00.000+00:00
Duration: 10 min 27 s
Description: 学习使用C2C12肌管细胞和分光光度法实时监测跨质膜电子传递的技术。该方法通过多孔板快速检测细胞氧化还原环境，为氧化还原生物学研究提供可靠工具。

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感谢 Thomas Bell、Lyn Mattathil、Mark Mannino 和 Neej Patel 提供的技术支持。本研究由美国国立糖尿病、消化与肾脏疾病研究所（NIDDK）通过美国公共卫生服务奖 R15DK102122 资助 Jonathan Fisher。本论文的内容完全由作者负责，不一定代表 NIDDK 或美国国立卫生研究院的官方观点。

注意：关键步骤的示意图参见图1。
1. WST-1 还原测定法
<ol>
	<li>采用标准的细胞培养方法培养和分化C2C12贴壁细胞7 在96孔板的A-F行中进行。
	<ol>
		<li>使用含有2%马血清、100 U/mL青霉素和0.1 mg/mL链霉素的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）作为分化培养基。将细胞在37 &#176;5% CO₂ 条件下 37 °C培养2.</li>
		<li>监测抗坏血酸在tPMET中的作用时，向分化培养基中添加100 &#181;M 抗坏血酸。将细胞置于分化培养基中孵育约 24–48 小时。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>配制WST-1和PMS储备液。
	<ol>
		<li>配制10 mM的WST-1储备液：将0.033 g WST-1（分子量（FW）：651.34 g/mol）溶解于5 mL磷酸盐缓冲液（PBS）中，4 ℃保存 &#176;C.</li>
		<li>要配制5 mM的PMS储备液，将0.0023 g PMS（分子量：306.34 g/mol）溶解于1.5 mL去离子H2O (二氢2O）。储存于 -20 &#176;C 并避光。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>向 11.4 mL 磷酸盐缓冲液（PBS）或 HEPES 缓冲盐水（HBS；20 mM HEPES 钠盐，140 mM NaCl，5 mM KCl，2.5 mM MgSO₄）中加入 0.0108 g 葡萄糖，使其终浓度为 5 mM。4，1 mM CaCl2。加入480 &#181;L 的 10 mM WST-1，使其终浓度为 400 &#181;和 48 &#181;20 微摩尔终浓度的 5 毫摩尔 PMS 溶液 &#181;M.</li>
	<li>在监测抗坏血酸参与tPMET时，将溶液分为两份各6 mL的等分试样。向其中一份等分试样中加入6 &#181;L of 二氢2O，并向另一份等分试样中加入6 &#181;2 kU/mL AO 的 L，终浓度为 2 U/mL。</li>
	<li>在监测超氧化物参与tPMET时，将溶液均分为两份6 mL等分试样。向其中一份试样中加入55 &#181;0.1 M KPO 的 L4 缓冲液，向另一等分试样中加入 55 &#181;6.5 kU/mL SOD 的 L，终浓度为 60 U/mL。</li>
	<li>用 PBS 洗涤细胞。吸去培养基后，加入 150 &#181;L PBS。然后吸除 PBS。 
	注意：该实验使用已贴壁的培养细胞进行，因此在洗涤过程中无需离心或使用胰蛋白酶。</li>
	<li>加入100 &#181;L 的 WST-1 溶液（不含 SOD 或不含 AO）加入第 1–6 列，并加入 100 &#181;L 的 WST-1 溶液（+）SOD 或（+）AO 加入 96 孔板的第 7–12 列。以 G 行和 H 行作为背景对照即，用于监测无细胞孔中仅试剂的吸光度变化。</li>
	<li>每10分钟使用分光光度计在438 nm处测量一次吸光度值，持续1小时。</li>
	<li>读取后，吸出培养基，每孔用150 &#181;L PBS。然后吸除 PBS。</li>
	<li>通过从每个孔在任意时间点的吸光度中减去该孔的初始吸光度，计算每个孔的吸光度变化值。并根据背景孔中观察到的吸光度变化（如有）对该变化值进行校正。即，含有检测溶液但无细胞的孔。</li>
	<li>分析时，将吸光度数据归一化至60分钟对照组测量值，或用PBS或HBS洗涤孔板，然后进行二辛可宁酸（BCA）蛋白定量检测。</li>
	<li>加入2 mg/mL牛血清白蛋白（BSA）标准品（范围为0.5–2） &#181;根据细胞汇合度，向空孔（G行和H行）中加入相应体积的L（用于标准曲线），然后向所有孔中加入BCA试剂。</li>
	<li>通过每纳米摩尔 WST-1 还原来量化数据 &#181;g 蛋白质。使用 37 mM-1 厘米-1 22 以438 nm处还原型WST-1的消光系数。</li>
</ol>
2. DPIP 还原测定法
<ol>
	<li>采用与步骤 1.1 相同的程序培养和分化 C2C12 贴壁细胞。</li>
	<li>按如下方法配制 10 mM DPIP 储存液：将 0.029 g DPIP（分子量：290.08 g/mol）溶解于 10 mL 去离子 H2O 中。使用分光光度计在 600 nm 处测定吸光度以确认 DPIP 浓度，还原型 DPIP 在 600 nm 处的消光系数为 1 mM-1 cm-1 23。4 °C 保存。</li>
	<li>将 0.0108 g 葡萄糖加入 11.880 mL PBS 中，终浓度为 5 mM；再加入 120 µL 10 mM DPIP，终浓度为 100 µM。</li>
	<li>当监测抗坏血酸在 tPMET 中的作用时，将溶液均分为两份，每份 6 mL。向其中一份加入 6 µL 去离子 H2O，向另一份加入 6 µL 2 kU/mL AO，终浓度为 2 U/mL。</li>
	<li>当监测超氧阴离子在 tPMET 中的作用时，将溶液均分为两份，每份 6 mL。向其中一份加入 55 µL 0.1 M KPO4 缓冲液，向另一份加入 55 µL 6.5 kU/mL SOD，终浓度为 60 U/mL。</li>
	<li>吸除培养基，用 150 µL PBS 洗涤细胞。吸除 PBS 后，在 96 孔板中向第 1–6 列加入 100 µL DPIP 溶液（-）SOD 或（-）AO，向第 7–12 列加入 100 µL DPIP 溶液（+）SOD 或（+）AO。使用 G 和 H 行作为背景对照（i.e.，用于监测无细胞孔中试剂自身吸光度的变化）。</li>
	<li>使用分光光度计每 10 分钟测定一次 600 nm 处的吸光度，持续 1 小时。参照步骤 1.9–1.13 的方法，在 60 分钟时相对于对照定量吸光度的变化。</li>
</ol>
3. 确定还原型电子受体是否为 AO 或 SOD 的底物
<ol>
	<li>向 5.436 mL 的 PBS 或 HBS 中加入 240 µL 的 10 mM WST-1，终浓度为 400 µM，以及 24 µL 的 5 mM PMS，终浓度为 20 µM。
	<ol>
		<li>对于 DPIP，向 5.940 mL 的 PBS 或 HBS 中加入 60 µL 的 10 mM DPIP，终浓度为 100 µM。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将 100 µL 溶液加入无细胞的平底 96 孔板的每个孔中，并在分光光度计中于 438 nm（WST-1）或 600 nm（DPIP）处测定吸光度。</li>
	<li>向一半的孔中加入 1 µL 的 10 mM 抗坏血酸，终浓度为 100 μM。监测吸光度直至其稳定。</li>
	<li>待吸光度稳定后，向每个孔中加入 1 µL 的 200 U/mL 抗坏血酸氧化酶（AO），终浓度为 2 U/mL，或加入 1 µL 的 6 kU/mL 超氧化物歧化酶（SOD），终浓度为 60 U/mL，并持续监测吸光度 1 小时。</li>
</ol>

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<li>Maghzal, G. J., Krause, K. H., Stocker, R., Jaquet, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Detection+of+reactive+oxygen+species+derived+from+the+family+of+NOX+NADPH+oxidases%5BTitle%5D)+AND+%22Free+Radic+Biol+Med%22%5BJournal%5D)">Detection of reactive oxygen species derived from the family of NOX NADPH oxidases.</a> Free Radic Biol Med. 53 (10), 1903-1918 (2012).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

我们介绍了两种利用细胞外电子受体WST-1和DPIP的分光光度法检测技术，用于监测C2C12成肌细胞中的跨质膜电子转移（tPMET）。通过标准培养方法培养细胞系，并使用分光光度计微孔板读板仪，即可在简单的微孔板检测中利用这些电子受体监测tPMET。WST-1的还原反应在同一次检测的各个孔之间具有良好的重复性，但存在日间变异。以PBS作为缓冲液时，日间变异系数（CV）为0.18；以HBS作为缓冲液时，CV为0.23。
根据先前使用 mPMS 和 WST-1 的文献，我们对该方案进行了修改，特别是针对 PMS 的使用。因此，故障排查包括确定适用于所述肌管细胞的 PMS 和 WST-1 的合适浓度。我们还发现，温度（在 23–37 °C 范围内）对该检测并非关键因素，而在每次吸光度读数前振荡培养板则十分重要。然而，这些因素在将该检测应用于其他细胞系时仍需进一步验证。关于 SOD 和 AO 能够直接氧化还原型 WST-1 的研究结果提示，在故障排查过程中，对新检测组分是否具有此类性质进行筛选是一个关键环节。
我们的数据表明，应将PMS...

纯化质膜还原电子受体的能力表明，质膜具有内在的氧化还原能力1。跨质膜电子传递（tPMET）这一过程此前已在真菌、植物和动物中被观察到，是多种生物共有的现象2,3,4,5。具体而言，该过程已在酿酒酵母（Saccharomyces cerevisiae）、胡萝卜细胞、红细胞、淋巴细胞、骨肉瘤细胞、黑色素瘤细胞、巨噬细胞、骨骼肌细胞以及中性粒细胞中得到证实2,3,4,5,6,7。tPMET通过将电子跨质膜转运以还原胞外氧化剂，参与多种细胞功能，包括：细胞生长5,8、细胞活力9、铁代谢10、细胞信号转导11,12,13，以及对活性氧物质的防护12,14,15。由于tPMET参与多种细胞功能，其失衡被认为可能与某些严重健康状况的发生有关，包括癌症16、心血管疾病17和代谢综合征18。
监测电子跨质膜转移的方法有多种，但最广泛使用的技术是通过比色法检测胞外电子受体的还原情况。常用的胞外电子受体包括四氮唑盐、DPIP、FeCN 和高铁细胞色素 c19,20。其中最常用的四氮唑盐是一种被称为 WST-1 的第二代盐19。由于含有两个磺酸基团，WST-1 的水溶性更高，因此在比色测定中比第一代四氮唑盐更易于使用21。WST-1 与中间电子受体 1-甲氧基-吩嗪甲基硫酸盐（mPMS）联用时，可通过两次单电子转移反应被还原。该还原过程使原本颜色较浅的氧化态 WST-1 转变为颜色更深的黄色甲臜产物20,22。WST-1 的摩尔消光系数高达 37 × 103 M-1cm-1，因而具有很高的检测灵敏度21,22。DPIP 也被用作胞外电子受体以监测跨质膜电子转移（tPMET）。研究表明，DPIP 可在无需中间电子受体辅助的情况下被 tPMET 直接在胞外还原23,24。由于不需要中间电子受体，DPIP 能够直接从质膜获取电子，而 WST-1 则不能24。与 DPIP 类似，FeCN 也被证明可在无中间电子受体参与的情况下被 tPMET 在胞外还原为亚铁氰化物19,24。然而与 WST-1 和 DPIP 不同，FeCN 的摩尔消光系数较低，导致其检测灵敏度较低9。另一种常用于监测 tPMET 的胞外电子受体是高铁细胞色素 c。与 WST-1 相似，高铁细胞色素 c 的还原效率在使用中间电子受体 mPMS 时会提高22。但与 WST-1 不同的是，由于本底信号较高且摩尔消光系数较低，高铁细胞色素 c 法的灵敏度较低22。
本文介绍了一种通过分光光度法实时分析跨质膜电子转移（tPMET）的方法。该方法采用细胞外电子受体WST-1和DPIP，二者均具有较高的摩尔消光系数，且成本低于其他常用的细胞外电子受体（如高铁细胞色素c）。我们使用吩嗪甲基硫酸盐（PMS）代替mPMS，因为两者化学结构相似，而PMS的成本显著更低。尽管mPMS具有光化学稳定性，这对于需要较长保质期的商用试剂盒而言是一个重要特性，但我们在每次实验中均新鲜配制PMS，因此稳定性不会成为问题。此外，我们还提供了一种评估细胞外电子受体与可能参与tPMET过程的酶之间潜在相互作用的方法（见图1），可用于进一步表征tPMET机制。具体而言，抗坏血酸氧化酶（AO）和超氧化物歧化酶（SOD）可用于判断tPMET中由抗坏血酸转运或细胞外超氧阴离子释放所贡献的部分，这两种机制是电子跨质膜转运的常见途径。

<table><tbody><tr><td>C2C12 成肌细胞</td><td>American Type Culture Collection&amp;nbsp;</td><td>CRL-1772</td><td></td></tr><tr><td>杜氏改良伊格尔培养基 - 低葡萄糖</td><td>Sigma</td><td>D6046</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清动物血清复合物</td><td>Gemini Bio-Products&amp;nbsp;</td><td>100-602</td><td></td></tr><tr><td>青霉素-链霉素</td><td>Sigma</td><td>516106</td><td></td></tr><tr><td>马血清</td><td>Gibco Technologies</td><td>16050-130</td><td></td></tr><tr><td>杜氏磷酸盐缓冲液</td><td>Sigma</td><td>D8537</td><td></td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA</td><td>Sigma</td><td>T4049</td><td></td></tr><tr><td>15 cm 培养皿</td><td>TPP</td><td>93150</td><td></td></tr><tr><td>96 孔培养板</td><td>TPP</td><td>92096</td><td></td></tr><tr><td>2-(4-碘苯基)-3-(4-硝基苯基)-5-(2,4-二磺基苯基)-2H-四唑钠盐 (WST-1)</td><td>Accela ChemBio&amp;nbsp; Inc</td><td>SY016315</td><td></td></tr><tr><td>吩嗪硫酸甲酯&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>P9625</td><td></td></tr><tr><td>L-抗坏血酸</td><td>Sigma</td><td>A5960</td><td></td></tr><tr><td>抗坏血酸氧化酶&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>A0157</td><td></td></tr><tr><td>超氧化物歧化酶&amp;nbsp;</td><td>Sigma</td><td>S5395</td><td></td></tr><tr><td>2,6-二氯靛酚钠盐&amp;nbsp;</td><td>ICN Biomedicals</td><td>215011825</td><td></td></tr><tr><td>D-(+)-葡萄糖</td><td>Sigma</td><td>G7528</td><td></td></tr><tr><td>HEPES 钠盐</td><td>Sigma</td><td>H3784</td><td></td></tr><tr><td>氯化钠</td><td>Sigma</td><td>S7653</td><td></td></tr><tr><td>氯化钾</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>BP366</td><td></td></tr><tr><td>七水合硫酸镁</td><td>Sigma</td><td>M5921</td><td></td></tr><tr><td>二水合氯化钙</td><td>Sigma</td><td>C7902</td><td></td></tr><tr><td>磷酸钾</td><td>Fisher Scientific&amp;nbsp;</td><td>BP363</td><td></td></tr><tr><td>Pierce BCA 蛋白定量检测试剂盒</td><td>Thermo Scientific</td><td>23225</td><td></td></tr><tr><td>Powerwave X-I 分光光度计</td><td>Biotek Insturments</td><td>discontinued&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>Spectronic Genesys 5 分光光度计</td><td>Thermo Scientific</td><td>336001</td><td></td></tr><tr><td>PureGrade 96 孔微孔板，F 型底，透明，未处理，非无菌</td><td>MidSci</td><td>781602</td><td></td></tr><tr><td>四水合氯化亚铁</td><td>Sigma</td><td>220299</td><td></td></tr><tr><td>七水合硫酸亚铁</td><td>Sigma</td><td>215422</td><td></td></tr><tr><td>次黄嘌呤</td><td>Sigma</td><td>H9636</td><td></td></tr><tr><td>黄嘌呤氧化酶</td><td>Sigma</td><td>X4500</td><td></td></tr><tr><td>Excel</td><td>Microsoft</td><td></td><td></td></tr><tr><td>R Studio</td><td>Rstudio</td><td></td><td>https://www.rstudio.com/products/rstudio/</td></tr><tr><td>KC4</td><td>Biotek Insturments</td><td>discontinued&amp;nbsp;</td><td></td></tr></tbody></table>

通过c2c12成肌细胞测量跨质膜电子传递

Measuring Trans-Plasma Membrane Electron Transport by C2C12 Myotubes

跨质膜电子传递（tPMET）在保护细胞免受胞内还原应激以及胞外氧化剂损伤方面发挥重要作用。这种将电子从胞内还原剂传递至胞外氧化剂的过程尚未被充分阐明。本文介绍了利用C2C12成肌细胞进行分光光度法检测tPMET的方法，所用的胞外电子受体包括水溶性四氮唑盐-1（WST-1）和2,6-二氯酚靛酚（DPIP或DCIP）。通过检测这些电子受体的还原程度，可实现对该过程的实时分析。在检测体系中加入抗坏血酸氧化酶（AO）和超氧化物歧化酶（SOD），可分别确定tPMET中由抗坏血酸外排或超氧阴离子生成所贡献的部分。实验结果显示，WST-1具有背景信号低且结果稳定的特点，而DPIP在加入AO和SOD后可被重新氧化，该现象通过分光光度分析得以证实。该方法是一种实时、多孔板、快速的分光光度检测法，在监测tPMET方面相较于其他方法（如铁氰化物（FeCN）和高铁细胞色素c还原法）具有优势。

采用 RStudio 统计软件进行重复测量方差分析（ANOVA）进行统计学分析25。样本量在图注中予以标明。
为监测跨质膜电子传递（tPMET），实验采用C2C12成肌细胞管状结构，并结合细胞外电子受体WST-1和DPIP。使用抗坏血酸氧化酶（AO）以确定WST-1和DPIP还原中由抗坏血酸外排所贡献的部分，使用超氧化物歧化酶（SOD）以确定WST-1还原因细胞外超氧阴离子释放所占的部分。如图2所示，C2C12成肌细胞管状结构能够进行tPMET，表现为WST-1的还原。加入AO后，WST-1的还原被抑制约30%，表明约30%的tPMET由抗坏血酸外排所致（图2A）。加入SOD后，WST-1的还原被抑制约70%，表明约70%的tPMET由细胞外超氧阴离子释放所致（<strong class...

本实验方案的目的是利用细胞外电子受体，通过分光光度法监测跨质膜电子传递，并分析这些细胞外电子受体可能发生的酶促相互作用。

通过C2C12成肌细胞测量跨质膜电子传递

跨质膜电子传递（tPMET）在保护细胞免受胞内还原应激以及免受损伤方面发挥重要作用……

本实验的总体目标是通过分光光度法检测，实时监测跨质膜电子传递过程。该方法有助于解答氧化还原生物学领域中的关键问题，例如跨质膜电子传递的机制以及细胞氧化还原环境的维持方式。该技术的主要优势在于，该检测方法是一种实时、多孔板、快速的分光光度法检测。首先，将C2C-12贴壁细胞以每平方厘米2×10⁴个细胞的密度接种于96孔板的A至F行中，然后加入生长培养基覆盖细胞。将细胞置于37°C、含5%二氧化碳的培养箱中培养。培养24小时后，吸除生长培养基，用150 µL PBS洗涤一次，更换为分化培养基，继续培养24至48小时。接下来，配制储备液 WST-1 和 PMS 溶液。将 0.33 克 WST-1 溶解于 5 毫升 PBS 中，配制成 10 毫摩尔/升的 WST-1 储备液。然后涡旋混匀该溶液。然后，通过将0.023克PMS溶解于1.5毫升去离子水中，制备PMS储备液。涡旋混匀溶液。为制备工作液，向PBS中加入葡萄糖，配制成11.4毫升的5毫摩尔葡萄糖溶液。向该溶液中加入 480 微升 WST-1 储存液，使 WST-1 的终浓度为 400 微摩尔；再加入 48 微升 PMS 储存液，使 PMS 的终浓度为 20 微摩尔。涡旋混匀溶液，然后将溶液均分为两份，每份六毫升。根据实验类型，加入此处所述的相关组分。溶液配制完成后，吸去细胞中的分化培养基，并用 150 微升 PBS 洗涤细胞一次。移除 PBS，然后将等分试样一中的 100 微升加入到第一至第六列中。将等分试样二中的100微升加入到96孔板的第7至第12列中。将96孔板放入酶标仪中，在438纳米波长下每10分钟测量一次吸光度，持续1小时。最后一次读数结束后，吸去培养基，并用150微升PBS洗涤每个孔。然后，吸除 PBS。进行分析时，通过将每个孔在后续任意时间点的吸光度减去该孔的初始吸光度，计算每个孔的吸光度变化值。根据背景孔中观察到的吸光度变化，对该变化值进行校正。背景校正后，将吸光度数据归一化至60分钟的对照组测量值。或者，使用标准BCA蛋白测定法，根据每个孔中的蛋白含量进行归一化。最后，对数据进行定量分析，以获得每微克蛋白所对应的WST-1还原量。开始DPIP还原实验时，培养并分化C2C-12贴壁细胞，操作方法参见WST-1还原实验。接着，通过将0.29克DPIP溶解于10毫升去离子水中，配制含有10毫摩尔DPIP的储备液。然后涡旋混匀该溶液。使用分光光度计在600纳米处测量溶液的吸光度，以确认其浓度。配制工作液时，将120微升10毫摩尔的DPIP储备液加入11.88毫升含5毫摩尔葡萄糖的PBS溶液中，得到终浓度为100微摩尔的DPIP工作液。然后涡旋混匀溶液。然后将溶液分成两份，每份六毫升。根据实验类型，加入此处所述的相关组分。溶液制备完成后，吸除细胞的分化培养基，并用150微升PBS洗涤细胞一次。移除 PBS，将等分试样一中的 100 微升加入至 96 孔板的第 1 至第 6 列，将等分试样二中的 100 微升加入至第 7 至第 12 列。将 96 孔板放入酶标仪中，在 600 纳米波长下每 10 分钟测量一次吸光度值，持续 1 小时，并按照 WST-1 还原实验分析方法对所得数值进行分析。首先，配制两种溶液。首先，配制 6 毫升含有 400 微摩尔 WST-1 和 20 微摩尔 PMS 的 PBS 溶液。然后，配制 6 毫升 100 微摩尔 DPIP 的 PBS 溶液。取第一块 96 孔板，在无细胞条件下，向平底板的 A 至 D 行每孔加入 100 微升 WST-1/PMS 溶液，并在分光光度计中于 438 纳米处测定吸光度。然后，取另一块96孔板，在无细胞的情况下，向平底板的A至D行各孔中加入100微升DPIP溶液，并在分光光度计中于600纳米处测定吸光度。接着，向其中一半的孔中加入1微升10毫摩尔的抗坏血酸，使其终浓度为100微摩尔。持续监测该板的吸光度，直至其稳定。此后，用 DPIP 重复上述步骤。待反应稳定后，确定所产生的电子受体是否为底物。对于抗坏血酸氧化酶和超氧化物歧化酶，可通过向每个孔中分别加入抗坏血酸氧化酶或超氧化物歧化酶，并监测一小时内吸光度的变化来进行判断。为了监测跨质膜电子传递，使用抗坏血酸氧化酶阻断抗坏血酸介导的还原作用，并使用超氧化物歧化酶阻断超氧化物介导的还原作用，以确定WST-1还原中各组分所占的比例。加入抗坏血酸氧化酶后，WST-1的还原被抑制了约30%，表明约30%的跨质膜电子传递是由于抗坏血酸的外排所致。加入超氧化物歧化酶后，WST-1的还原被抑制了约70%，表明约70%的跨质膜电子传递是由于胞外超氧化物的释放所致。为了确定还原型 DPIP 是否为抗坏血酸氧化酶或超氧化物歧化酶的底物，使用抗坏血酸将 DPIP 水平还原。20 分钟后加入抗坏血酸氧化酶，并监测吸光度。恢复情况表明，还原型 DPIP 是抗坏血酸氧化酶的底物。当加入超氧化物歧化酶后，DPIP 也被重新氧化，尽管速度较慢；因此，还原态 DPIP 是这些酶的底物，而不是适用于这些酶的合适胞外电子受体。一旦掌握，若操作得当，该技术可在两小时内完成。在进行该实验时，重要的是要记住每天必须新鲜配制所有试剂。该技术问世后，为氧化还原生物学领域的研究人员探索多种细胞类型的跨质膜电子转运提供了可能。观看本视频后，您应能充分理解如何利用细胞外电子受体来测定跨质膜电子转运，以及如何判断该电子受体是否可能成为测定中所用酶的底物。

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