建立胃癌患者衍生异种移植模型和原细胞系

患者衍生的异种移植模型和原发细胞系正在成为药物开发和肿瘤生物学研究的启动和进展不可或缺的一部分。患者衍生的异种移植模型保留了癌细胞的组织外观，保留了肿瘤内异质性，并更好地反映了肿瘤微环境的相关人类成分。他的模型是更准确地表现人类癌症，然后传统的癌细胞系，并有可能改善临床前评估新的抗癌疗法。

此外，这些模型可能有助于比较癌症患者不同子组之间的分子特征或肿瘤特征。建议将NSG小鼠作为免疫缺陷小鼠模型。由于小鼠的严重免疫缺陷，所有实验中必须保持不育。

在无菌条件下，使用钳子和剪刀仔细解剖肿瘤组织，并把它们修剪成几个小块。麻醉鼠标后，使用无菌剪刀在两个侧翼上做一厘米的切口。使用无菌钳子破坏皮下组织。

然后，夹住肿瘤组织的一块，并放入深层位点。用手术缝合针通过皮下缝合关闭植入区域。用碘消毒伤口。

在此之后，轻轻地将小鼠放在空笼中，同时保持胸骨的卧发性。密切注意老鼠，因为他们应该醒来，并开始步行约三到四分钟后。将接受手术的老鼠放在一个新的笼子里，与那些没有接受手术的老鼠分开。

通过植入点皮评估肿瘤大小，并每周两次使用Vernier卡钳测量肿瘤大小。对小鼠实施安乐死后，使用无菌钳子和剪刀慢慢将肿瘤从小鼠中分离开。在10厘米的培养皿中清洗DPBS中的肿瘤组织。

你钳和剪刀解剖和去除坏死区，脂肪组织，血块和结缔组织。接下来，使用模具将肿瘤组织切割到最大厚度为一毫米。在10厘米的培养皿中用DPBS清洗肿瘤片。

要开始玻璃化过程，使用钳子将切片转移到管V1中，并在4摄氏度下孵育4分钟。滚动并反转管子，在四摄氏度下孵育4分钟。接下来，将 V1 溶液倒入 10 厘米的培养皿中，并使用钳子将切片转移到管 V2 中。在4摄氏度下孵育4分钟。

滚动并反转管子，并在四摄氏度下孵育四分钟。在此之后，将 V2 溶液和切片倒入 10 厘米的盘中。将切片转移到V3管中，在4摄氏度下孵育5分钟。

滚动并反转管子，在四摄氏度下再孵育五分钟。确保所有切片都沉入管底。如果几个切片仍然漂浮，滚动和反转管短暂和孵育在四摄氏度，直到所有的切片完全下沉。

然后，将 V3 溶液倒入 10 厘米的盘中。将组织支架切割到适当的长度，并把它们放在无菌纱布上。将切片转移到支架上。

用纱布包裹支架。使用钳子，将支架放在液氮中，让其孵育五分钟。在此之后，用组织信息标记低温小瓶。

将带组织切片的支架转移到小瓶中，小瓶将储存在液氮中。首先，从被切除的标本或收获的PDX组织中重新检测胃癌样本。将组织放在冰上，并转移到10厘米的无菌培养皿中。

使用钳子和剪刀去除坏死区、脂肪组织、血块和结缔组织。在10厘米的培养皿中用含有青霉素和链霉素的DPBS清洗肿瘤组织一次。接下来，将肿瘤切成盘子盖上的碎片。

每件的最大厚度应为一毫米。将碎片转移到一个50毫升的离心管中，管中含有7毫升1型胶原蛋白酶和三辛酶溶液。短暂地涡旋混合物。

在37摄氏度的水浴中孵育30至40分钟，确保每5分钟旋转一次混合物。在此之后，加入等量的RPMI-1640介质，辅以10%FBS，彻底涡旋混合物。通过40微升过滤器缓慢过滤，将混合物转移到新的50毫升离心管中。

在室温下以 113 和 163 倍 g 的速度离心滤金物 5 至 7 分钟。小心地取出此上一液。用五毫升 PBS 清洗颗粒，并小心地取出上一液。

如果颗粒是红色的，则含有红细胞。轻轻用500微升红细胞解液缓冲液重新暂停颗粒，并在室温下孵育5分钟。然后，添加五毫升的PBS。

在室温下以113和163倍g的速度离心5至7分钟。小心地去除上一提液，用培养基重新暂停颗粒，将混合物转移到无菌的10厘米培养皿中。在37摄氏度下用5%的二氧化碳孵育培养基，确保每两到三天用含血清的培养基代替培养基。

在这项研究中，建立了胃癌PDX模型和原发细胞系。第一代肿瘤的生长速度比后世的肿瘤慢，需要三周或更长时间才能达到适当的大小。第一代皮下肿瘤形成成功率超过80% PDX模型的癌细胞通过H&E染色从PDX模型中得到证实。

从低温保存肿瘤组织肿瘤形成的成功率是大约95%肿瘤细胞很容易识别的形态差异。原细胞由两名病理学家在显微镜下独立验证。为了进一步确认，H&E染色用于观察固定后癌细胞形态。

原发细胞系的成功分离率约为40%这些模型已被证明对临床结果具有预测性，并用于临床前药物评估，通过标记识别、生物学研究和个性化医学策略。