Name: 真空采血系统和眼镜放大镜从非麻醉小鼠尾静脉中修饰采血 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-02-02T14:30:00.000+00:00
Duration: 7 min 42 s
Description: 学习使用真空采血系统和眼镜放大镜从小鼠尾静脉采集血液的方法。该技术操作简便，可提高初学者成功率，实现重复采血并减少动物损伤，适用于神经科学和动物生理学研究。

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本工作得到中国湖北省自然科学基金项目[项目编号：2018CFB761]的资助。

1. 饲养管理
<ol>
	<li>使用12周龄的昆明小鼠。 
	注意：我们使用了来自实验动物中心的小鼠（n = 40，20只雄性，37–46 g，平均体重42.38 ± 2.39 g）&#160;同济&#160;医学&#160;学院</li>
	<li>在标准条件下饲养小鼠，自由摄取食物和饮用水。每笼饲养两只小鼠，笼具面积为530 cm²。2 带有木屑垫料的笼具</li>
	<li>保持室温在21–23℃之间 °C.</li>
	<li>在整个研究期间，给小鼠饲喂正常盐饮食（0.3% NaCl）。</li>
</ol>
2. 血液样本采集
<ol>
	<li>准备以下设备：真空采血管（1 mL）、蝶形针、眼镜式放大镜和塑料固定器。将它们放置在无菌表面上（图1）。</li>
	<li>将小鼠放入塑料固定器中，用温水（20–30 °C）清洗其尾部。用70%乙醇浸湿的棉球擦拭尾部，以扩张静脉。选择右侧或左侧尾静脉进行采血。轻轻握住尾部下段，在采血过程中保持尾部伸直。</li>
	<li>采集血液。若需比较不同方法，将采血分为两组：采用下述本研究建立方法的“实验组”和采用下述传统方法的“对照组”。
	<ol>
		<li>实验组采血：
		<ol>
			<li>佩戴眼镜式放大镜，以便更清晰地观察尾静脉穿刺部位。将22 G蝶形针针尖插入尾部一侧的侧尾静脉，穿刺位置距离尾尖约一半长度处，进针角度约为10°，朝向尾根方向，便于多次采样。</li>
			<li>将蝶形针的橡胶端插入真空采血管以收集血液（图2）。 
			注意：若采血过程中血液停止流出，应迅速调整针头角度。为避免针内血液凝固，若15秒后仍无血液流出，应更换穿刺位置。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>对照组方法：
		<ol>
			<li>将连接注射器的针头插入距离尾尖约三分之一长度处的一侧尾静脉。</li>
			<li>当血液进入注射器乳头时，缓慢回拉活塞以采集血液（图3）7。 
			注意：为深入阐明采血经验差异的影响，选择一名初学者和一名专家同时使用实验组和对照组方法进行采血。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
	<li>采血完成后，拔出针头并按压穿刺点以止血。随后将小鼠从塑料固定器中取出，并放回笼中。 
	注意：已有报道表明，健康动物每隔2周可安全采集不超过其总血容量10%的血液8，因此每次采血约175 µL，符合伦理原则。</li>
	<li>使用含EDTA的采血管收集血浆，使用不含抗凝剂的采血管收集血清。轻轻颠倒混匀数次，并垂直置于冰上。</li>
	<li>将采血管在预冷的离心机中以1,000 × g离心10分钟，以分离血浆和血清。 
	注意：成功采血定义为每次获得175 µL血液。穿刺次数不应超过三次，若第三次穿刺后总采血量仍少于175 µL，则视为采血失败。采样持续时间定义为从尾静脉穿刺开始至采血完成后拔出针头为止的时间。</li>
	<li>每隔2周采集血液两次8。</li>
</ol>
3. 统计分析
<ol>
	<li>使用市售的统计学软件进行分析。以均值 ± 标准差表示数据，以 p &#60; 0.05 作为统计学显著性的判定阈值。</li>
</ol>

<ol><li>Grouzmann, E., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sampling+methodology+is+crucial+for+precise+measurement+of+plasma+catecholamines+concentrations+in+mice%5BTitle%5D)+AND+%22European+Journal+of+Physiology%22%5BJournal%5D)">Blood sampling methodology is crucial for precise measurement of plasma catecholamines concentrations in mice.</a> European Journal of Physiology. 447 (2), 254-258 (2003).</li>
<li>Heimann, M., Roth, D. R., Ledieu, D., Pfister, R., Classen, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Sublingual+and+submandibular+blood+collection+in+mice%3A+a+comparison+of+effects+on+body+weight%2C+food+consumption+and+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Sublingual and submandibular blood collection in mice: a comparison of effects on body weight, food consumption and tissue damage.</a> Lab Animal. 44 (4), 352-358 (2010).</li>
<li>Heimann, M., Kasermann, H. P., Pfister, R., Roth, D. R., Burki, K. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+collection+from+the+sublingual+vein+in+mice+and+hamsters%3A+a+suitable+alternative+to+retrobulbar+technique+that+provides+large+volumes+and+minimizes+tissue+damage%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Blood collection from the sublingual vein in mice and hamsters: a suitable alternative to retrobulbar technique that provides large volumes and minimizes tissue damage.</a> Lab Animal. 43 (3), 255-260 (2009).</li>
<li>Hoff, J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Methods+of+blood+collection+in+the+mouse%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Methods of blood collection in the mouse.</a> Lab Animal. 29 (10), 47-53 (2000).</li>
<li>Zou, W., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Repeated+Blood+Collection+from+Tail+Vein+of+Non-Anesthetized+Rats+with+a+Vacuum+Blood+Collection+System%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Repeated Blood Collection from Tail Vein of Non-Anesthetized Rats with a Vacuum Blood Collection System.</a> Journal of Visualized Experiments. (130), (2017).</li>
<li>Kilkenny, C., Altman, D. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Improving+bioscience+research+reporting%3A+ARRIVE-ing+at+a+solution%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Improving bioscience research reporting: ARRIVE-ing at a solution.</a> Lab Animal. 44 (4), 377-378 (2010).</li>
<li>Parasuraman, S., Raveendran, R., Kesavan, R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Blood+sample+collection+in+small+laboratory+animals%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Pharmacology+and+Pharmacotherapeutics%22%5BJournal%5D)">Blood sample collection in small laboratory animals.</a> Journal of Pharmacology and Pharmacotherapeutics. 1 (2), 87-93 (2010).</li>
<li>Diehl, K. H., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+good+practice+guide+to+the+administration+of+substances+and+removal+of+blood%2C+including+routes+and+volumes%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Toxicology%22%5BJournal%5D)">A good practice guide to the administration of substances and removal of blood, including routes and volumes.</a> Journal of Applied Toxicology. 21 (1), 15-23 (2001).</li>
<li>Wollowitz, A., Bijur, P. E., Esses, D., John Gallagher, E. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Use+of+butterfly+needles+to+draw+blood+is+independently+associated+with+marked+reduction+in+hemolysis+compared+to+intravenous+catheter%5BTitle%5D)+AND+%22Academic+Emergency+Medicine%22%5BJournal%5D)">Use of butterfly needles to draw blood is independently associated with marked reduction in hemolysis compared to intravenous catheter.</a> Academic Emergency Medicine. 20 (11), 1151-1155 (2013).</li>
<li>Eder, J. M., Cutter, G. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+for+collecting+cord+blood%5BTitle%5D)+AND+%22Obstetrics+and+Gynecology%22%5BJournal%5D)">A new device for collecting cord blood.</a> Obstetrics and Gynecology. 86 (5), 850-852 (1995).</li>
</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

本研究介绍了一种易于掌握的小鼠采血方法，优于传统技术。首先，该方法容易掌握且成功率高。其次，该方法基于真空负压原理，可实现连续采血，减少直接接触血液的风险，从而降低污染和溶血的可能性9。第三，该方法可在短时间内对小鼠进行多次采血，获得足够体积的血液样本，适用于多种研究目的。此外，该操作对小鼠造成的损伤极小，且无需使用麻醉剂即可完成采血，因此可避免应激反应和麻醉剂对血液样本的影响。
根据已批准的方案，尾静脉是采血的理想部位7。然而，对于血流较少且较细的尾静脉，通常难以获得足够的血量。在此情况下，通常需要切开皮肤，再用采血针刺入静脉，或用剃刀迅速切除尾部末端。
本方案旨在改进使用真空采血系统从小鼠采集血液的方法，该方法需要真空采血管、蝶形针头和眼镜式放大镜。这种真空采血系统通常用于日常临床实践中从患者身上采集血样10。借助眼镜式放大镜，更容易定位尾静脉的最佳穿刺点。当针尖插入尾静脉后，由于负压作用，血液将自动流入真空管中。当针头从尾静脉撤出后，滞留在导管中的血液会因真空作用继续流入采血管内。
以下提示对于成功应用该方法至关重要。首先，每只小鼠的体重应达到40 g或以上，以降低穿刺难度并确保获得足够的血液量。其次，若采血失败，实验人员应尝试缓慢回撤针头，直至血液持续流出。第三，必须将小鼠尾巴充分伸展，以避免采血过程中发生移动。轻握针头有助于在小鼠尾巴活动时保持针尖位于静脉内。第四，若采血过程中血液停止流出，应及时调整针头角度。为防止针头内血液凝固，若血液停止流出超过15秒，应选择新的穿刺位置。最后，建议在使用该技术从小鼠采血时，由两名操作人员协作完成。&#160;
简而言之，小鼠采用的真空采血方法安全、可行且易于操作。该方法可在未麻醉的小鼠中频繁采集到足量的血液样本。

实验动物采血是一项基本的研究技术。目前已有多种从小鼠采血的技术，包括断尾法、心脏穿刺、眶后静脉丛穿刺、颈静脉穿刺、尾静脉穿刺以及下腔静脉穿刺。理想情况下，应以最小侵入性的方式采血，并将对动物健康的影响降至最低。然而，目前常用的技术往往会给动物带来应激反应，从而影响研究结果1。通过眶后静脉丛采血可用于从小鼠获取足够的血量2。但该方法可能导致严重的组织损伤，且无法在短时间内重复采血3。
尾静脉是采集小鼠血液的较优部位，因其对小鼠造成的损伤最小。然而，小鼠尾静脉较细，有时难以通过常规穿刺技术获得足够的血量。在某些情况下，需要进行多次穿刺才能获取所需的血液体积。通常建议使用麻醉以方便从小鼠尾静脉采血。&#160; 此外，可能需要使用手术刀、直刃剃刀或锋利的剪刀切除尾端以获取所需的血样4。我们此前已报道，采用真空采血系统可成功从非麻醉大鼠的尾静脉采集血液，该方法降低了血液污染的风险，并避免了重复穿刺的需要5。本研究报道了一种类似的非麻醉小鼠尾静脉采血方法。

<table><tbody><tr><td>双尖针</td><td>上海康农医疗器械有限公司，中国</td><td>20163151718</td><td>22G (0.7 mm x 25 mm)</td></tr><tr><td>眼镜式放大镜</td><td>Vergroberung</td><td></td><td>1.5倍</td></tr><tr><td>小鼠正常盐饮食</td><td></td><td></td><td>实验期间小鼠接受正常盐饮食（0.3% NaCl）。</td></tr><tr><td>塑料固定架</td><td>上海康农医疗器械有限公司，中国</td><td></td><td>35–45 g 大鼠固定架</td></tr><tr><td>用于统计分析的 SPSS 软件</td><td>SPSS 公司，芝加哥；美国</td><td>版本 17.0</td><td></td></tr><tr><td>注射器</td><td>山东威高医用高分子制品股份有限公司，中国</td><td>20160911A</td><td>1 mL（匹配针头规格：0.45&amp;times;16RW LB）</td></tr><tr><td>真空采血系统</td><td>武汉智元医药科技有限公司，中国</td><td>20171222</td><td>1 mL (&amp;Phi;12.4&amp;times;L75)</td></tr></tbody></table>

使用真空采血系统和眼镜式放大镜对未麻醉小鼠尾静脉进行改良采血

Modified Blood Collection from Tail Veins of Non-anesthetized Mice with a Vacuum Blood Collection System and Eyeglass Magnifier

血液样本采集是实验动物研究的基础，对于各种研究目的而言，获取足量的血液样本至关重要。小鼠尾静脉较细，采用传统穿刺方法有时难以获得所需的血量。本研究旨在比较初学者和专家分别使用真空采血系统结合眼镜式放大镜（实验组）与传统采血方法（对照组）从小鼠尾静脉重复采集血液样本的优劣。在实验组中，借助眼镜式放大镜，将蝶形针头插入每只小鼠的尾静脉；当成功穿刺静脉后，将蝶形针的橡胶接头插入真空采血管，即可收集血液样本。在对照组中，则使用注射器在无放大辅助的情况下进行采血。结果显示，初学者与专家在实验组中的采血成功率分别为70%与100%（p &#60; 0.01），而在对照组中分别为35%与85%（p &#60; 0.01）。无论初学者还是专家，实验组获取所需血量所需的穿刺次数均显著低于对照组（2.40 ± 0.75 vs. 2.90 ± 0.31，p &#60; 0.05；1.15 ± 0.37 vs. 1.55 ± 0.76，p &#60; 0.05）。综上所述，该采血技术可行、易于掌握，能够从非麻醉小鼠中频繁采集足量血液样本。&#160;

两组小鼠的体重、采血量及采样时间 
每组分别对20只小鼠（其中雄性10只）进行两次采血，间隔时间为2周。初学者和专家操作时，实验组与对照组小鼠的平均体重均相近（分别为42.40 g ± 1.42 g vs. 42.65 g ± 1.14 g，p &gt; 0.05；42.55 g ± 2.91 g vs. 43.20 g ± 2.69 g，p &gt; 0.05）。在专家操作下，两组之间的采血量和采样时间也相似（184.25 µL ± 11.95 µL vs. 171.75 µL ± 25.61 µL，p &gt; 0.05；1.85 min ± 0.68 min vs. 2.17 min ± 0.80 min，p &gt; 0.05）。然而，在初学者操作中，实验组的采血量更高、采样时间更短，优于对照组（172.00 µL ± 15.17 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL，p &lt; 0.01；3.11 min ± 0.44 min vs. 4.08 min ± 0.61 min，p &lt; 0.01）。与初学者相比，专家无论采用实验方法还是传统方法，均能采集到更多的血液且耗时更短（184.25 µL ± 11.95 µL vs. 172.00 µL ± 15.17 µL，p &lt; 0.01；171.75 µL ± 25.61 µL vs. 148.50 µL ± 30.22 µL，p &lt; 0.05；1.85 min ± 0.68 min vs. 3.11 min ± 0.44 min，p &lt; 0.01；2.17 min ± 0.80 min vs. 4.08 min ± 0.61 min，p &lt; 0.05）（表1）。
两组的成功率与穿刺次数 
初学者与专家在实验组的成功率比较分别为70%（14/20）与100%（20/20）（p &lt; 0.01），在对照组分别为35%（7/20）与85%（17/20）（p &lt; 0.01）。初学者在实验组的成功率也显著高于对照组[70%（14/20）vs. 35%（7/20），p &lt; 0.05]。无论初学者还是专家，实验组的穿刺次数均显著低于对照组（2.40 ± 0.75 vs. 2.90 ± 0.31，p &lt; 0.05；1.15 ± 0.37 vs. 1.55 ± 0.76，p &lt; 0.05）。与初学者相比，专家使用实验方法和常规方法均表现出更短的穿刺时间（1.15 ± 0.37 vs. 2.40 ± 0.75，p &lt; 0.01；1.55 ± 0.76 vs. 2.90 ± 0.31，p &lt; 0.01）（表1）。
<img alt="用于吸收分析的分光光度计装置，包括比色皿、比色皿架和光纤。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig1.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 1"> 
图 1：设备。图中显示的是 1 mL 真空采血管和 22 G 蝴蝶针（左）、眼镜式放大镜（中）以及塑料固定装置（右）。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig1large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="使用生物反应器装置进行组织工程的过程；细胞培养、再生方法。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig2.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图 2"> 
图 2：实验组成功采血结果。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig2large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="静力平衡；用于科学研究的医用注射器插入生物组织的示意图。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/59136/59136fig3.jpg" data-altupdatedat="1788282455000" data-alt="图3"> 
图3：对照组成功采血。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/59136/59136fig3large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<table border="1" fo:keep-together.within-page="1" fo:keep-with-next.within-page="always">
	<tbody>
		<tr>
			<td></td>
			<td colspan="2">实验组</td>
			<td colspan="2">对照组</td>
		</tr>
		<tr>
			<td></td>
			<td>初学者</td>
			<td>专家</td>
			<td>初学者</td>
			<td>专家</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>体重 (g)</td>
			<td>42.4±1.42</td>
			<td>42.55±2.91</td>
			<td>42.65±1.14</td>
			<td>43.20±2.69</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>采集血量 (µL)</td>
			<td>172.00±15.17</td>
			<td>184.25±11.95##</td>
			<td>148.50±30.22**</td>
			<td>171.75±25.61#</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>采血持续时间 (min)</td>
			<td>3.11±0.44</td>
			<td>1.85±0.68##</td>
			<td>4.08±0.61**</td>
			<td>2.17±0.80##</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>采血次数</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
			<td>20</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>平均穿刺次数</td>
			<td>2.40±0.75</td>
			<td>1.15±0.37##</td>
			<td>2.90±0.31*</td>
			<td>1.55±0.76##*</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>一次穿刺成功</td>
			<td>3</td>
			<td>17</td>
			<td>0</td>
			<td>12</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>两次穿刺成功</td>
			<td>6</td>
			<td>3</td>
			<td>2</td>
			<td>5</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>三次穿刺成功</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
			<td>5</td>
			<td>0</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>失败</td>
			<td>6</td>
			<td>0</td>
			<td>13</td>
			<td>3</td>
		</tr>
		<tr>
			<td>成功率</td>
			<td>70%</td>
			<td>100%##</td>
			<td>35%*</td>
			<td>85%##</td>
		</tr>
	</tbody>
</table>
表1：实验组与对照组结果比较。 *p &lt; 0.05，**p &lt; 0.01，实验方法 vs. 常规方法。#p &lt; 0.05，##p &lt; 0.01，初学者 vs. 专家。

本研究报道了使用真空采血管系统结合眼镜式放大镜从小鼠尾静脉采血的方法。该方法易于操作，可用于小鼠的重复采血。

血液样本采集是实验动物研究的基础，对于实现多种研究目的而言，获取足量的血液样本至关重要。

本研究报道了使用真空采血管系统结合眼镜式放大镜从小鼠尾静脉采血的方法。该方法易于操作，可用于小鼠的重复采血。首先将小鼠放入塑料固定装置中。用70%乙醇清洁并擦拭尾部。然后操作者佩戴眼镜式放大镜以更好地观察小鼠尾部。将蝶形针头插入扩张的侧尾静脉之一，血液通过蝶形针的橡胶端收集到真空采血管中。最后，移除针头，采血过程即告完成。尾静脉是小鼠采血的首选部位。该采血方法对小鼠造成的损伤较小，但小鼠尾静脉非常细，有时难以穿刺。本文介绍一种利用真空采血管系统在实验小鼠上进行尾静脉采血的简便方法。该方法简单高效，可用于小鼠的重复采血。本实验操作将由本实验室的 Xiaoyan Liu 和 Wusong Zou 两位成员进行演示。首先，将塑料固定装置、带橡胶塞的真空采血管、双头针以及放大眼镜放置于无菌操作台面上。接着，将一只小鼠放入塑料固定装置中。小鼠的前爪和后爪应置于舒适的位置。采集血样时，先用20至30摄氏度的温水清洗尾部，再用70%乙醇浸湿的棉球擦拭尾部以扩张静脉。选择右侧或左侧尾静脉进行采血。轻轻抓住尾巴的下部，并在采血过程中保持尾巴伸直。佩戴眼镜式放大镜以改善视野，便于穿刺尾静脉。将22号蝶形针头以约10度的角度插入尾尖远端约一半位置的一侧尾静脉，朝向尾巴基部方向进针，以便采集多个样本。通过将蝴蝶针的橡胶端插入真空采血管中，将血液收集到真空采血管内。根据批准的实验方案，可多次使用小鼠尾部进行血液采集，采集频率可根据需要而定。采用传统方法从小鼠细小且血流较少的尾静脉中获取足够的血量并不总是容易的。我们的方法简单高效，可用于小鼠反复获取足够的血量。据报道，健康动物每隔两周可安全采集不超过其总血量10%的血液，因此每次采集小鼠血液样本约175微升，符合伦理原则。第二，采血过程中必须充分伸展尾巴，以避免其移动。为避免针头内血液凝固，若血液停止流出超过15秒，应选择另一个穿刺位置。每次成功采集血液量定义为175 µL。最大穿刺次数设定为三次。如果第三次穿刺后总血量低于175微升，则定义为采血失败。当采集到足够的样本量后，将针头从静脉中撤出，并短暂按压穿刺部位以止血。为采集血浆，应使用含有EDTA（一种抗凝剂）的试管，轻轻倒置试管数次，使抗凝剂与血液充分混匀，并将样本垂直置于冰上。将全血样本采集管在预冷的离心机中离心10分钟。小心吸取血浆，避免扰动红细胞和白细胞层。若需收集血清，则应使用不含抗凝剂的采血管。两种类型的样本均可立即使用，或在低于 -80 °C 的条件下保存长达一年。本研究旨在探讨通过真空采血系统结合眼镜式放大镜从小鼠尾静脉重复采集血液样本的方法相较于传统采血方法的优越性。对于初学者和专家而言，传统组在采血量和采样时间上均相近；然而，对于初学者，实验组相比传统组表现出更高的采血量和更短的采样时间。与传统组相比，初学者在实验组中也显示出更高的成功率。这种采血方法易于掌握且成功率高。与使用传统方法相比，穿刺失败的次数可显著减少。此外，该操作对小鼠造成的损伤极小，仅需固定小鼠尾部，无需使用麻醉剂，从而避免了麻醉剂对小鼠应激反应及血样结果的干扰。

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Research

科研

JoVE Journal

Behavior

行为

真空采血系统和眼镜放大镜从非麻醉小鼠尾静脉中修饰采血

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血液样本可用于评估生理状态或疾病的生物标志物 in...

从大鼠尾侧静脉采血

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在大鼠脑电图记录期间通过尾侧静脉采集脑脊液和血液

该方案演示了一种依次从小鼠门静脉和下腔静脉采集血液的方法，以评估肠道微生物代谢物的产生与吸收情况。...

从小鼠下腔静脉依次采集血液，随后采集门静脉血，以评估肠道微生物代谢物

本文介绍了一种通过面部静脉穿刺使用采血针从实验小鼠采集血液的优化方案。我们结合该技术与流式细胞术分析，用于表征转基因、同源系及报告基因小鼠品系的细胞表型。该方法同样适用于血清细胞因子分析及糖尿病研究。...

小鼠面部静脉采血

我们介绍了一种同步采集脑电图（EEG）/功能性磁共振成像（fMRI）数据以及同步记录MR时钟信号的实验方案。本方法采用一种独特的实验范式：在扫描过程中，受试者接受“冷手套”指令，并在催眠诱导前后同步记录脑电图/功能磁共振成像数据以及手部温度测量结果。...

同步采集功能性磁共振成像/脑电图数据以研究差异性热觉注意暗示的方法

学习使用真空采血系统和眼镜放大镜从小鼠尾静脉采集血液的方法。该技术操作简便，可提高初学者成功率，实现重复采血并减少动物损伤，适用于神经科学和动物生理学研究。

使用真空采血系统和眼镜式放大镜对未麻醉小鼠尾静脉进行改良采血

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