June 30th, 2018
在这里, 我们提出了一个协议的多颜色本地化的单膜蛋白在细胞器的活体细胞。要附加显影, 使用自贴标蛋白。蛋白质, 位于同一细胞器的不同的细胞膜车厢, 可以本地化的精度为 18 nm。
该技术可以回答调节过程中的关键问题,例如蛋白质动力学和组织在功能适应中的作用。该技术的主要优点是可以在活细胞中完成,从而在单分子水平上揭示蛋白质动力学。虽然这种方法最初是为了提供对线粒体膜蛋白时空组织的见解,但它也可以应用于其他细胞器和其他膜蛋白。
演示这项技术的将是我实验室的研究生 Timo Appelhans。根据文本方案转染和制备细胞样品和显微镜后,将制备好的样品与荧光珠一起安装在 PTFE 环和红色橡胶环之间的样品架中。启动显微镜、显微镜所需的所有硬件组件和所有软件。
使用喷有异丙醇的新鲜无绒纸巾清洁物镜和盖玻片底部。然后将一滴浸油滴在物镜的瞳孔上。接下来,将装有珠子样品的样品架放在显微镜载物台上,使盖玻片的底部接触油。
然后使用透射光或激光线聚焦珠子。调整两个激发激光器的功率,以在两个荧光通道中实现相似的信号密度。然后搜索具有许多不同荧光信号的区域。
使用相机控制软件生成荧光通道的合并视图。然后使用图像分配器上的螺钉手动倾斜内部光学图像分配器,以实现来自两个荧光通道的信号的最佳叠加。启动 TIRF 显微镜控制软件并选择在实时流模式下显示单个通道。
拍摄快照图像,激发所有通道中的荧光灯。然后使用此图像生成转换矩阵。启动软件分析插件,并将先前记录的荧光珠双色图像加载到软件中。
选择荧光通道的使用方向。当系统要求校准图像时,单击 Yes,然后选择之前拍摄的快照。打开单位管理器以定义单位换算系数,然后打开本地化管理器。
要确定点扩展函数或 PSF,请按下按钮 PSF Radius。在打开的 PSF Estimator 窗口中,定义数值孔径和最大发射。然后单击 Estimate PSF Radius。
接下来,接受获得的实验 PSF。定义评估框、通缩回路的数量以及用于计算的计算机内核数量。然后按 Localize(本地化),使用 2D 对称高斯函数开始拟合单个粒子的强度分布。
打开校准管理器。在两个通道的渲染合并图像中,将显示原始信号和局部中心。选择 Affine (仿射) 模式。
然后通过绘制连接线手动连接两个通道中源自同一荧光珠的相应定位中心对。连接分布在视野中的相应信号。然后按 Accept(接受),并保存转换矩阵。
要对线粒体膜蛋白进行单分子成像,请将标本盖玻片安装在橡胶环和 PTFE 环之间。然后用 0.5 至 0.8 毫升的成像介质填充腔室。清洁物镜和盖玻片底部。
然后在晶状体中加入一滴油后,使用透射光或激光线聚焦在细胞上。然后调整两个激发激光器的功率以达到相似的强度,并寻找荧光信号较多的区域。在 TIRF 显微镜控制软件中调整照明角度,以创建小于临界角的入射角,或 TIR 模式,以通过 HILO 片材激发特定的感兴趣区域。
使用 HILO 照明调整 TIRF 显微镜的照明以激发细胞器,需要快速判断信噪比和 TIRF 显微镜的经验,以及细胞形态学知识。设置 EM 增益并选择适合实验的曝光时间,每帧收集足够的光子。然后调整激光功率以实现高信噪比,因为该比率直接对应于定位精度。
在细胞外围找到一个具有不重叠、细长的线粒体和单分子信号的区域。如果一个或两个通道中看不到单个信号,请等到漂白导致出现单分子信号。如果只需要漂白一个通道,请在录制此通道之前关闭另一个通道的激光,以避免漂白。
录制,直到信号数量太少而无法合理地继续。启动成像处理软件,通过生成至少 1, 000 个录制帧的累积渲染和图像来检查线粒体结构。启动软件分析插件。
要执行用于定位和跟踪的数据处理,请加载原始数据。勾选 multicolor。选择两个通道的正确方向。
当系统要求 Calibrate images (校准图像) 时,加载转换矩阵。频道将单独显示。单击 Show (显示) 打开图像容器中的原始数据。
然后打开顶部选项卡中的 Unit manager,并定义每个渠道中的单位转换系数。打开顶部选项卡中的本地化管理器,并定义评估框和通缩循环数。单击 PSF Radius 打开 PSF 估算器。
设置数值孔径和发射最大值以获得理论 PSF 值。按 Accept。对所有通道重复此作。
然后按 Localize(本地化)以开始对两个通道中录制的信号进行单粒子定位。等待软件完成。现在,在软件分析插件的图像容器中获得每个通道的超分辨率图像。
PINK1 是保证线粒体功能的重要因素。为了确定 PINK1 相对于 Tom20 在功能性和功能失调的线粒体中的定位,记录了 1, 000 帧的时间序列。来自一个通道的所有信号随时间推移的累积图像显示,在正常条件下,PINK1 位于胞质溶胶、外膜和线粒体内,但优先位于去极化线粒体外膜中。
正如定位颗粒的汇总图像所示,PINK1 主要分布在极化线粒体内,而 Tom20 位于线粒体外膜中。这在定位 Tom20 和 PINK1 颗粒的合并图像中变得更加清晰,这表明外膜蛋白 Tom20 的分布要广泛得多。为了验证 PINK1 在线粒体内的定位,将呼吸复合物 1 的 30 kdalton 亚基与光激活 GFP 融合,并通过荧光光激活定位显微镜记录。
累积的三色图像和横截面分布显示了复数 1 和 PINK1 的叠加,确认了全长 PINK1 的导入。这些数据表明,PINK1 的亚群占据了几个线粒体微区室。一旦掌握,这项技术可以在 20 小时内完成,包括数据的记录和后处理,如果做得好的话。
在尝试此过程时,重要的是要记住测试细胞器的运动。按照此过程,可以确定蛋白质的相对定位。开发后,这项技术为线粒体蛋白单粒子跟踪领域的研究人员铺平了道路,以观察它们在 Z2 和不同代谢条件下以及压力下的行为。
看完这个视频后,您应该对如何对线粒体蛋白进行双柱显微镜检查以揭示其亚细胞器位置和运输有一个很好的了解。
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本文介绍了一种使用自标记蛋白质对活细胞细胞器中单一膜蛋白进行多色定位的协议。该技术允许精确定位不同膜室中的蛋白质,达到约18纳米的分辨率。
Multi-color localization microscopy enables precise mapping of single membrane proteins in live mammalian cells, providing critical insights into protein dynamics and organelle-specific organization. This capability supports target validation by revealing subcellular trafficking patterns and functional micro-compartmentalization, which are essential for de-risking mechanistic hypotheses in early discovery. The technique’s applicability to live cells and multiple organelles enhances translational relevance for assessing protein behavior under physiological conditions.
The method integrates into early discovery workflows by providing subcellular resolution data that informs target validation and lead identification decisions, particularly for membrane-associated targets.