Name: 直接注射内管理,改善小鼠肺内的选择性代理沉积 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2019-05-20T14:00:00.000+00:00
Duration: 7 min 10 s
Description: 学习小鼠支气管内插管技术，实现单侧或双侧肺部实验药物的精准递送。该方法通过优化导管制备与操作角度，改善药物在肺内的对称分布，为肺部疾病研究提供更可靠的给药方案。

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本工作由美国国家心肺血液研究所（NHLBI）资助项目HL125371（E.P.S.）以及美国国防部（DOD，CDMRP）资助项目W81XWH-17-1-0051（Y.Y.）提供支持。

所有动物实验方案均已获得科罗拉多大学丹佛分校机构动物护理和使用委员会（IACUC）的批准。下文所述的所有操作步骤（第4–7节）均使用雄性和雌性C57BL/6小鼠进行优化。该方法已通过体重范围为19–40 g的小鼠验证。
1. 建立IB给药平台
<ol>
	<li>将书挡从基底翼与直立翼之间原有的90°角弯曲至70°（图2A）。</li>
	<li>在金属书挡直立翼的顶部中央钻一个孔（图2A）。</li>
	<li>在塑料板相应位置钻一个尺寸相同的孔，并在其下方和外侧钻两个较小的孔（图2A）。</li>
	<li>将一根4-0丝线穿过塑料板上的这两个小孔并悬挂（图2A）。</li>
	<li>将钩面与毛面胶带贴在塑料板的边缘（图2A）。</li>
	<li>用螺丝将塑料板组装到金属书挡上（图2B）。确保螺母足够紧固，以固定塑料板位置，同时必要时仍可调节角度。</li>
	<li>确保塑料板可顺时针和逆时针自由旋转。 
	注：本报告中，顺时针运动表示为（+）度旋转，逆时针运动表示为（-）度旋转。</li>
	<li>使用量角器将塑料板分别置于+30°、+86°、-30°和-74°位置，并在书挡上标记这些角度。</li>
</ol>
2. 用于IB制剂给药的延长导管的制备
<ol>
	<li>使用锋利的刀片在原始22 G导管（25 mm，参见材料表）的尖端处做一垂直切割（图3，步骤1a）。</li>
	<li>用刀片将另一根原始导管（25 mm）的尖端削成斜面（~50°–60°），然后从导管接头处垂直切断（图3，步骤1b）。</li>
	<li>将两根导管的钝端以略小于180°的角度用胶水粘合（图3，步骤2）。</li>
	<li>使用低温电灼装置熔化斜面尖端，使其变钝（参见材料表）。</li>
	<li>使用“0”号砂纸对延长导管的粘合部位及斜面尖端进行打磨抛光（图3，步骤3）。</li>
	<li>在延长导管上分别于25 mm、30 mm和35 mm处用不同颜色做标记（图3，步骤3）。</li>
	<li>用记号笔在导管接头上标注斜面所在的一侧，以指示延长导管的斜面方向。</li>
	<li>先用去离子水冲洗延长导管，再用70%乙醇冲洗导管内部，然后将导管自然晾干。</li>
	<li>使用前用紫外光照射灭菌10分钟。</li>
</ol>
3. 术前准备
<ol>
	<li>在生物安全柜内，采用无菌技术配制所有给药试剂。</li>
	<li>使用70%乙醇清洁工作区域。</li>
	<li>使用70%乙醇对所有手术器械进行灭菌。</li>
	<li>通过将C型夹固定在书挡的基底翼上，将工作平台的底座固定在研究人员正前方的实验台面上。</li>
	<li>制备多个临时简易呼吸测量装置（即呼吸计），该装置可用于检测小鼠的潮气气流。简要步骤如下：将60 µL无菌生理盐水通过凝胶加样枪头加入一个1 mL注射器内（活塞已移除）。 
	注意：滴入的生理盐水液滴会封闭注射器管腔，并在受到潮气通气作用时上下移动3。</li>
	<li>将一根22 G延长导管的接头端松松地连接到临时呼吸计上。</li>
	<li>将每个玻璃滴管放置在平台两侧，以便于取用。</li>
	<li>在兼容异氟烷的生物安全柜内，将异氟烷诱导室连接至啮齿类动物麻醉机（参见材料表）。</li>
</ol>
4. 非手术IT插管方法
<ol>
	<li>用氧气（2 L/min）和 5% 异氟烷麻醉一只 C57BL/6 小鼠（雄性或雌性，8–10 周龄，约 25 g）（参见 材料清单在诱导室中放置 4 分钟。</li>
	<li>吸除待递送的实验试剂（例如伊文思蓝染料或FITC-葡聚糖，如文中所示） 图4将两支移液管分别置于平台两侧，于镇静过程中使用。</li>
	<li>在将小鼠移出麻醉诱导舱之前，确保其呼吸频率约为24–30次/分钟。 
	注意：异氟烷麻醉通常持续 4 分钟，足以完成所有 IB 操作。若操作者对该技术尚不熟练，可使用氯胺酮/赛拉嗪（80 mg/kg 和 10 mg/kg，腹腔注射，参见 材料表)可用于更长时间的麻醉。</li>
	<li>将小鼠仰卧位悬挂于缝合线上，使其门齿钩住缝合线。使用两到三段魔术贴松散固定小鼠，避免限制其呼吸。</li>
	<li>打开LED光纤照明器（参见 材料表, 图2C).</li>
	<li>将操作者置于平台后方（小鼠背侧）。</li>
	<li>调整照明灯的鹅颈管，使其透过皮肤照亮喉部区域。小鼠与光源之间的距离为2–3 cm（图2C).</li>
	<li>在进行以下所有操作前，通过捏压脚趾/足掌确认麻醉深度。</li>
	<li>用惯用手持无菌镊子，然后用镊子将舌头从口腔中拉出。</li>
	<li>用非惯用手持无菌压舌板，将舌根压平以充分暴露口咽部。随后可松开镊子，释放惯用手。</li>
	<li>用惯用手将延长的导管插入气管 通过 口腔图2C).</li>
	<li>通过观察注射器中的气泡是否随每次呼吸上下移动，确认位置是否正确。</li>
	<li>IT插管的更多细节此前已有发表3整个操作过程耗时（不含麻醉时间）在操作熟练者手中为10–15秒。</li>
</ol>
5. 非手术性IB插管与分娩方法
<ol>
	<li>远端右肺叶选择性插管的IB方法
	<ol>
		<li>完成气管内插管（步骤4.11）后，将塑料板向+30°方向旋转（图4A）。</li>
		<li>握住导管的接头部分，使其自然平行于小鼠身体中线推进，并根据体重推进至相应深度，具体深度参见表1。 
		注：应记录在此深度时遇到的阻力。此时小鼠会出现轻度呼吸急促，详见代表性结果部分。对于经验丰富的操作者，约90%的操作可成功插管至右肺（并观察到呼吸急促）。</li>
		<li>使用凝胶上样枪头注入20 µL的0.3%伊文思蓝染料（EBD，参见材料表）。</li>
		<li>使用玻璃滴管排出1–2份空气（每份0.1 mL）。 
		注：此举可确保清除导管内部残留的EBD溶液（或实验试剂）。</li>
		<li>撤出导管，随后保持小鼠体位30秒。</li>
		<li>将动物置于加热毯上，直至其恢复意识。通常在2分钟内完成恢复。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>远端左肺段选择性插管的IB方法
	<ol>
		<li>完成气管内插管（步骤4.11）后，将塑料板向-74°方向旋转（图4B）。</li>
		<li>握住导管接头，施加轻柔压力将导管推进至左主支气管，同时适度向下（90°）并向书挡方向施加压力。当导管达到表1所列深度时，操作者应感受到阻力，表明已进入左肺下部肺段。若出现呼吸急促，应将导管回撤至20–25 mm位置，并重新尝试。</li>
		<li>完成左肺下段插管后，需调整体位以利用重力辅助试剂输送。将塑料板向-30°方向旋转（图4B）。</li>
		<li>使用凝胶上样枪头向左肺注入40 µL的0.3%伊文思蓝染料（EBD）。 
		注：由于左肺仅有一个肺叶，因此可输送较大体积的试剂。</li>
		<li>使用玻璃滴管排出1–2份空气（每份0.1–0.3 mL）。 
		注：此举可确保清除导管内残留的任何EBD（或实验试剂）。</li>
		<li>撤出导管，随后保持小鼠体位30秒。</li>
		<li>将动物置于加热毯上，直至其恢复意识。通常在2分钟内完成恢复。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>IB给药方式的改进：实现左肺或右肺整体给药 
	注：若操作者希望将试剂输送至整个左肺或右肺，而非特定肺叶或肺段，则应将导管轻微回撤至相应的主支气管，具体操作如下。
	<ol>
		<li>右肺整体给药
		<ol>
			<li>完成步骤4.11后，将塑料板向+30°方向旋转（图5A）。</li>
			<li>握住导管接头，使其自然平行于小鼠身体中线推进，达到右肺远端肺叶插管所需的深度（参见表1）。</li>
			<li>确认出现呼吸急促的体征。</li>
			<li>将小鼠向-74°方向旋转，以利用重力辅助试剂输送（图5B）。</li>
			<li>将导管回撤至右主支气管起始处对应的位置（参见表1），并确保导管斜面朝下（图5B）。</li>
			<li>使用凝胶上样枪头向右肺注入30 µL的0.3%伊文思蓝染料（EBD）。</li>
			<li>使用玻璃滴管排出1–2份空气（每份0.1–0.3 mL）。</li>
			<li>撤出导管，随后保持小鼠体位30秒。将动物置于加热毯上，直至其恢复意识。通常在2分钟内完成恢复。</li>
		</ol>
		</li>
		<li>左肺整体给药
		<ol>
			<li>完成步骤4.11后，将塑料板向-74°方向旋转（图6A）。或者，也可在步骤5.3.1.8完成后，将导管回撤至气管后再进行旋转，从而实现双侧IB试剂给药。</li>
			<li>握住导管接头，施加轻柔压力将导管推进至左主支气管，同时适度向下（90°）并向书挡方向施加压力。插管深度依据表1确定。</li>
			<li>确认无呼吸急促体征。</li>
			<li>将小鼠向+86°方向旋转，以利于重力辅助试剂输送。</li>
			<li>将导管回撤至左主支气管（与右肺相同的距离即可，参见表1），并旋转导管使其斜面朝下（图6B）。</li>
			<li>使用凝胶上样枪头向左肺注入30 µL的0.3%伊文思蓝染料（EBD）。</li>
			<li>使用玻璃滴管排出1–2份空气（每份0.1–0.3 mL）。</li>
			<li>撤出导管，随后保持小鼠体位30秒。将动物置于加热毯上，直至其恢复意识。通常在2分钟内完成恢复。</li>
		</ol>
		</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
6. 使用序贯性支气管内导管插管技术向每侧肺输送剂量调整体积的药物
<ol>
	<li>IT administration group
	<ol>
		<li>按照步骤 4.1–4.11 所述进行 IT 插管。</li>
		<li>使用加样枪头递送 60 µL 的 0.05% FITC-葡聚糖（见材料表）（图 1B）。</li>
		<li>使用玻璃滴管分别加入 1–2 份空气（每份 0.1–0.3 mL）。</li>
		<li>保持该体位 60 秒，并按上述方法让小鼠恢复。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>对称性双侧 IB 给药
	<ol>
		<li>执行步骤 5.3.1.1–5.3.1.8（右肺）和步骤 5.3.2.1–5.3.2.8（左肺）。</li>
		<li>向肺部两侧分别给予等体积（30 µL）的 0.05% FITC-葡聚糖（或实验试剂）。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>剂量调整的双侧 IB 给药
	<ol>
		<li>执行步骤 5.3.1.1–5.3.1.8（右肺）和步骤 5.3.2.1–5.3.2.8（左肺）。</li>
		<li>向较大的右肺给予较大体积（40 µL）的 0.05% FITC-葡聚糖，向较小的左肺给予较小体积（20 µL）的 0.05% FITC-葡聚糖。可使用实验试剂替代 FITC-葡聚糖。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
7. 使用剂量调整的支气管内给药以改善单次博来霉素（BLM）诱导肺损伤的对称性
<ol>
	<li>博来霉素给药组
	<ol>
		<li>剂量调整的支气管内滴注博来霉素（IB-BLM，1.2 mg/kg，参见材料表）给药组：向小鼠（n = 5）给予60 µL博来霉素溶液（左肺20 µL，右肺40 µL）。对照组（n = 5）给予等体积生理盐水。 
		注：参见步骤5.3.1和5.3.2。</li>
		<li>气管内（IT）给药组：采用气管内给药技术向小鼠给予60 µL博来霉素溶液。 
		注：参见步骤6.1.1–6.1.4。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>肺功能测定
	<ol>
		<li>在博来霉素或生理盐水处理后第21天，通过腹腔注射（IP）给予氯胺酮（160 mg/kg）和赛拉嗪（32 mg/kg）麻醉小鼠。</li>
		<li>通过足掌/脚趾夹捏确认麻醉深度后，使用18 G套管（参见材料表）进行气管切开术。</li>
		<li>将小鼠连接至呼吸机，并按照先前描述的方法测量呼吸力学参数4。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>肺组织采集与处理
	<ol>
		<li>在完成肺力学参数测量后，通过心脏穿刺处死麻醉状态的小鼠。</li>
		<li>打开胸壁，诱导双侧气胸。</li>
		<li>在恒定压力（42 cm H2O）下，用PBS配制的1%低熔点琼脂糖（40 °C）5灌注肺部。</li>
		<li>沿长轴横向切取4至5块肺组织，用10%福尔马林固定后进行石蜡包埋。</li>
		<li>切取5 µm厚切片，并用Masson三色染色法染色以观察胶原沉积情况。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
8 术后护理
<ol>
	<li>生存手术结束时，将动物置于加热毯上，直至其恢复意识。通常在2分钟内完成恢复。</li>
</ol>

<ol><li>MacDonald, K. D., Chang, H. Y., Mitzner, W. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+improved+simple+method+of+mouse+lung+intubation%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Applied+Physiology%22%5BJournal%5D)">An improved simple method of mouse lung intubation.</a> Journal of Applied Physiology. 106 (3), 984-987 (2009).</li>
<li>Thomas, J. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Endotracheal+intubation+in+mice+via+direct+laryngoscopy+using+an+otoscope%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Endotracheal intubation in mice via direct laryngoscopy using an otoscope.</a> Journal of Visualized Experiments. (86), (2014).</li>
<li>Vandivort, T. C., An, D., Parks, W. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((An+Improved+Method+for+Rapid+Intubation+of+the+Trachea+in+Mice%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">An Improved Method for Rapid Intubation of the Trachea in Mice.</a> Journal of Visualized Experiments. (108), 53771(2016).</li>
<li>McGovern, T. K., Robichaud, A., Fereydoonzad, L., Schuessler, T. F., Martin, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Evaluation+of+respiratory+system+mechanics+in+mice+using+the+forced+oscillation+technique%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Visualized+Experiments%22%5BJournal%5D)">Evaluation of respiratory system mechanics in mice using the forced oscillation technique.</a> Journal of Visualized Experiments. (75), e50172(2013).</li>
<li>Halbower, A. C., Mason, R. J., Abman, S. H., Tuder, R. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Agarose+infiltration+improves+morphology+of+cryostat+sections+of+lung%5BTitle%5D)+AND+%22Laboratory+Investigation%22%5BJournal%5D)">Agarose infiltration improves morphology of cryostat sections of lung.</a> Laboratory Investigation. 71 (1), 149-153 (1994).</li>
<li>Thrall, R. S., McCormick, J. R., Jack, R. M., McReynolds, R. A., Ward, P. A. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Bleomycin-induced+pulmonary+fibrosis+in+the+rat%3A+inhibition+by+indomethacin%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Pathology%22%5BJournal%5D)">Bleomycin-induced pulmonary fibrosis in the rat: inhibition by indomethacin.</a> American Journal of Pathology. 95 (1), 117-130 (1979).</li>
<li>Matute-Bello, G., Frevert, C. W., Martin, T. R. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Animal+models+of+acute+lung+injury%5BTitle%5D)+AND+%22American+Journal+of+Physiology+Lung+Cellular+and+Molecular+Physiology%22%5BJournal%5D)">Animal models of acute lung injury.</a> American Journal of Physiology Lung Cellular and Molecular Physiology. 295 (3), L379-L399 (2008).</li>
<li>Del Sorbo, L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Intratracheal+Administration+of+Small+Interfering+RNA+Targeting+Fas+Reduces+Lung+Ischemia-Reperfusion+Injury%5BTitle%5D)+AND+%22Criticial+Care+Medicine%22%5BJournal%5D)">Intratracheal Administration of Small Interfering RNA Targeting Fas Reduces Lung Ischemia-Reperfusion Injury.</a> Criticial Care Medicine. 44 (8), e604-e613 (2016).</li>
<li>McLemore, T. L., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Novel+intrapulmonary+model+for+orthotopic+propagation+of+human+lung+cancers+in+athymic+nude+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Cancer+Research%22%5BJournal%5D)">Novel intrapulmonary model for orthotopic propagation of human lung cancers in athymic nude mice.</a> Cancer Research. 47 (19), 5132-5140 (1987).</li>
<li>Vertrees, R. A., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Development+of+a+human+to+murine+orthotopic+xenotransplanted+lung+cancer+model%5BTitle%5D)+AND+%22Journal+of+Investigative+Surgery%22%5BJournal%5D)">Development of a human to murine orthotopic xenotransplanted lung cancer model.</a> Journal of Investigative Surgery. 13 (6), 349-358 (2000).</li>
</ol>

作者声明不存在任何竞争性经济利益。

肺损伤的经典动物模型通常通过气管内（IT）给予损伤性试剂（如博来霉素，BLM6）在啮齿类动物中建立。然而，这种气管内给药方式仅导致散在分布的损伤，反映出该方法在肺部递送过程中缺乏靶向性7。这些在建立肺损伤模型时存在的局限性，也为尝试通过气管内途径递送非损伤性实验试剂（如药物、siRNA 或细胞治疗制剂）时所面临的技术挑战提供了重要参考。
在本报告中，我们描述了实验性药物的直接支气管内给药方法。该方法相较于传统的气管内给药具有两个明显优势。首先，该方法可实现单侧肺的特异性单侧给药，从而保护对侧肺组织。这一方法适用于向单侧受损肺（例如缺血-再灌注损伤8）选择性地给予药物，避免在未受损肺中产生非特异性效应。此外，通过定向给药肿瘤细胞，可有效区分原发性肿瘤生长与对侧的转移性扩散9,10。
<p class="jove_con...

在小鼠中直接向肺部给药实验试剂可用于研究肺部免疫反应、急性肺损伤以及肺纤维化。直接肺部给药通常通过以下方式实施 通过 经气管（IT）滴注，如先前所述1,2,3然而，这种方法缺乏选择性，会以非靶向且通常不对称的方式影响双侧肺部。&#160; 选择性地靶向单侧肺脏对肺损伤的实验建模具有重要意义，可利用对侧肺作为自身对照。相反，为准确模拟人类弥漫性肺部疾病，需将实验干预因素对称地分布至双侧肺实质。
本报告的总体目标是描述一种将实验试剂选择性递送至小鼠左肺或右肺的方法（图1）。这种经支气管（IB）给药方法可实现小鼠肺部的单侧处理，并可轻松调整以确保实验试剂等量递送至双侧主支气管。通过采用经支气管给药方式，向体积较大的右肺递送较大剂量的实验试剂，同时向体积较小的左肺递送较小体积的试剂（即剂量调整的IB给药），本报告展示了该方法可提高实验试剂在肺部递送的均一性，从而优化小鼠弥漫性肺损伤模型。因此，本报告对于希望在小鼠中实现单侧给药或改善双肺药物沉积对称性的研究人员具有参考价值。

<table><tbody><tr><td>22 G 带护套静脉导管</td><td>BD</td><td>381423</td><td></td></tr><tr><td>博来霉素</td><td>Enzo life sciences</td><td>BML-AP302-0010</td><td></td></tr><tr><td>Compact Mini 小型啮齿类动物麻醉机&amp;nbsp;</td><td>DRE Veterinary</td><td>9280</td><td></td></tr><tr><td>伊文思蓝染料</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>E2129</td><td></td></tr><tr><td>异硫氰酸荧光素-葡聚糖</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>FD150</td><td></td></tr><tr><td>异氟烷</td><td>Piramal Critical Care</td><td>NDC&amp;nbsp;</td><td></td></tr><tr><td>LED-30W 光纤双臂显微镜照明灯</td><td>AmScope</td><td>LED-30W</td><td></td></tr><tr><td>低温电凝器（细尖头）&amp;nbsp;</td><td>Bovie</td><td>AA02</td><td></td></tr><tr><td>Precisionglide 针头，18G × 1&quot;</td><td>BD</td><td>305195</td><td>斜面针尖，长度 12 mm&amp;nbsp;</td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>AKORN</td><td>NDC 59399-110-20</td><td></td></tr><tr><td>Zatamine</td><td>VetOne</td><td>NDC 13985-702-10&amp;nbsp;</td><td>氯胺酮</td></tr></tbody></table>

直接支气管内给药以提高小鼠肺部靶向药物的沉积选择性

Direct Intrabronchial Administration to Improve the Selective Agent Deposition Within the Mouse Lung

在博来霉素诱导的肺纤维化等弥漫性肺部疾病的鼠类模型中，经气管内（IT）给予实验试剂是一项关键技术。&#160; 然而，经气管给予的药物在小鼠远端肺组织中的分布常呈不对称性，小鼠较小但通路同样通畅的左肺肺实质药物浓度较高。&#160; 本报告描述了一种新型的非手术经支气管（IB）方法，用于对活体小鼠的左肺和/或右肺进行插管。&#160; 还展示了如何利用该方法选择性地向单侧肺给药，或进行调整（通过 剂量调整的支气管内给药（dose-adjusted IB delivery），以改善实验性药物在双肺左右分布的对称性，从而优化弥漫性肺部疾病模型，如博来霉素诱导的肺纤维化模型。

选择性支气管内插管可针对特定肺叶（右肺）或基底段（左肺）。
通过右侧肺实施EBD的支气管内给药操作如第5.1节所述。实验结束后，小鼠接受致死剂量的腹腔注射氯胺酮/赛拉嗪，随后取肺以展示EBD的分布情况（图4A，右侧）。肺的大体外观显示，90%的实验成功插管至右肺的小后叶，而10%的实验则靶向下叶。推测由于这些肺叶体积较小，因此在远端插管期间小鼠出现代偿性呼吸急促（以通过导管维持每分钟通气量）。
按照第5.2节所述方法，将EBD经支气管注入左侧肺。100%的操作成功靶向左侧肺的下部肺段（图4B）。与右侧插管相比，此操作未引起呼吸急促，表明已成功对容积较大的左侧肺段实施了插管（及通气）...

在小鼠中进行实验物质的气管内（IT）给药时，常导致药物在远端肺部的分布不对称。&#160; 本报告中，我们描述了一种直接支气管内（IB）给药方法，可在不进行手术的情况下对活体小鼠的每侧肺进行插管。&#160; 该方法可用于选择性地向单侧肺给药，也可经调整后用于改善双侧肺的药物对称性分布。

经气管（IT）给药是研究博来霉素诱导等小鼠弥漫性肺部疾病模型中一项至关重要的实验技术，……

为了在小鼠中建立肺部疾病模型，通常通过气管内注射给予实验性药物。然而，这种方法无法选择性地靶向单侧肺，且药物在双侧肺之间的分布可能不对称。通过对麻醉小鼠的单个肺进行插管，我们可以实现实验性药物的单侧给药。经过改良后，该方法可双侧使用，以改善双肺沉积的对称性。导管的制备，包括抛光、轻微弯曲以及标记，是成功的关键要素。当然，熟练掌握该技术也十分必要。演示该操作的是我实验室的专业研究助理 Sumei Liao。在确认小鼠对脚趾夹捏无反应后，将一只8至10周龄、经麻醉的C57-Black/6小鼠仰卧位悬挂在覆盖有布巾的缝合线上，使其门齿钩住缝合线。使用两到三条钩环胶带松散固定小鼠，注意避免限制其呼吸，并打开发光二极管光纤照明器。将操作者置于平台后方，位于小鼠背侧。将照明灯的鹅颈管调整至距离小鼠2到3厘米的位置，使光线透过皮肤照亮喉部区域。用优势手持无菌镊子将舌头从小鼠口腔中轻轻拉出。用非优势手和无菌压舌板压平舌根，充分暴露口咽部。松开镊子后，用优势手将延长的导管经口腔插入气管。通过观察注射器内的气泡是否随每次呼吸上下移动来确认导管位置是否正确。对于远端右肺的叶选择性插管，在经气管插管后，将塑料板旋转30度，并将导管的接头部分平行于小鼠中线推进至根据体重确定的适当深度，具体深度参见表格。使用凝胶加样枪头，向导管内注入20 µL的0.3%伊文思蓝染料，随后用玻璃滴管加入一至两份100 µL的空气。然后撤出导管，将小鼠保持原位30秒，之后将其置于加热毯上，并持续监测直至完全恢复。对于远端左肺的肺叶选择性插管，在经气管插管后，将塑料板逆时针旋转74度，并在施加适度压力（方向向下90度并朝向书挡）的同时，轻柔地将导管推进至左主支气管。在完成左下肺段插管后，将塑料板逆时针旋转30度，使用凝胶加样枪头注入40 µL的0.3%伊文思蓝染料。随后，通过玻璃滴管注入一至两份100至300 µL的空气，然后撤出导管，使小鼠恢复，操作如图所示。对于右全肺给药，在气管插管后，将塑料板旋转30度，并使导管与小鼠体中线平行推进，达到右侧远端肺叶插管所需的深度。确认出现呼吸急促的征象后，将小鼠向负74度方向旋转，以利用重力辅助试剂输送。将导管回撤至与右主支气管起始位置相对应的部位，并确保导管斜面朝下。向右肺输送30微升0.3%伊文思蓝染料，随后注入一至两份100至300微升的空气。然后撤出导管，让小鼠恢复。对于左全肺给药，在气管插管后，将塑料板旋转负74度，同时轻轻将导管推进至左侧主支气管，并施加适度压力，方向分别为向下90度及朝向书挡方向。确认无呼吸急促体征，将小鼠旋转86度，以借助重力辅助给药。将导管撤至左侧主支气管，并调整导管斜面朝下。使用凝胶加样枪头向左肺注入30 µL的0.3%伊文思蓝染料，随后注入一至两份100至300 µL的空气。然后，撤出导管，使小鼠恢复，如图所示。通过气管内和对称性支气管内两种途径给予异硫氰酸荧光素标记的葡聚糖（FITC-dextran）后，肺实质的FITC荧光呈现不对称分布，左肺的相对浓度更高。这表明，气管内给药后实验物质在两肺的不对称分布并非由于药物在左右主支气管中的不均等递送所致，而是由于尽管主支气管的递送量相等，但肺组织重量和质量的差异导致了药物浓度的稀释效应。剂量调整后的支气管内给药可改善肺实质内药物递送的对称性。然而，尽管进行了这种校正，右肺各肺叶内部仍可观察到持续存在的异质性。气管内给予博来霉素诱导肺纤维化损伤后21天，炎症主要出现在左肺，右肺的损伤程度较轻。相反，调整剂量的支气管内博来霉素给药会导致左肺损伤轻微减轻，而右肺损伤加重，其中以中叶和上叶的损伤最为明显。进行全肺给药时，切记撤出导管，并使导管斜面朝下。

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直接注射内管理,改善小鼠肺内的选择性代理沉积

经气管灌注可将溶质直接递送至肺部。该操作旨在将灌注液输送至肺的远端区域，因此常被用于肺泡相关研究。我们提供了一套详细的小鼠经气管灌注存活实验操作方案。...

直接向小鼠肺部气管内灌注溶质

我们通过气管途径，展示了一种将待测物质非手术递送至麻醉小鼠肺部的方法。该方法可使肺部暴露于细菌和病毒病原体、细胞因子、抗体、微珠、化学物质或染料中。我们进一步描述了肺组织及肺引流淋巴结（LDLNs）的采集与处理，以用于流式细胞术分析。...

小鼠非手术气管内灌注及通过流式细胞术分析肺组织和肺引流淋巴结

我们开发了一种新型手术方法，用于将生物活性物质直接注入小鼠胎儿的气管。与常用的羊膜内注射相比，该递送途径在靶向胎儿小鼠肺组织方面效率更高。迄今为止，该操作程序尚未在小鼠模型中报道过。...

一种在胎鼠模型中进行气管内给予生物活性物质的新型外科手术方法

本视频介绍了一种支气管内给药方法，可将实验性药物选择性地递送至右侧和左侧远端肺组织。在本视频展示的实验方案中，我们将通过支气管内途径向小鼠给予博来霉素，以获得更理想的肺纤维化模型。...

支气管内给药：一种将实验药物选择性递送至小鼠肺部的技术

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在免疫功能健全的啮齿类动物模型中支气管内接种Streptococcus pneumoniae

使用模拟人类肺部疾病状况的模型对于研究特定疾病的病理生理学和/或病因学以及开发治疗干预措施至关重要。本文介绍了一种可将外源性物质直接递送至小鼠肺部的无创经气管插管方法。...

无创气管插管法研究小鼠肺部病理与生理

宿主对病原体感染的免疫反应是一个受到严密调控的过程。利用小鼠脂多糖肺暴露模型，可对与疾病发病机制相关的复杂机制进行高分辨率评估。...

利用经口咽气管内给予PAMP及支气管肺泡灌洗评估小鼠宿主免疫反应

经插管介导的气管内（IMIT）试剂灌注是一种研究呼吸系统疾病以及将治疗性试剂直接递送至肺部的优良非侵入性方法。该方法快速且具有高度可重复性，适用于临床前测试。...

经插管气管内（IMIT）灌注：一种非侵入性、肺部特异性的递送系统

本文介绍了一种通过插管将博来霉素直接注入小鼠气管的快速简便方法。该方法的主要优点在于具有高度可重复性、易于掌握，且无需特殊设备或漫长的恢复时间。...

一种改进的小鼠气管快速插管方法

细胞治疗通过使用祖细胞修复受损组织并改善肺功能，为肺纤维化提供了一种有前景的干预手段。由于影像学在追踪细胞整合过程中发挥关键作用，本文描述了一种磁性粒子成像引导的 体内...

影像引导 体内 利用磁性粒子成像技术追踪移植的远端肺上皮前体细胞治疗肺纤维化

在此，我们介绍一种通过气溶胶化博来霉素递送在小鼠中建立肺纤维化模型的实验方案 通过 气管。该优化方法能够在无需手术切口的情况下实现均匀、定量且精确的递送，从而提高博来霉素诱导纤维化的可重复性和可靠性。...

一种改进的基于气溶胶的经气管博来霉素递送方法，用于建立可重复且微创的小鼠肺纤维化模型

学习小鼠支气管内插管技术，实现单侧或双侧肺部实验药物的精准递送。该方法通过优化导管制备与操作角度，改善药物在肺内的对称分布，为肺部疾病研究提供更可靠的给药方案。

直接支气管内给药以提高小鼠肺部靶向药物的沉积选择性

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