Name: 使用自动活单元成像仪的简单迁移/入侵工作流 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-02T14:00:00.000+00:00
Duration: 9 min 17 s
Description: 学习使用自动活细胞成像仪进行癌细胞迁移与侵袭实验的方法。该方案提供实时、可重复且高效的细胞运动研究流程，适用于多种细胞类型。

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我们感谢Bloomfield Group Foundation通过Hunter Medical Research Institute（HMRI 13-02）提供的资金支持。X.Z.获得了纽卡斯尔大学APA奖学金以及HCRA生物标志物旗舰项目博士奖学金的资助。

注意： 两种细胞系应分别处理。以下步骤如无特别说明，应针对单一细胞系进行。
1. 划痕前优化细胞密度
<ol>
	<li>在无酚红的杜氏改良伊格尔培养基（DMEM）中，添加10%胎牛血清（FBS）、200 mM L-谷氨酰胺和2 µg/mL胰岛素，于37 °C、5% CO2条件下（大多数癌细胞系的标准培养条件，具体培养配方依细胞系而定），将贴壁细胞在T75 cm2培养瓶中培养至约80%融合度。</li>
	<li>用移液器将培养基吸出并弃入废液容器。加入2 mL预热的0.1%胰蛋白酶-EDTA溶液，短暂冲洗细胞单层后吸除。再加入2 mL 0.1%胰蛋白酶-EDTA溶液，将培养瓶置于37 °C标准培养条件下孵育5分钟。</li>
	<li>轻轻敲击培养瓶以确保细胞完全脱落，随后加入10 mL预热的培养基以终止蛋白水解反应。</li>
	<li>将细胞悬液转移至15 mL离心管中，在室温（RT）下以200 × g 离心5分钟。小心吸除上清液，避免扰动细胞沉淀，并用另10 mL预热的培养基重悬细胞。</li>
</ol>
2. 使用自动细胞计数器（或任何计数方法）进行细胞数量计数
<ol>
	<li>在1.5 mL离心管中，将200 µL重悬的细胞悬液与800 µL的1×杜尔贝科磷酸盐缓冲液（DPBS）混合稀释。</li>
	<li>将60 µm细胞计数传感器连接至细胞计数仪，按住开关，将吸头插入细胞悬液中。缓慢松开开关，使细胞悬液被顺利吸入传感器内。细胞浓度将以细胞/mL显示。</li>
	<li>计算10 mL细胞悬液中的细胞总数。</li>
</ol>
3. 细胞铺板
<ol>
	<li>在96孔板中，以不同细胞密度（40,000–90,000 个细胞/孔）接种细胞，每种条件设三个重复孔。</li>
	<li>将培养板放入活细胞成像仪中，并设置每2小时扫描一次，持续24小时。
	<ol>
		<li>在软件中，从任务列表中点击设置扫描计划。在抽屉设置面板中确定培养板的位置，点击添加容器并选择培养板类型。在扫描设置面板中，根据实验用培养板的布局选择或编辑扫描模式，并将扫描类型设为标准模式。</li>
		<li>在时间轴上右键单击，选择设置时间间隔。将每隔设为2小时，总时程为24小时。点击应用。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 确定迁移实验的最佳细胞接种密度
<ol>
	<li>24 小时后停止扫描，对自动采集的高倍率相差图像应用汇合度处理分析工具，并生成细胞增殖随时间变化的曲线。
	<ol>
		<li>选择 3 至 6 张具有代表性的图像，并将其放入新的 图像集 中。</li>
		<li>确定合适的掩膜作为 处理定义。</li>
		<li>启动分析任务。</li>
		<li>根据随时间变化的汇合度确定最佳细胞密度（通常在迁移实验开始后的 6–18 小时内达到约 100% 汇合度）。 
		注意：细胞生长至汇合所需的时间取决于接种稀释度。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
5. 第1天和第2天：迁移与侵袭实验的准备工作
<ol>
	<li>第1天，包被用于侵袭实验的培养板。 
	注意：ECM胶始终需在冰上操作，并使用已在冰箱中放置过夜的枪头。
	<ol>
		<li>用预冷的培养基将ECM胶稀释至100 µg/mL，向指定孔中加入50 µL稀释后的ECM胶/培养基混合液。</li>
		<li>将培养板置于标准培养条件下过夜。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>第2天，轻柔吸除多余培养基。在傍晚时段，按照第1-3节所述条件，将细胞以优化后的密度接种至两块96孔板中，分别用于迁移实验（未包被）和侵袭实验（已包被），每组设三个复孔（在本实验方案中，ZR75-1和MDA-MB-231细胞的优化接种密度分别为90,000/孔和50,000/孔）。</li>
	<li>将培养板置于标准培养条件下过夜。</li>
</ol>
6. 第3天：划痕损伤
<ol>
	<li>在将划痕工具和2个清洗槽放入生物安全柜之前，先用70%乙醇喷洒并擦拭。分别向清洗槽1和2中准确加入45 mL无菌（高压灭菌）蒸馏水和70%乙醇。</li>
	<li>为进行灭菌，将划痕工具的针块（上部）依次放入清洗槽1和清洗槽2中各5分钟。</li>
	<li>首先进行迁移实验板的操作。
	<ol>
		<li>将含有细胞的培养板从培养箱中取出，确保各孔无干燥，以避免划痕工具受损。移除培养板盖，将其插入划痕工具底座的板架中，并通过导向销小心地将上部放置到底部上。按住黑色杠杆，同时小心提起针块。每个孔中的划痕通常肉眼及显微镜下可见。</li>
		<li>迅速将针浸入水中；如果侵袭实验板的设置相同，此步骤足以在划伤侵袭实验板前清洁划痕工具。否则，需重复灭菌步骤：先用无菌蒸馏水处理5分钟，再用70%乙醇处理5分钟。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用预热的培养基清洗培养板1至2次，以防止脱落的细胞或细胞片重新附着到孔壁上。</li>
	<li>向指定孔中加入100 µL新鲜温热培养基，可含或不含处理因素。</li>
	<li>侵袭实验的附加步骤。
	<ol>
		<li>将侵袭实验板置于4 °C环境中5分钟以平衡温度，然后小心吸除冷培养基。</li>
		<li>用冰上预冷的培养基将ECM凝胶稀释至5 mg/mL，向指定孔中加入50 µL稀释后的ECM凝胶，并在标准条件下孵育30分钟。</li>
		<li>加入100 µL预热的培养基，可含或不含待测化合物。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将培养板放入活细胞成像仪中，平衡5分钟。选择容器类型为imagelock板。设置扫描类型为划痕伤口，根据实验板设置（每孔1张图像，宽视野模式）选择或编辑扫描模式，并设定每1–2小时重复扫描一次，持续72小时，直至伤口愈合。</li>
	<li>清洁划痕工具时，将上部针块依次放入以下溶液（各45 mL，置于清洗槽中）各5分钟：0.5%去污剂1（见材料表）、1%去污剂2（见材料表）、无菌蒸馏水和70%乙醇。将划痕工具放回其底板上，并存放于无尘环境中。</li>
</ol>
7. 数据分析
<ol>
	<li>当所有伤口愈合后，通过在Drawer Setup中选择实验板并点击Remove Vessel，停止对指定板的扫描。</li>
	<li>采集3-6张具有代表性的图像，涵盖不同汇合度百分比的情况，包括划痕刚形成后、伤口闭合10%和50%时的图像。</li>
	<li>为确定合适的处理定义，使用Segmentation Adjustment、Cleanup和Filters功能，应用适当的Scratch Wound Mask和Confluence Mask；使用Preview current/all预览掩膜的准确性。</li>
	<li>启动分析任务。</li>
	<li>数据可在软件内直接分析，或导出进行进一步分析。软件提供的三个指标可用于评估高密度阶段（HD-phase）图像：伤口宽度（µm）、伤口汇合度（%）和相对伤口密度（%）。比较分析将在下一部分中讨论。</li>
</ol>

<ol><li>Graham, C. H., Lala, P. K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Mechanisms+of+placental+invasion+of+the+uterus+and+their+control%5BTitle%5D)+AND+%22Biochemistry+and+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Mechanisms of placental invasion of the uterus and their control.</a> Biochemistry and Cell Biology. 70, 867-874 (1992).</li>
<li>Affolter, M., Zeller, R., Caussinus, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Tissue+remodelling+through+branching+morphogenesis%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Molecular+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Tissue remodelling through branching morphogenesis.</a> Nature Reviews Molecular Cell Biology. 10, 831-842 (2009).</li>
<li>Brugues, A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Forces+driving+epithelial+wound+healing%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Physics%22%5BJournal%5D)">Forces driving epithelial wound healing.</a> Nature Physics. 10, 683-690 (2014).</li>
<li>Weigelt, B., Peterse, J. L., van't Veer, L. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+cancer+metastasis%3A+markers+and+models%5BTitle%5D)+AND+%22Nature+Reviews+Cancer%22%5BJournal%5D)">Breast cancer metastasis: markers and models.</a> Nature Reviews Cancer. 5, 591-602 (2005).</li>
<li>Breast Cancer: Estimated Incidence, Mortality and Prevalence Worldwide in 2012. GLOBOCAN. , Available from: 
 <a target="_blank" href="http://globocan.iarc.fr/Pages/fact_sheets_cancer.aspx">http://globocan.iarc.fr/Pages/fact_sheets_cancer.aspx</a> (2012).</li>
<li>Kalluri, R., Weinberg, R. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((The+basics+of+epithelial-mesenchymal+transition%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Clinical+Investigation%22%5BJournal%5D)">The basics of epithelial-mesenchymal transition.</a> Journal of Clinical Investigation. 119, 1420-1428 (2009).</li>
<li>Scully, O. J., Bay, B. H., Yip, G., Yu, Y. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Breast+cancer+metastasis%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Genomics+Proteomics%22%5BJournal%5D)">Breast cancer metastasis.</a> Cancer Genomics Proteomics. 9, 311-320 (2012).</li>
<li>Kramer, N., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((In+vitro+cell+migration+and+invasion+assays%5BTitle%5D)+AND+%22Mutation+Research%2FReviews+in+Mutation+Research%22%5BJournal%5D)">In vitro cell migration and invasion assays.</a> Mutation Research/Reviews in Mutation Research. 752, 10-24 (2013).</li>
<li>Holliday, D. L., Speirs, V. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Choosing+the+right+cell+line+for+breast+cancer+research%5BTitle%5D)+AND+%22Breast+Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Choosing the right cell line for breast cancer research.</a> Breast Cancer Research. 13, 215(2011).</li>
<li>Clark, A. G., Vignjevic, D. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Modes+of+cancer+cell+invasion+and+the+role+of+the+microenvironment%5BTitle%5D)+AND+%22Current+Opinion+in+Cell+Biology%22%5BJournal%5D)">Modes of cancer cell invasion and the role of the microenvironment.</a> Current Opinion in Cell Biology. 36, 13-22 (2015).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

迁移和侵袭是评估癌细胞运动能力的重要参数。利用96针划痕工具，可同时进行二维和三维的伤口愈合实验。除了能够实现自动扫描、提供稳定且干扰最小的细胞培养环境外，使用96针划痕工具进行的划痕实验还能产生一致的划痕伤口，从而使实验更具稳健性和可重复性。96孔板的格式还提供了更多选择，可增加细胞系数量或设置不同的药物处理条件。此外，还可记录细胞形态变化和动态运动过程，用于后续分析。
迁移/侵袭实验的设计易于应用，仅需满足少量前提条件。划痕前获得融合的单层细胞至关重要，以确保细胞向空白区域进行定向移动。因此，强烈建议优化细胞接种密度，培养时间范围为6-18 h&#160;通常情况下，这一时间范围较为理想。实验细胞贴附于表面的能力及其增殖速率将影响所需时间。过长的孵育时间可能导致细胞间黏附增强，并因细胞片层的移除而产生弯曲的双侧细胞前沿。对于黏附性较差的细胞系，使用生物基质包被有助于缩短等待时间。划痕前可对细胞进行血清饥饿处理。饥饿处理的时间点与划痕时间相似，即当细胞融合度接近100%时进行，所用饥饿培养基及处理时长依细胞类型而定。细胞也可在划痕前进行转染，但需根据转染过程所需的孵育时间，提前确...

细胞迁移和侵袭是人体内重要的生物学过程，可实现多种正常生理功能，如伤口闭合、胎盘侵入子宫以及乳腺的形态发生1,2,3。人体对这些生物学事件具有精确而严格的调控；然而，也存在一些例外情况。例如，恶性肿瘤能够逃逸这种保护机制，表现出异常增殖并侵入邻近组织，这一过程称为转移。转移是癌症相关死亡的主要原因4。
乳腺癌是女性中最常见的癌症，也是全球发达国家女性中癌症相关死亡的第二大原因5。乳腺癌起源于由一层或多层上皮细胞构成的导管或小叶。在正常乳腺组织中，上皮细胞通过膜蛋白（如E-钙黏蛋白和整合素）相互黏附，并与基底膜相连6。然而，侵袭性乳腺癌细胞失去了极性和细胞间黏附能力，通常经历上皮-间质转化（EMT），并获得移动能力。在穿出血管后，这些细胞穿过细胞外基质（ECM），进入血管或淋巴系统，随后发生内渗并形成转移性生长7。了解这一过程的发生机制具有重要意义，因为转移是癌症相关死亡最常见的原因，且与癌细胞的迁移/侵袭密切相关。为了观察癌细胞的运动，迁移实验和侵袭实验分别是研究二维和三维细胞运动的理想模型。迁移直接评估细胞的运动能力，而侵袭则涉及与微环境的相互作用以及降解生物屏障的能力。这两个过程并非完全独立，因为迁移是侵袭的前提条件。
已开发出多种方法用于研究细胞迁移和侵袭。如Kramer等人综述所述，迁移实验（如伤口愈合实验、栅栏实验和微载体实验）通过产生无细胞区域，使细胞进入该区域，从而评估面积变化；而transwell实验和毛细管实验则基于向趋化因子移动的细胞数量进行评估8。对于侵袭实验，需建立细胞外基质（ECM）环境，例如使用ECM凝胶或胶原蛋白，通过监测侵袭面积、距离和细胞数量来评估三维运动（如transwell实验、platypus实验）8。另一类侵袭实验是将侵袭性细胞与非侵袭性细胞共培养，观察侵袭性细胞的行为（如球体实验）。上述方法各有优缺点，在实验设计中，更倾向于采用操作简便、易于重复，并能在相似实验流程中同时整合迁移和侵袭实验的方法。
本方案描述了使用活细胞成像仪检测细胞迁移和侵袭的方法。该系统是一种安装在标准细胞培养孵育箱内的实时细胞监测系统，可根据设定的扫描间隔和测量参数，对细胞或荧光标记目标应用适当的掩膜，获取高清图像。迁移/侵袭检测模块包含一种96针划痕工具，适用于在96孔板的细胞单层上制造均一的划痕伤口。该方法基于体外伤口愈合实验，用于监测细胞在塑料表面或包被表面的二维运动。此外，还可评估细胞穿过划痕区域中额外细胞外基质（ECM）的侵袭能力或三维运动。简要的工作流程见图1所示。

<table><tbody><tr><td>0.5% 胰蛋白酶-EDTA 溶液（10倍浓缩液）</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>30028-02</td><td>用 DPBS 稀释至 2 倍浓度</td></tr><tr><td>Countess II FL 全自动细胞计数仪</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>AMQAX1000</td><td>全自动细胞计数仪</td></tr><tr><td>清洗剂 1（Alconox）</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>242985</td><td>工作浓度为 0.5%</td></tr><tr><td>清洗剂 2（Virkon S）</td><td>VetProduct DIRECT</td><td></td><td>工作浓度为 1%</td></tr><tr><td>Dulbecco&amp;rsquo;s 改良伊格尔培养基，无酚红</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>21063-045</td><td>添加 10% 胎牛血清、200 mM L-谷氨酰胺、2 &amp;mu;g/ml 胰岛素</td></tr><tr><td>ECM 凝胶（Matrigel）</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E6909</td><td>生长因子减除型，无酚红</td></tr><tr><td>Essen ImageLock 96 孔板，平底</td><td>Essen</td><td>4379</td><td></td></tr><tr><td>EVE 细胞计数载玻片</td><td>BioTools</td><td>EVS-50</td><td></td></tr><tr><td>胎牛血清（FBS）</td><td>Bovogen Biologicals</td><td>SFBS-F-500ml</td><td></td></tr><tr><td>IncuCyte 96 孔划痕伤口细胞侵袭配件</td><td>Essen</td><td>4444</td><td>包含 CoolBox、2 个 CoolSink</td></tr><tr><td>IncuCyte 细胞迁移试剂盒</td><td>Essen</td><td>4493</td><td>包含 96 孔针板、2 个清洗槽及软件</td></tr><tr><td>IncuCyte ZOOM</td><td>Essen</td><td></td><td>活细胞分析系统</td></tr><tr><td>人胰岛素溶液</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>19278-5ML</td><td></td></tr><tr><td>L-谷氨酰胺溶液（100 倍浓缩液）</td><td>ThermoFisher Scientific</td><td>25030-091</td><td></td></tr><tr><td>组织培养瓶，75 cm&lt;sup&gt;2&lt;/sup&gt; 生长面积</td><td>Greiner Bio-One</td><td>658175</td><td></td></tr></tbody></table>

使用自动化活细胞成像仪的简单迁移/侵袭实验流程

A Simple Migration/Invasion Workflow Using an Automated Live-cell Imager

癌细胞的移动性对于转移的启动至关重要。因此，研究细胞的运动能力及侵袭能力具有重要意义。迁移实验可提供细胞在二维水平运动的基本信息，而侵袭实验则更具生理相关性，能够模拟体内癌细胞从原发部位脱落并穿透细胞外基质的过程。本实验方案提供了一套统一的迁移与侵袭实验操作流程。结合集成的自动化显微成像系统以获取实时高清图像，以及内置的分析模块，为研究人员提供了一种省时、简便且可重复的实验选择。本方案还包含了耗材的替代选项及多种可选的分析方法，供用户根据需要进行选择。

该迁移/侵袭实验基于划痕愈合实验，通过96针划痕工具创建无细胞区域，以评估细胞进入该区域的速率。迁移实验与侵袭实验的区别在于：迁移实验检测细胞在组织培养处理的塑料表面的移动，而侵袭实验检测细胞穿过细胞外基质（ECM）凝胶的移动能力。
划痕工具旨在在指定的培养板上制造一致的划痕伤口，而活细胞成像仪则用于实时获取高分辨率图像，并确保划痕伤口位于图像中央。本实验方案中使用的两种乳腺癌细胞系为ZR75-1和MDA-MB-231，分别归类为管腔B型和三阴性亚型9。由96针划痕工具产生的划痕伤口通常宽度在700–900 µm之间，但不同细胞系之间可能存在差异（图2）。
迁移实验提供了三个指标：（1）伤口宽度（µm）是指伤口两侧细胞层之间的...

本方案描述了一种集成化方法，可在单一平台上实时研究癌细胞的迁移与侵袭，为细胞运动性及形态学研究提供了一种易于重复且高效省时的选择。

癌细胞的移动性对于转移的启动至关重要。因此，对细胞运动及侵袭能力的研究具有重要意义。

癌细胞的移动性对于转移的启动至关重要。因此，研究肿瘤细胞的运动能力及侵袭能力具有重要意义。这种在同一平台上实时研究癌细胞迁移和侵袭的整合方法，为研究细胞移动性及病理过程提供了一种易于重复且高效省时的选择。该方法可用于研究癌细胞通过细胞外基质的侵袭过程，并可应用于其他细胞类型。为获得最佳划痕时间，应确保已优化接种密度，并在细胞单层达到100%融合后避免延长培养时间。为确定迁移实验中接种细胞的最佳数量，可在96孔板中以不同密度设置三复孔进行细胞接种。将培养板放入活细胞成像仪中，并在成像仪软件的任务列表中选择“计划扫描”。在“抽屉设置”面板中确定培养板的位置，点击“添加容器”以选择培养板类型。在“扫描设置”面板中，根据实验培养板的设置选择或编辑扫描模式，并将扫描类型设为标准模式。右键单击时间轴，然后选择设置间隔。接着将“每隔”设置为每两小时添加一次扫描，持续 24 小时，然后单击应用。24 小时后，打开抽屉设置以选择实验板，并单击移除容器。选择三到六张具有代表性的图像，并将它们放入一个新的图像集合中。为确定合适的处理方案，使用分割调整、清理和滤镜功能来应用适当的汇合度掩膜，并通过“预览当前全部”查看掩膜的准确性。启动分析任务，根据细胞迁移实验开始后六至十八小时内达到约100%汇合度的时间点，确定最佳的细胞密度。然后，将自动采集的高清晰度相差图像应用汇合度分析工具，以生成随时间变化的细胞增殖曲线。在开始实验前，用50微升以冰浴细胞培养基稀释的细胞外基质凝胶（浓度为每毫升100微克）包被用于侵袭实验的培养板。随后，将培养板置于细胞培养箱中孵育过夜。次日下午，轻柔地吸除多余培养基，将细胞以优化后的密度接种到包被了细胞外基质的培养板中相应的孔内，每组设三个复孔，同时接种至另一块未包被的96孔板中。随后，将培养板放入细胞培养箱中过夜培养。次日早晨，将未包被的迁移实验板放入划痕工具的底座支架中，并利用导向销钉小心地将支架顶部放置到底座上。在小心抬起针块制造划痕的同时，按住黑色杠杆。每个孔中的划痕应肉眼可见，同时在显微镜下也可观察到。随后，用预热的培养基洗涤平板一至两次，以去除任何脱落的细胞或细胞层。进行侵袭实验时，按照刚刚演示的方法划线处理包被好的培养板。去除脱落的细胞和细胞片后，使用预冷的冷藏盒将培养板在4°C条件下平衡5分钟，然后小心吸除冷培养基。接着，在相应的孔中加入50 µL稀释后的细胞外基质凝胶，并将培养板放入细胞培养箱中孵育30分钟。在使用细胞外基质凝胶时，气泡较为常见，但可通过吸除70%乙醇来消除。随后向迁移或侵袭检测板的相应孔中加入100 µL新鲜的温热培养基，可含或不含待测化合物，并将该板放入活细胞成像平台中。清洗划痕工具时，将顶部针块依次置于盛有5%去污剂一、1%去污剂二、无菌蒸馏水或70%乙醇的45 mL清洗槽中，每个步骤清洗5分钟，之后将划痕工具重新放回底板，在无尘环境中保存。进行伤口实验成像时，先让培养板平衡五分钟，然后选择“容器类型”作为图像记录平面，并将扫描类型设置为划痕伤口。根据实验用培养板的设置选择或编辑扫描模式，计划在72小时期间每一至两小时重复扫描一次，持续24小时，或直至伤口愈合如示例所示。当所有伤口均已愈合后，停止扫描，并选取三至六张具有代表性的图像，涵盖不同愈合百分比范围，包括刚制造伤口后的图像，以及伤口闭合达10%和50%时的图像。为了确定合适的处理定义，请应用适当的划痕伤口掩模和融合度掩模（如图所示），并使用“预览当前全部”功能查看掩模的准确性。然后启动分析任务。在细胞迁移实验中，伤口宽度是指伤口两侧细胞层之间的平均距离。伤口汇合度是指损伤区域内细胞的汇合程度。理想的初始伤口汇合度应接近百分之零。相对伤口密度和伤口汇合度可反映细胞占据划痕损伤区域的速度。这些数据在这两种代表性细胞系中几乎重叠。不同的细胞系表现出截然不同的伤口愈合能力，表明各细胞系之间的迁移能力存在差异。例如，在迁移开始时，可在该乳腺腺癌细胞系的迁移前沿观察到片状伪足，而与此同时，该黏蛋白1（mucin 1）表达的乳腺癌细胞系则未表现出任何细胞迁移的迹象。此外，乳腺腺癌细胞系的相对伤口密度在50小时后达到饱和，而黏蛋白1产生型乳腺癌细胞系的相对伤口密度则随时间无明显变化，这凸显了腺癌细胞的高度侵袭性表型以及黏蛋白1产生型乳腺癌细胞的非侵袭性特征。腺癌细胞在穿过细胞外基质凝胶时也表现出不同的行为，呈现出具有前导突起的细长形态；在迁移实验中，迁移前沿可见一个凸起结构。接种细胞时需注意：若接种细胞数量过少，划痕将无法正常形成；若接种细胞数量过多，则会导致细胞过度拥挤。采用此操作步骤后，可加入轨迹处理，从而使该方法适用于高通量轨迹筛选。该方法使研究人员能够在同一高通量平台上进行这些检测，并能够实时监测细胞，而非仅在实验终点进行观察。用于对划痕工具进行灭菌的消毒剂可能具有危害性。请确保根据相关的材料安全数据表（MSDS）以及您所在机构的常规处理规定，收集并妥善处置溶液。

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科研

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Cancer Research

癌症研究

使用自动活单元成像仪的简单迁移/入侵工作流

本文介绍了一种无创的双光子（2P）显微成像方法，用于研究小鼠足垫中的白细胞归巢过程。我们讨论了组织成像制备过程中的技术细节，并指导读者完成从初始设置到实验实施及数据采集的典型实验流程。...

白细胞归巢与迁移的非侵入性成像 体内

介绍了一种用于研究癌症干细胞迁移的分区化微流控装置。该新型平台可构建可存活的细胞微环境，并实现对活细胞运动的显微可视化观察。通过分离出高迁移活性的癌细胞，可用于研究其侵袭性浸润的分子机制，有望为未来开发更有效的治疗策略提供依据。...

利用分区化微流控装置和活细胞成像评估癌干细胞迁移

该方法可实现对细胞的实时监测，并对细胞迁移的不同参数（如速度、位移和速率）进行定量测量。与传统方法不同，这种实时方法并非基于终点定量迁移测量，而是能够连续监测并计算各种参数。...

使用延时视频显微镜对细胞随机迁移进行定量分析

细胞迁移等细胞过程传统上是在二维刚性塑料表面进行研究的。本报告描述了一种技术，可直接观察蛋白质定位，并分析在更接近生理条件的三维基质中迁移细胞内的蛋白质动态变化。...

活细胞成像观察在三维基质中迁移并表达荧光标记蛋白的细胞

我们介绍一种活细胞成像方法，可揭示T细胞活化过程中蛋白质的动态变化。我们展示了T细胞铺展实验、共聚焦显微镜与成像分析相结合的使用方法，以获得定量结果，用于追踪T细胞活化全过程中的信号复合物形成。...

T细胞信号复合体形成的实时活体成像

本文描述了一种在显微镜腔室中构建黏附性梯度和可溶性梯度的方法，用于活细胞迁移研究。该人工构建的环境结合了抗污表面与黏附轨迹以及溶液梯度，从而可确定不同导向信号之间的相对重要性。...

创建黏附性与可溶性梯度以荧光显微镜成像细胞迁移

本文介绍了一种通过延时视频显微镜监测神经细胞群体，并结合基于软件的后期处理的稳健方案。该方法是一种强大的工具，可用于在活体成像实验中识别特定细胞群体内的生物学事件。...

活体成像联合单细胞示踪监测多种神经细胞群体的细胞生物学与谱系进展

在此，我们描述了一种检测细胞迁移的方法 体外...

优化的划痕实验方法 体外 使用自动化光学相机检测细胞迁移

边缘区B细胞（MZBs）在剪切流的作用力下会重新调整其迁移路径，逆流而上。本实验方案展示了如何利用流体控制单元、泵、显微成像系统及免费软件来记录和分析细胞迁移过程。...

小鼠边缘区B细胞剪切流诱导迁移的体外分析

本研究介绍了一种应用于儿童弥漫性中线胶质瘤细胞系的活细胞三维免疫细胞化学技术方案，可用于实时研究动态过程（如三维细胞侵袭和迁移）中细胞质膜上蛋白质的表达情况。...

儿童弥漫性中线胶质瘤的活体三维细胞免疫细胞化学检测

本方案提供了一种原代小鼠T细胞分离的方法，以及在特定环境条件下对T细胞迁移进行延时显微成像并进行定量分析的技术。...

原代小鼠CD8+ T细胞的实时体外迁移实验

学习使用自动活细胞成像仪进行癌细胞迁移与侵袭实验的方法。该方案提供实时、可重复且高效的细胞运动研究流程，适用于多种细胞类型。

使用自动化活细胞成像仪的简单迁移/侵袭实验流程

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