Name: 猪作为头颈部微血管重建训练模块 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2018-09-29T13:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 43 s
Description: 学习利用猪腹壁上动脉穿支皮瓣建立头颈部微血管重建训练模块的方法。该技术为初学者提供结构化培训，提升显微外科重建手术技能，增强手术信心。

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本工作由韩国国家研究基金会（NRF）通过科学、信息通信技术与未来规划部资助的基础科学研究中心项目（2015R1C1A1A01051907）提供资金与支持。本工作还获得了韩国国家研究基金会（NRF）通过科学、信息通信技术与未来规划部资助的基础科学研究中心项目的支持。 &amp;#38; 未来规划（NRF-2016M3A9E9941746）。

本研究由延世大学医学院延世生物医学研究所实验动物资源部指导并批准，该机构已获得国际实验动物评估和认可委员会（AAALAC International）的认证。本研究遵循美国国家研究委员会生命科学实验动物资源委员会制定的《实验动物护理与使用指南》。所有猪在手术前均经过一周的适应性饲养。
1. 准备
<ol>
	<li>在全身麻醉前，让猪禁食超过 12 小时，但可自由饮水。 
	注：使用六只雌性约克夏猪，每只体重为 25–30 kg。</li>
	<li>使用长度为 1 cm 的 16 号针头，在耳后下方肌肉注射阿法沙龙（alfaxan，1 mg/kg）、赛拉嗪（xylazine，2 mg/kg）和阿扎哌隆（azaperone，2 mg/kg）以诱导麻醉。</li>
	<li>使用外科脱毛剃刀剃除猪颈部前正中线及腹壁区域的毛发。</li>
	<li>通过耳廓后侧的中央或边缘耳静脉，用 22 号针头建立静脉（IV）通路，并通过静脉通路注射酮咯酸（Ketorolac，1 mg/kg）。</li>
	<li>随后按照步骤 1.2 所述，肌肉注射阿托品（atropine，0.04 mg/kg）；同样按照步骤 1.2 所述，肌肉注射头孢唑林（cefazolin，30 mg/kg）。</li>
	<li>将猪仰卧位固定于手术台面上。</li>
	<li>通过猪用麻醉面罩，让猪自主呼吸含 5% 异氟烷的 2 L 氧气。</li>
	<li>使用喉镜经口暴露声门，并喷入两喷 2% 利多卡因局部溶液，以预防插管引起的喉痉挛。</li>
	<li>使用 6.5 mm 气管导管进行插管，用无针头的注射器向导管气囊内注入 3–5 mL 空气。 
	注：进行二氧化碳波形监测（capnometry），以确认麻醉机中的气管导管位置正确，并有 CO2 返回至麻醉机，作为通气充分的指标。</li>
	<li>插管后以 2% 异氟烷维持麻醉。</li>
	<li>在猪的眼睛上涂抹兽用眼膏，并用眼罩贴片覆盖闭合。</li>
</ol>
2. 步骤：接收位点
<ol>
	<li>使用1%碘伏消毒液对颈部及腹壁进行消毒。</li>
	<li>使用23号刀片从颈部前正中开始做垂直正中切口，向下延伸至胸骨。</li>
	<li>分离颈前带状肌，并使用凯利组织剪和拉海尔拉钩将其向两侧牵开。</li>
	<li>暴露从第一气管环至胸廓入口处的气管。</li>
	<li>随后暴露颈总动脉和颈内静脉，以备吻合使用。</li>
	<li>使用11号刀片在第二或第三气管软骨处创建一个约1 cm宽的窗口。</li>
	<li>通过所形成的气管缺损观察气管插管位置，并确保通过呼吸机持续通气且无漏气。</li>
</ol>
3. 步骤：皮瓣部位
注意：可根据 Frederic Bodin 所描述的方法进行胸廓内动脉穿支（SEAP）皮瓣切取7。
<ol>
	<li>使用手术记号笔在上腹部设计皮瓣（图1A）。</li>
	<li>使用23号手术刀，在已标记皮瓣的内侧，沿腹壁前鞘做一大小为4 × 3 cm的椭圆形皮肤切口（图1B）。</li>
	<li>用Allis钳夹持筋膜，从腹直肌（rectus abdominis）肌鞘上掀起（剥离）皮瓣，并寻找通往皮瓣的穿支血管。</li>
	<li>进行肌内解剖，沿穿支血管追踪至腹壁上血管（图1B）。</li>
	<li>现在使用23号手术刀，在已设计的皮瓣外侧做皮肤切口（图1A）（图1C）。</li>
	<li>用止血钳从上方夹住腹壁上血管及其伴行静脉（venae comitantes），使用Kelly组织剪在止血钳下方剪断血管，并用3-0缝线在止血钳上方结扎血管，随后取下止血钳。</li>
</ol>
4. 吻合与关闭
<ol>
	<li>戴上手术放大镜。</li>
	<li>使用两把止血钳夹闭颈动脉，两钳之间相距1-2 cm。</li>
	<li>用显微剪刀在颈动脉之间剪断，并用双重缝线结扎近心端，确保无渗血。</li>
	<li>在颈动脉与皮瓣动脉之间使用无框架的双夹钳。</li>
	<li>采用10-0缝线进行全层间断缝合，开始吻合。</li>
	<li>在血管周壁约相隔120度的位置放置前两针固定缝线，然后在其间再缝2-3针。</li>
	<li>松开止血钳。若出现渗血，应在渗血部位进行类似的缝合处理。</li>
	<li>观察伴行静脉的静脉回流情况。</li>
	<li>对颈内静脉和伴行静脉进行吻合，步骤同4.1至4.7（图1D）。</li>
	<li>使用18号注射器针头刺破皮肤，观察是否有血滴渗出，以确认皮瓣存活情况。</li>
	<li>关闭气管窗，并使用SEAP皮瓣的肌筋膜以3-0缝线缝合固定。</li>
	<li>将SEAP皮瓣的皮肤皮片外置，并缝合至颈部正中皮肤切口处（图2A）。</li>
	<li>缝合腹部皮肤切口（图2B）。</li>
</ol>
5. 术后护理
<ol>
	<li>将猪恢复至俯卧位。</li>
	<li>停止异氟烷麻醉，并使猪脱离呼吸机。</li>
	<li>将猪放回动物笼中恢复，并密切监测，确保其顺利从手术中恢复。</li>
	<li>愈合后观察重建部位的皮瓣情况（图2C）。</li>
	<li>愈合后观察动物供区部位的情况（图2D）。</li>
	<li>以150 mL/h的速度输注乳酸林格液，直至完全恢复，并给予0.3 mg布托啡诺用于镇痛。</li>
	<li>拔管后需密切监测猪，直至其意识充分恢复，能够自主维持体位和呼吸，并可自主饮水。</li>
	<li>术后猪应与未手术动物分开放置。</li>
	<li>开始肌内注射阿莫西林-克拉维酸（14 mg/kg），持续1周。</li>
	<li>开始肌内注射美洛昔康（0.2 mg/kg），持续1周。</li>
</ol>
6. 安乐死
<ol>
	<li>通过静脉注射丙泊酚（5-10 mL）启动猪的麻醉，并以5%异氟烷维持麻醉。</li>
	<li>按照步骤（1.1、1.2、1.6-1.10）所述对猪进行气管插管。</li>
	<li>通过静脉注射40 mmol KCl诱导心脏骤停。</li>
</ol>

<ol><li>Chen, C. L., Zenga, J., Roland, L. T., Pipkorn, P. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Complications+of+double+free+flap+and+free+flap+combined+with+locoregional+flap+in+head+and+neck+reconstruction%3A+A+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Head+%26+Neck+journal+of+the+Science+and+Specialties+of+the+Head+and+Neck%22%5BJournal%5D)">Complications of double free flap and free flap combined with locoregional flap in head and neck reconstruction: A systematic review.</a> Head & Neck journal of the Science and Specialties of the Head and Neck. 40 (3), 632-646 (2018).</li>
<li>Smith, R. K., Wykes, J., Martin, D. T., Niles, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Perforator+variability+in+the+anterolateral+thigh+free+flap%3A+a+systematic+review%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+and+Radiologic+Anatomy%22%5BJournal%5D)">Perforator variability in the anterolateral thigh free flap: a systematic review.</a> Surgical and Radiologic Anatomy. 39 (7), 779-789 (2017).</li>
<li>Bauer, F., Koerdt, S., Hölzle, F., Mitchell, D. A., Wolff, K. D. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Eight+free+flaps+in+24+hours%3A+a+training+concept+for+postgraduate+teaching+of+how+to+raise+microvascular+free+flaps%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Oral+and+Maxillofacial%22%5BJournal%5D)">Eight free flaps in 24 hours: a training concept for postgraduate teaching of how to raise microvascular free flaps.</a> British Journal of Oral and Maxillofacial. 54 (1), 35-39 (2016).</li>
<li>Schoeff, S., Hernandez, B., Robinson, D. J., Jameson, M. J., Shonka, D. C. Jr <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microvascular+Anastomosis+Simulation+Using+a+Chicken+Thigh+Model%3A+Interval+Versus+Massed+Training%5BTitle%5D)+AND+%22The+Laryngoscope%22%5BJournal%5D)">Microvascular Anastomosis Simulation Using a Chicken Thigh Model: Interval Versus Massed Training.</a> The Laryngoscope. 127 (11), 2490-2494 (2017).</li>
<li>Bodin, F., Diana, M., Koutsomanis, A., Robert, E., Marescaux, J., Bruant-Rodier, C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Porcine+model+for+free-flap+breast+reconstruction+training%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Porcine model for free-flap breast reconstruction training.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 68 (10), 1402-1409 (2015).</li>
<li>Rodriguez, J. R., Yañez, R., Cifuentes, I., Varas, J., Dagnino, B. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Microsurgery+Workout%3A+A+Novel+Simulation+Training+Curriculum+Based+on+Nonliving+Models%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Microsurgery Workout: A Novel Simulation Training Curriculum Based on Nonliving Models.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 138 (4), 739e-747e (2016).</li>
<li>Carey, J. N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Simulation+of+plastic+surgery+and+microvascular+procedures+using+perfused+fresh+human+cadavers%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+journal%22%5BJournal%5D)">Simulation of plastic surgery and microvascular procedures using perfused fresh human cadavers.</a> Plastic and Reconstructive Surgery journal. 67 (2), e42-e48 (2014).</li>
<li>Chan, W., Niranjan, N., Ramakrishnan, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Structured+assessment+of+microsurgery+skills+in+the+clinical+setting%5BTitle%5D)+AND+%22Plastic+and+Reconstructive+Surgery+Journal%22%5BJournal%5D)">Structured assessment of microsurgery skills in the clinical setting.</a> Plastic and Reconstructive Surgery Journal. 63 (8), 1329-1334 (2010).</li>
<li>Matsumura, N. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+newly+designed+training+tool+for+microvascular+anastomosis+techniques%3A+Microvascular+Practice+Card%5BTitle%5D)+AND+%22Surgical+Neurology+Journal%22%5BJournal%5D)">A newly designed training tool for microvascular anastomosis techniques: Microvascular Practice Card.</a> Surgical Neurology Journal. 71 (5), 616-620 (2010).</li>
<li>Kim, W. S., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tracheal+reconstruction+with+a+free+vascularized+myofascial+flap%3A+preclinical+investigation+in+a+porcine+model+to+human+clinical+application%5BTitle%5D)+AND+%22Scientific+Reports%22%5BJournal%5D)">Tracheal reconstruction with a free vascularized myofascial flap: preclinical investigation in a porcine model to human clinical application.</a> Scientific Reports. 7 (1), 10022(2017).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

头颈部恶性肿瘤患者在外科治疗过程中可能出现显著的并发症和组织缺损。在大多数情况下，显微血管游离组织移植已成为重建手术的关键手段。皮瓣的存活是一个至关重要的问题，要求术者具备稳定的操作、对血管蒂的精细处理、良好的触觉感知、空间视觉能力以及流畅的手术流程8。为了掌握这些技能，需要借助训练模型进行大量练习3,4,5,6,7,8,9。
多项研究已探讨了学习这些技能的方法，包括血管吻合，后者是大多数研究的重点，且已为此开发了“显微血管练习卡”9</s...

头颈部恶性疾病术后的重建手术是一项与显著并发症相关的复杂操作。显微血管游离皮瓣重建已被确立为重建手术的标准方法，已有超过20年的成熟应用历史1,2,3。游离皮瓣移植在改善癌症患者及创伤后患者的头颈部功能管理方面发挥着重要作用，使外科病灶切除的范围超越了以往技术的局限，从而显著提高了患者的生活质量和生存率1,2,3。用于重建的各类皮瓣包括局部旋转皮瓣、移植皮瓣和游离皮瓣。
游离皮瓣在头颈部重建中的作用已不断扩大。游离皮瓣是操作难度最高的皮瓣类型，需要熟练而精细的操作技术。皮瓣失败是一种灾难性事件，会导致显著的并发症4,5。因此，必须投入大量培训时间，以掌握实现成功手术效果所需的精准操作3,4,5,6,7,8,9。此类手术陡峭的学习曲线可能影响患者的治疗结果，并对治疗管理产生影响3,4,5,6,7,8,9。为了缩短新外科医生的培训时间和学习曲线，亟需一种能够模拟人体生物学特性并提供类似手术视野条件的培训模型8。
本研究的目的是展示猪模型作为头颈部显微血管重建手术培训模块的可行性，该模型可模拟人类病例，有助于以主动学习方式提升操作技能。
本研究探讨了利用猪模型对新同事进行头颈部显微血管重建游离皮瓣移植的培训，以提供一种经济高效、压力较小的临床实地培训补充方式，并具备与游离皮瓣手术可靠相似的解剖特征。猪已被广泛用于多种研究及作为各类外科重建手术的教学模型，例如乳房重建5；然而，除本研究中因气管狭窄而进行气管重建的应用外，猪尚未被用于头颈部重建领域10。
该理念始于Frederic Bodin7描述了用于乳房重建的类似皮瓣之后。与其它显微血管训练模块相比，本研究的主要优势在于其具有实时反馈的活性活体模块，可立即呈现手术效果。

<table><tbody><tr><td>韩国首尔 Pigs XP Bio</td><td></td><td></td><td></td></tr><tr><td>手术用脱毛剃刀</td><td>3M</td><td></td><td></td></tr><tr><td>22 号导管</td><td>B.BRAUN</td><td></td><td></td></tr><tr><td>带 18 号针头的注射器</td><td>Jung Rim 医疗</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肌内注射阿法沙龙</td><td>Careside</td><td></td><td>10ml/VAL</td></tr><tr><td>肌内注射赛拉嗪</td><td>Bayer</td><td></td><td></td></tr><tr><td>肌内注射阿扎哌隆</td><td>Sigma-aldrich</td><td></td><td>34223</td></tr><tr><td>肌内注射阿托品</td><td>Daewon</td><td></td><td>0.5mg/A</td></tr><tr><td>肌内注射头孢唑啉</td><td>Yuhan</td><td></td><td>1g</td></tr><tr><td>静脉注射酮咯酸</td><td>Hana Pharm</td><td></td><td>30mg</td></tr><tr><td>猪用麻醉面罩</td><td>DRE</td><td></td><td>1392</td></tr><tr><td>6.5 mm 气管导管带套囊</td><td>SMITH medical</td><td></td><td>100/150/065</td></tr><tr><td>麻醉机</td><td>Dr&amp;auml;ger</td><td></td><td>PRIMUS IE</td></tr><tr><td>2% 利多卡因局部溶液</td><td>Taejoon</td><td></td><td></td></tr><tr><td>兽用软膏</td><td>Pfizer</td><td></td><td>土霉素 &lt;img alt=&quot;其他&quot; src=&quot;/files/ftp_upload/58104/58104misc1.jpg&quot;/&gt;</td></tr><tr><td>眼罩贴片</td><td>Innomed</td><td></td><td>S-universal010S</td></tr><tr><td>1% 聚维酮碘溶液</td><td>韩国 Pharma</td><td></td><td></td></tr><tr><td>4×4 纱布</td><td>First Medical</td><td></td><td>22×30CM 320S</td></tr><tr><td>23 号刀片</td><td>Paragon</td><td></td><td>23</td></tr><tr><td>Lahey 牵开器</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU3960</td></tr><tr><td>Kelly 组织剪</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1990</td></tr><tr><td>11 号刀片</td><td>Paragon</td><td></td><td>11</td></tr><tr><td>外科标记笔</td><td>Aspen Surgical</td><td></td><td>常规 #2750</td></tr><tr><td>Allis 钳</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>SU4055</td></tr><tr><td>结扎缝线</td><td>Covidein</td><td></td><td>无针</td></tr><tr><td>3.5&amp;times; 外科放大镜</td><td>zeiss</td><td></td><td>eyemag smart</td></tr><tr><td>无框双夹钳</td><td>V.Mueller</td><td></td><td>CH7155</td></tr><tr><td>显微剪刀</td><td>AESCULAP</td><td></td><td>FD038R</td></tr><tr><td>乳酸林格液</td><td>Daehan</td><td></td><td>500ml/1袋</td></tr><tr><td>阿莫西林&amp;ndash;克拉维酸</td><td>Ilsung</td><td></td><td>0.6g/V</td></tr><tr><td>美洛昔康</td><td>Samil</td><td></td><td>7.5mg</td></tr><tr><td>丙泊酚</td><td>Dong Kook</td><td></td><td>120mg/V</td></tr><tr><td>静脉注射氯化钾溶液</td><td>Daehan</td><td></td><td>20ml/50P</td></tr><tr><td>蚊式弯钳</td><td>SOLCO</td><td></td><td>013-0111</td></tr><tr><td>蚊式直钳</td><td>SOLCO</td><td></td><td>05-1050</td></tr><tr><td>10-0 乙基缝线</td><td>ethicone</td><td></td><td>10/0W1756</td></tr><tr><td>Vicryl 3-0</td><td>ethicone</td><td></td><td>3/0W9890</td></tr><tr><td>丁丙诺啡</td><td>Hanlim</td><td></td><td>0.3mg</td></tr></tbody></table>

猪作为头颈部显微血管重建的培训模块

Porcine As a Training Module for Head and Neck Microvascular Reconstruction

为了培训游离皮瓣切取和吻合技术，需要使用模拟人类外科手术状况的活体模型。多年来，许多外科领域已有用于培训的动物模型。我们采用雌性约克夏猪（因其在操作过程中易于处理）进行头颈部重建，切取腹壁下深动脉穿支皮瓣或腹壁上动脉穿支皮瓣。通过分离颈总动脉和颈内静脉，制备吻合部位（颈部皮肤缺损或气管壁缺损），并在显微吻合过程中使用3.5×放大手术放大镜，这与我们在临床实际人类病例中所采用的方式一致。该操作展示了一种利用可靠学习模型的新培训方法，并在活体情境下提供了详细的解剖结构。我们重点关注缺血时间、皮瓣切取、血管吻合以及根据缺损部位设计皮瓣等环节。该模型可提高组织操作能力，结合正确器械的使用，可多次重复训练，使外科医生在正式开展人体手术前达到充分自信的水平。

我们在六头猪上进行了手术：两头用于颈部皮肤缺损重建，两头用于气管重建，两头用于游离皮瓣以测试血管吻合装置。对猪进行了为期3个月的监测，未观察到神经系统功能缺损的临床表现。
缺血的平均时间为50分钟（范围为35-80分钟）；随着手术操作的重复，该时间逐渐缩短。六头猪的平均取材时间为55分钟。在我们的模型中，供区未发生任何并发症。皮瓣蒂的平均长度为10 cm，与大多数人体头颈部的解剖结构相似。动脉平均直径为4.5 mm，明显大于人体的2 mm；静脉平均直径为5.84 mm，也显著大于人体的2 mm，尽管该模型能够模拟真实的临床情况。皮瓣皮肤岛面积在25 cm2至40 cm2之间，对皮瓣失败无显著影响（表1）。
随着练习次数的增加，手术的自信心、操作技能和手术时...

本文介绍了一种利用猪腹壁上动脉穿支皮瓣作为头颈部显微血管重建教学模块的操作方案。

用于训练游离皮瓣切取与吻合术的活体模型需模拟人类的外科手术状况。用于培训目的的动物模型……

该方法有助于解答有关如何建立显微血管头颈部重建生命训练模块的关键问题。此技术的主要优势在于，它能够为初学者外科医生提供显微血管重建手术技能的系统培训。首先使用喉镜经口暴露25至30克雌性约克夏猪的声带，并向声带喷洒两次2%利多卡因局部溶液，以防止插管诱发的喉痉挛。使用6.5毫米的气管插管进行插管，并用注射器向导管气囊注入3至5毫升空气。确认气管导管位置正确后，为动物眼睛涂抹眼膏。并用敷料覆盖保护眼睛。接下来，使用1%含碘消毒液清洁颈部和腹壁。然后使用23号刀片沿颈部前正中线作垂直切口至胸骨。解剖带状肌。使用Kelly组织剪和Lahey拉钩将肌肉向侧方牵开，暴露从第一气管环至胸廓入口的气管。暴露用于吻合的颈内静脉中的颈总动脉，并使用11号刀片在第二或第三软骨环处开一个1厘米的窗。然后通过气管缺损处寻找气管插管，并确认插管内存在持续通气。为进行腹壁上动脉穿支皮瓣切取，使用手术标记笔在上腹部设计皮瓣，并使用23号手术刀在皮瓣内侧的腹壁前鞘上做一大小为4厘米×3厘米的椭圆形皮肤切口。用Allis钳夹住筋膜，将皮瓣从腹直肌鞘上抬起，以定位通往皮瓣的穿支血管。钝性分离暴露的肌肉组织，并沿穿支血管追踪至腹壁上血管。使用23号手术刀在皮瓣上做一侧向皮肤切口。用止血钳在上方夹闭腹壁上血管及其伴行静脉。然后使用凯利组织剪在止血钳上方剪断血管，并用3-0缝线在止血钳下方结扎血管，以便移除止血钳。进行血管吻合时，使用手术放大镜，用两把止血钳夹闭颈动脉，两钳相距1至2厘米。使用显微剪刀在止血钳之间进行剪切，并用双股缝线结扎血管的近端，以防止渗漏。在颈动脉和皮瓣动脉之间使用无框架的双夹钳，采用10-0单股全层间断缝合线，在血管周围绕大约相隔120度的位置放置前两根固定缝线，并在两根固定缝线之间再缝合两到三针。松开夹钳并检查有无渗漏。若伴行静脉无反流，参照前述方法，对颈内静脉与伴行静脉再行一次吻合。使用带有18号针头的注射器穿刺皮肤，以确认皮瓣的存活情况。如果出现血滴，使用3-0缝线将腹壁上动脉穿支皮瓣的肌筋膜与气管窗缝合关闭。然后将皮瓣的皮肤部分外置，并缝合至颈部正中皮肤切口，缝合腹部皮肤切口。手术结束时，将猪恢复至俯卧位，使其在无其他动物干扰的环境中苏醒。以每小时150毫升的速度输注乳酸林格液，直至动物完全恢复，并给予0.3毫克布托啡诺用于镇痛。当动物处于卧位时，开始肌内注射阿莫西林-克拉维酸钾和美洛昔康，持续一周，每日检查供区及重建部位皮瓣的愈合进展。在这些代表性研究中，平均缺血时间为50分钟，随着模型重复操作，手术时间逐渐缩短。本模块中，六头猪的平均取材时间为55分钟，供区未观察到任何发病情况。皮瓣的平均蒂长为10厘米，与人体头颈部的解剖尺寸相似。动脉平均直径为4.4毫米，静脉平均直径为5.75毫米，两者均大于人体血管平均直径（均为2毫米），但仍可有效模拟人体解剖结构。皮瓣面积范围为25至40平方厘米，对皮瓣失败率无显著影响。在实施该手术时，重要的是要注意仔细处理穿支血管，并确保良好的静脉回流。该技术建立后，为气管重建领域的研究人员探索使用筋膜修复气管缺损以及确定合适的、安全的皮瓣尺寸而不致气道塌陷铺平了道路。请注意，进行气管重建手术可能极为危险，实施该操作时必须采取预防措施，例如确保气道通畅且完整无损。

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