Name: 建立干细胞治疗心肌梗塞心力衰竭的猪模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-05-25T14:00:00.000+00:00
Duration: 8 min 24 s
Description: 了解利用左回旋支动脉阻塞与快速起搏建立猪心力衰竭模型，并通过心肌内注射干细胞评估心脏再生效果与安全性的方法。该模型为心血管疾病细胞治疗研究提供稳定平台。

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作者感谢Alfreda和Kung Tak Chung在动物实验期间提供的出色技术支持。

所有动物实验均遵循美国国立卫生研究院出版的《实验动物护理和使用指南》以及香港大学的相关规定，并经香港大学教学与科研活体动物使用委员会（CULTAR）批准。
注意：本研究使用体重为35-40 kg（9-12月龄）的雌性农场猪。本实验的流程图见图1。
1. 手术操作
<ol>
	<li>麻醉与动物准备
	<ol>
		<li>实验前将动物禁食12小时，并禁水4小时。</li>
		<li>通过肌肉注射将替来他明+唑拉西泮（2–7 mg/kg）和赛拉嗪（0.5–1 mg/kg）溶于20 mL生理盐水中对猪进行麻醉。持续监测动物的眨眼反射，直至其消失。</li>
		<li>去除猪的毛发，并对颈部和腹股沟部位的皮肤进行消毒，用于1.3–1.5节操作。用70%乙醇和碘伏对手术区域消毒3次。</li>
		<li>将一根7 mm的气管插管插入猪的气管，并将一根22 G静脉留置针插入耳静脉。</li>
		<li>将猪移至手术台，置于仰卧位。将气管插管连接至呼吸机，使用异氟烷（1.5%–2.0% 吸入浓度）和氧气（0.5–1.5 L/min 吸入流量）对动物进行机械通气，吸气/呼气时间比为1:2。</li>
		<li>监测体表心电图和血压，并通过电生理记录系统持续监测心率、心律及动脉血压。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>超声心动图
	<ol>
		<li>将猪置于左侧卧位，并固定于手术台上。</li>
		<li>将探头置于心包区域，使用高分辨率超声心动成像系统和3-9 MHz探头，在基线期、细胞移植前以及细胞移植后8周，进行系列超声心动图检查，包括二维和M型成像。补充图1).</li>
		<li>使用商业软件分析所有获得的图像。在获取标准的胸骨旁长轴切面超声心动图图像后，计算左心室舒张末期内径（LVEDD）、左心室收缩末期内径（LVESD）、左心室舒张末期容积（LVEDV）、左心室收缩末期容积（LVESV）、左心室射血分数（LVEF）以及室壁厚度。 
		注意：所有离线分析均由另一位独立操作员使用计算机工作站完成。基于20次重复的随机图像，不同观察者之间测量结果的变异率为4%。所有超声心动图测量均按照美国超声心动图学会的建议进行。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>起搏器植入术
	<ol>
		<li>将猪置于仰卧位，并用绑带将其四肢固定在手术台上。</li>
		<li>在颈动脉三角内（位于胸锁乳突肌后方，由茎突舌骨肌、二腹肌和肩胛舌骨肌围成）定位右侧颈总动脉和颈静脉，在无菌条件下使用止血钳分离右侧颈总动脉和颈静脉补充图2结扎右侧颈动脉和颈外静脉的远端。&#160;用2-0 Vicryl缝线缝合两块肌肉。 </li>
		<li>在X射线引导下，用套管针穿刺右侧颈静脉，并将起搏电极导线插入右心室图2).</li>
		<li>用镊子分离胸锁乳突肌和前斜角肌。将起搏器植入两肌肉之间，并用2-0丝线缝合两块肌肉。将起搏器与导线连接。</li>
		<li>移植后通过起搏器程控仪将起搏器重置为备用VVI模式（35 bpm）。</li>
		<li>在心肌梗死（MI）诱导4周后，使用起搏器发生器进行快速心室起搏（150次/分钟），以诱导心力衰竭（HF）。然后在第8周将起搏器恢复至备用VVI模式。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>侵入性压力-容积环分析 
	注意：在基线期、细胞移植前以及细胞移植后8周进行有创血流动力学评估，以检测左心室功能的变化。
	<ol>
		<li>在股三角区（由腹股沟韧带、缝匠肌和长收肌围成）分离右侧股动脉和股静脉补充图2).</li>
		<li>用套管针穿刺右侧股动脉，并通过套管针将导丝置入动脉。移除套管针，在导丝引导下将9F鞘管插入动脉。取出导丝。</li>
		<li>按照步骤1.4.2所述，用12F鞘管穿刺右侧股静脉。在X射线引导下，从已置入的12F鞘管插入球囊导管至下腔静脉（IVC）。</li>
		<li>使用压力-容积（PV）信号处理器，在等渗盐水中校准7 Fr压力-容积（PV）导管。</li>
		<li>在X射线引导下，经已置入的9F鞘管将压力-容积（PV）导管插入左心室心尖部。暂停通气，利用PV信号处理器测量左心室最大压力上升速率（+dP/dt）、收缩末期压力（ESP）和舒张末期压力（EDP）。</li>
		<li>通过下腔静脉（IVC）阻断期间使用压力-容积（PV）信号处理器测量收缩末期压力-容积关系（ESPVR）。</li>
		<li>操作结束后重新启动通气。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心肌梗死的诱导
	<ol>
		<li>在诱导心肌梗死前，通过静脉给予动物胺碘酮（5 mg/kg，静脉输注1小时）和利多卡因（1.5 mg/kg，静脉推注），以预防室性心律失常。</li>
		<li>按照步骤1.4.3所述，用8F鞘管插管右侧颈动脉。</li>
		<li>通过已置入的鞘管，在标准C臂X线透视设备引导下，使用6F JR4导丝引导导管进行冠状动脉造影。</li>
		<li>在X射线引导下，使用经皮腔内冠状动脉成形术（PTCA）扩张球囊导管，阻断第一钝缘支远端的左回旋冠状动脉（LCX）图2).</li>
		<li>注射1 mL 700 µm海绵微球与3混合&#160;通过球囊导管注入用10 mL注射器配制的生理盐水，阻断左回旋支（LCX），然后使球囊 deflated，并进行血管造影以确认闭塞。</li>
		<li>重复注射操作以实现成功且完全的阻滞。</li>
		<li>监测动物的心率和心律，以检测心律失常。若发生心室颤动，使用外部双相除颤器，以150-300 J电击恢复窦性心律。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>干细胞注射
	<ol>
		<li>随机分配所有心功能明显受损（LVEF）的动物 &#60; 40%（诱导心肌梗死8周后）分为两组：一组接受心肌内注射2 x 108 人诱导性多能干细胞来源的间充质干细胞（hiPSC-MSCs）组，以及不接受hiPSC-MSCs的对照组。</li>
		<li>用2 mL生理盐水制备hiPSC-MSCs用于心肌内移植。在进行hiPSC-MSCs心肌内移植前，重复第1.1节所述的麻醉和动物准备步骤，此次需对心尖搏动区周围10 cm范围进行消毒。在第4-5肋间行左胸廓切开术，并使用牵开器暴露术野。行心包切开术以暴露梗死的侧壁。 
		注意：切口长度为10-12 cm。</li>
		<li>在梗死区域周围进行5-8次心肌内注射（每次约0.3 mL），注入培养基材料表)&#160;向一组动物给予或向另一组动物给予 2 x 108 hiPSC-MSCs（图3. 小心避免 任何 冠状动脉损伤以降低出血风险。</li>
		<li>用铁丝缝合肋间间隙，用2-0丝线缝合肌层。用2-0薇乔线缝合皮下组织和皮肤。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>心内程序性电刺激
	<ol>
		<li>使用可编程刺激器进行程序性电刺激，以评估细胞移植治疗后室性心动过速（VT）的可诱导性。</li>
		<li>在处死所有动物之前，经股静脉将6F电生理导管插入右心室心尖部。</li>
		<li>在电生理记录系统上以200 mm/s的速度显示心内电图记录及体表心电图I、II、III导联。使用刺激器以舒张期阈值的2倍强度，发放2 ms脉宽的刺激脉冲。</li>
		<li>以两种起搏周长（200 ms 和 300 ms）递送八次刺激（S1）的起搏序列，随后给予一次（S2）或两次（S2 和 S3）早搏额外刺激。</li>
		<li>逐步缩短配对间期，直至诱发心室有效不应期或心律失常。记录是否可诱发持续性室性心动过速（VT）&#62;10 秒。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 术后方案
<ol>
	<li>术后药物治疗
	<ol>
		<li>对心力衰竭实施常规药物治疗。简言之，每日口服琥珀酸美托洛尔（25 mg）和雷米普利（2.5 mg）给所有动物。</li>
		<li>术后1周内，每日肌内注射恩诺沙星（5 mg/kg）和布托啡诺（0.01 mg/kg），以预防感染并缓解疼痛。</li>
		<li>为减少免疫排斥反应，从细胞移植前3天开始至移植后8周，每日口服类固醇（40 mg/天）和环孢素（200 mg/天）给所有动物。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>梗死面积评估
	<ol>
		<li>实验结束时，通过静脉注射过量戊巴比妥钠（商品名：Dorminal，100 mg/kg）处死动物。</li>
		<li>打开胸腔并取出心脏，用0.9%生理盐水冲洗心脏。</li>
		<li>使用手术刀沿左心室横向将左心室组织样本连续切成厚度为1 cm的切片。</li>
		<li>选取包含梗死心肌的部分切片，用于测量室壁厚度和梗死区域面积。</li>
		<li>拍摄这些切片的图像，并使用商用图像分析软件对室壁厚度和梗死面积进行定量分析。</li>
		<li>将组织在4 °C条件下用10%福尔马林固定一个月。取梗死部位及其邻近和远端区域的组织（约1 cm2大小），包埋于石蜡中，使用切片机切成5 µm厚的切片，用于组织学检查。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>细胞存活情况
	<ol>
		<li>根据制造商提供的方案，采用抗人核抗原（HNA）抗体进行免疫组织化学染色，检测移植细胞的植入情况。</li>
		<li>在每只动物的不同三个部位中，各随机选取五个视野拍摄图像，并对梗死周围区域的阳性细胞进行定量分析。 
		注：使用图像采集系统和图像分析软件对心脏切片图像进行采集与分析。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>

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</ol>

作者无任何利益冲突需要披露。

标准动物模型对于理解疾病的病理生理学机制、探索疾病发生机制以及测试新型治疗方法至关重要。本方案建立了一种通过左回旋支动脉阻塞联合快速起搏诱导的猪心力衰竭模型。在心肌梗死诱导八周后，动物的左心室射血分数（LVEF）、左心室舒张末期内径（LVEDD）、左心室收缩末期内径（LVESD）、左心室压力上升最大速率（+dP/dt）以及收缩末期压力-容积关系（ESPVR）均出现显著异常。本方案同时通过心肌内注射途径验证了干细胞疗法在心肌再生中的给药方式，并对梗死面积以及心脏的收缩和舒张功能进行了评估。本研究有助于建立一种稳定且可重复的、适用于干细胞治疗的临床前大型动物心力衰竭模型，该模型与临床病例具有高度相似性。
在我们之前的研究中，左回旋支（LCX）阻塞联合快速起搏已被广泛用于建立心力衰竭（HF）的动物模型7,8。在第一钝缘支远端结扎LCX后，进行为期4周的右心室快速起搏。心肌缺血导致心肌梗死（MI）期间心肌细胞丢失，进而引发心肌纤维化、心肌重构和心律失常。心室起搏可引起显著的...

心血管疾病，尤其是冠状动脉疾病（CAD），仍然是香港及全球发病率和死亡率的主要原因1。据预测，2012年至2017年间，香港医院管理局治疗的CAD患者人数增加了26%2。在所有CAD中，急性心肌梗死（MI）是导致死亡和后续并发症（如心力衰竭（HF））的主要原因，给医疗、社会和经济带来沉重负担。对于MI患者，溶栓治疗或直接经皮冠状动脉介入治疗（PCI）是挽救生命的有效疗法，但这些治疗仅能减少MI期间的心肌细胞（CM）丢失。现有疗法无法弥补CM的永久性丢失，从而导致心肌纤维化、心肌重构、心律失常，并最终发展为心力衰竭。MI发生后1年的死亡率约为7%，其中超过20%的患者会发展为HF3。对于终末期HF患者，心脏移植是目前唯一有效的治疗方法，但受限于可供移植器官的短缺。因此，亟需开发新型疗法以逆转MI后HF的进展。基于此，细胞治疗被视为修复受损CM、改善MI后心力衰竭患者左心室（LV）功能的一种有前景的策略。我们先前的研究发现，在MI小型动物模型中直接心肌内移植干细胞可改善心脏功能4,5。因此，在临床应用前，亟需建立标准化的临床前大型动物HF模型，以进一步评估干细胞移植的有效性和安全性。
近几十年来，猪在用于干细胞治疗的心血管研究中得到了广泛应用。由于猪在心脏大小、重量、节律、功能以及冠状动脉解剖结构方面与人类高度相似，因此心力衰竭（HF）猪模型成为转化研究中极具前景的动物模型。此外，在缺血条件下，猪的HF模型能够在心肌代谢、电生理特性以及神经内分泌改变等方面模拟心肌梗死（MI）后HF患者的病理特征6。本方案采用一种标准化的猪HF模型，通过闭胸状态下对左回旋支冠状动脉（LCX）进行球囊阻塞，随后经起搏器植入实现快速起搏以诱导心力衰竭。本研究还优化了干细胞治疗MI后HF的心肌内给药途径。其目的在于建立一种慢性心肌梗死的猪动物模型，用于开发针对严重冠状动脉疾病（CAD）患者的具有临床相关性的治疗方法。

<table><tbody><tr><td>胺碘酮</td><td>Mylan</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>麻醉机和呼吸机</td><td>Drager</td><td>Fabius plus XL</td><td>-</td></tr><tr><td>套管针</td><td>Becton Dickinson</td><td>381147</td><td>-</td></tr><tr><td>抗人核抗原抗体</td><td>abcam</td><td>ab19118</td><td>-</td></tr><tr><td>Axio Plus 图像采集系统</td><td>Zeiss</td><td>Axioskop 2 PLUS</td><td>Axioskop 2 plus</td></tr><tr><td>AxioVision Rel. 4.5 软件</td><td>Zeiss</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>拜耳动保</td><td>Bayer</td><td>-</td><td>恩诺沙星</td></tr><tr><td>贝迪碘</td><td>Mundipharma</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>CardioLab 电生理记录系统</td><td>GE Healthcare</td><td>G220f</td><td>-</td></tr><tr><td>培养基</td><td>MesenCult</td><td>05420</td><td>-</td></tr><tr><td>环孢素</td><td>Novartis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>除颤器</td><td>GE Healthcare</td><td>CardioServ</td><td>-</td></tr><tr><td>多拉明</td><td>TEVA</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>超声心动图系统</td><td>GE Vingmed</td><td>Vivid i</td><td>-</td></tr><tr><td>EchoPac 软件</td><td>GE Vingmed</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>电生理导管</td><td>Cordis Corp</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>Embozene 微球</td><td>Boston Scientific</td><td>17020-S1</td><td>700 &amp;mu;m</td></tr><tr><td>气管插管</td><td>Vet Care</td><td>VCPET70PCW</td><td>7号</td></tr><tr><td>乙醇</td><td>VWR chemicals</td><td>20821.33</td><td>-</td></tr><tr><td>福尔马林</td><td>Sigma</td><td>HT501320</td><td>10%</td></tr><tr><td>下腔静脉球囊扩张导管</td><td>Boston Scientific</td><td>3917112041</td><td>Mustang</td></tr><tr><td>JR4 指引导管</td><td>Cordis Corp</td><td>67208200</td><td>6F</td></tr><tr><td>利多卡因</td><td>Quala</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>丝线缝合线</td><td>Ethicon</td><td>W584</td><td>2-0</td></tr><tr><td>琥珀酸美托洛尔</td><td>Wockhardt</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>切片机</td><td>Leica</td><td>RM2125RT</td><td>-</td></tr><tr><td>移动C型臂X光透视设备</td><td>GE Healthcare</td><td>OEC 9900 Elite</td><td>-</td></tr><tr><td>起搏器</td><td>St Jude Medical</td><td>PM1272</td><td>Assurity MRI 起搏器</td></tr><tr><td>起搏器脉冲发生器</td><td>St Jude Medical</td><td>Merlln model 3330</td><td>-</td></tr><tr><td>压力-容积导管</td><td>CD Leycom</td><td>CA-71103-PL</td><td>7F</td></tr><tr><td>压力&amp;ndash;容积信号处理器</td><td>CD Leycom</td><td>SIGMA-M</td><td>-</td></tr><tr><td>可编程刺激器</td><td>Medtronic Inc</td><td>5328</td><td>-</td></tr><tr><td>PTCA球囊扩张导管</td><td>Boston Scientific</td><td>H7493919120250</td><td>MAVERICK over the wire</td></tr><tr><td>雷米普利</td><td>TEVA</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>鞘管导入器</td><td>Cordis Corp</td><td>504608X</td><td>8F, 9F, 12F</td></tr><tr><td>类固醇</td><td>Versus Arthritis</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>特耐</td><td>Nindivior</td><td>-</td><td>丁丙诺啡</td></tr><tr><td>静脉留置针</td><td>TERUMO</td><td>SR+OX2225C</td><td>22G</td></tr><tr><td>薇乔缝线</td><td>Ethicon</td><td>VCP320H</td><td>2-0</td></tr><tr><td>赛拉嗪</td><td>Alfasan International B.V.</td><td>-</td><td>-</td></tr><tr><td>速眠新</td><td>Virbac New Zealand Limited</td><td>-</td><td>替来他明+唑拉西泮</td></tr></tbody></table>

建立用于干细胞治疗的猪心肌梗死后心力衰竭模型

Establishing a Swine Model of Post-myocardial Infarction Heart Failure for Stem Cell Treatment

尽管在心肌梗死（MI）后心力衰竭（HF）的治疗方面已取得进展，但MI后的HF仍是全球范围内导致死亡和疾病负担的主要原因之一。基于细胞的疗法在MI后心脏修复及改善左心室功能方面已引起广泛关注。因此，这些细胞移植疗法在临床应用前，应在HF的临床前大型动物模型中对其安全性和有效性进行测试。由于猪的心脏大小和冠状动脉解剖结构与人类相似，因此被广泛用于心血管疾病研究。为此，我们旨在提出一种有效的方案，通过闭胸状态下对左回旋支动脉（LCX）进行冠状动脉球囊阻塞，随后植入起搏器并实施快速心室起搏，建立猪慢性HF模型。八周后，通过心肌内注射将干细胞注入梗死周边区域。随后评估梗死面积、细胞存活情况以及左心室功能（包括超声心动图、血流动力学参数和电生理学指标）。本研究有助于建立一种稳定的用于干细胞治疗的临床前大型动物HF模型。

死亡率 
本研究共使用了24头猪。其中3头在心肌梗死诱导期间因持续性室性心动过速而死亡。1头在开胸细胞注射手术中因伤口出血死亡。2头因严重感染死亡。另有2头因左心室射血分数（LVEF）下降程度较轻（较基线下降&gt;40%）被排除。最终，共有16头动物完成了全部研究方案。
心脏功能与心室重构 
连续超声心动图检查显示，左心室射血分数（LVEF）从基线时的 68.23 ± 3.52% 显著下降至心肌梗死（MI）诱导后 8 周时的 39.37 ± 3.22%。左心室舒张末期内径（LVEDD）从 3.6 ± 0.5 显著增加至 4.8 ± 0.4，左心室收缩末期内径（LVESD）从 2.5 ± 0.3 显著增加至 3.9 ± 0.4（图 4A）。与 MI 状态相比，在移植后 8 周，hi...

我们旨在建立一种通过左回旋支动脉阻塞和快速起搏诱导心力衰竭的猪模型，以评估干细胞心肌内移植在细胞治疗中的效果和安全性。

尽管在心肌梗死（MI）后心力衰竭（HF）的治疗方面已取得进展，但MI后HF仍然是主要的……

通过左回旋支动脉阻塞和快速起搏诱导的这种猪心力衰竭模型，可用于评估直接心肌内注射干细胞对心脏再生的影响。我们的猪群心力衰竭模型非常稳定。该模型的新生梗死面积约为左心室的16%，而左心室注射后梗死面积较基线减少至少40%。将实验猪仰卧位固定后，在颈三角区定位右侧颈总动脉和颈外静脉，使用止血钳及无菌技术分离右侧颈总动脉和颈外静脉。结扎右侧颈总动脉和颈外静脉的远端，并用套管针穿刺右侧颈外静脉。在X射线引导下将起搏电极插入右心室后，使用镊子分离胸锁乳突肌和前斜角肌，将起搏器与电极连接。然后在两块肌肉之间植入起搏器。接着用2-0丝线缝合这两块肌肉。为评估左心室功能的变化，分离股三角区的右股动脉和股静脉，并用套管针穿刺右股动脉。通过套管针将导丝置入股静脉，然后移除套管针。在导丝引导下将12 French鞘管插入股静脉，随后移除导丝。按照上述方法，将9 French鞘管插入右股动脉。在X射线引导下，通过12 French鞘管将球囊导管插入下腔静脉。使用压力-容积信号处理器在等渗盐水中校准7 French压力-容积导管，并在X射线引导下通过9 French鞘管将该导管插入左心室心尖部。暂停通气，利用压力-容积信号处理器测量左心室最大和最小压力变化速率、收缩压以及舒张末期压力。然后重新启动通气。为诱导心肌梗死，先通过标准C型臂X线透视引导，在右侧颈总动脉置入8F鞘管，随后在计算右侧颈总动脉时，静脉内输注胺碘酮5毫克/千克和利多卡因1.5毫克/千克，持续一小时，以预防室性心律失常。通过已置入的鞘管，使用6F鞘管导丝引导导管，在X线透视引导下进行冠状动脉造影。在X射线引导下，使用经皮腔内冠状动脉成形术扩张球囊导管阻断位于第一钝缘支远端的左回旋冠状动脉。将1毫升700微米海绵微球与7毫升碘海醇混合，注入10毫升注射器中，通过球囊导管注入该混合物以阻塞左回旋冠状动脉。随后放空球囊，并进行血管造影以确认阻塞效果。在诱导心肌梗死8周后，将两亿个人诱导多能干细胞来源的间充质干细胞加入至2毫升生理盐水中，装入5毫升注射器内。对麻醉后的实验动物心尖搏动区周围10厘米范围进行消毒。使用牵开器在第4或第5肋间行左前外侧开胸术，并行心包切开术以暴露梗死的侧壁。当可见梗死区域时，在关闭肋间切口前，于心肌内进行5至8次注射，每次注射约300微升细胞悬液；肋间切口使用铁丝缝合，肌肉层使用2-0丝线缝合，皮下组织和皮肤层则使用2-0薇乔缝线缝合。为评估细胞治疗后室性心动过速的可诱导性，经股静脉将一根6法式电生理导管插入右心室心尖部，并在电生理记录系统上以每秒200毫米的速度同步显示心内电图与体表I、II、III导联心电图。使用刺激器以舒张期阈值的两倍强度发放脉宽为2毫秒的刺激，分别以1个200毫秒和1个300毫秒的驱动周长发放8次刺激，随后给予1次或2次期前额外刺激。随后逐步缩短配对间期，直至诱发心律失常的室性有效不应期，记录是否存在可诱导的持续性室性心动过速。在本项代表性实验中，连续超声心动图检查显示，心肌梗死诱导后第8周，左心室射血分数较基线水平显著降低，同时左心室舒张末期内径和收缩末期内径显著增大。相比之下，在细胞移植组中，给药后第8周左心室射血分数显著升高，收缩末期内径明显减小。心肌梗死诱导后第8周，左心室压力下降最大负速率（-dp/dt）及收缩末期压力-容积关系较基线显著降低，而心肌内注射间充质干细胞可使上述功能指标升高。通过对每只动物5至7个连续的、厚度为1厘米的切片测量左心室梗死区壁厚，结果显示左心室梗死面积百分比约为16%。移植后8周，在梗死区注射部位周围未见细胞存活。但在梗死周边区域可见少量存活的注射干细胞。心力衰竭动物中可诱导的持续性室性心动过速的发生率明显升高。值得注意的是，干细胞移植并未显著改变潜在的心肌基质以降低室性心动过速的易感性。由于左回旋冠状动脉阻塞可能诱发心律失常，务必监测心电图，并在必要时立即使用体外双相除颤器恢复窦性心律。该方法提供了一种稳定且可重复的、具有临床相关性的大型动物心力衰竭模型，可用于评估基于干细胞疗法的有效性。

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科研

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Medicine

医学

建立干细胞治疗心肌梗塞心力衰竭的猪模型

本文描述了一种利用猪心肌梗死模型进行缺血性心力衰竭基因治疗的基因转移方法。我们这一简单且可重复的方法能够便捷地以一种极为简便和可重复的方式评估多种基因转移的有效性。...

缺血性心力衰竭的基因转导在临床前模型中的研究

本方案描述了利用左前降支动脉（LAD）90分钟闭胸冠状动脉球囊阻塞并随后进行再灌注的方法，建立猪心肌梗死（MI）模型。此外，还介绍了多种结局参数的检测方案，包括心脏功能、血流动力学、微血管阻力和梗死面积。...

猪心肌梗死及功能结局评估

在啮齿类动物模型中，通过结扎左前降支（LAD）诱导心肌梗死后，传统上需要两次开胸手术来植入生物移植物。为了降低死亡率，并为与细胞相关的固体和明胶状生物材料的固定提供最佳条件，目前已开发出微创手术方法。...

用于大鼠心力衰竭的细胞治疗：心肌梗死双侧开胸术及细胞与生物基质的心外膜植入

我们提出了三种新颖且更高效的方案，用于将人诱导性多能干细胞分化为心肌细胞、内皮细胞和平滑肌细胞，并提供了一种递送方法，通过结合细胞注射与补片介导的细胞因子递送，提高移植细胞的定植效率。...

多能干细胞来源的心脏细胞用于心肌修复

本方案介绍了一种慢性单支血管缺血的大型动物手术模型，该模型可导致区域性功能异常但不形成梗死，即所谓的冬眠心肌。在建立慢性缺血状态后，动物接受非体外循环的左乳内动脉-前降支冠状动脉旁路移植术，以实现缺血组织的血运重建。...

非体外循环冠状动脉旁路移植术治疗慢性心肌缺血的猪外科模型

本文介绍了一种在豚鼠模型中诱导左心室冷冻损伤，随后植入来源于人诱导多能干细胞心肌细胞的心肌补片的实验方案。...

在豚鼠模型心肌损伤后植入人诱导多能干细胞来源的心肌补片

本方案旨在将三维生物打印贴片移植到模拟心力衰竭的小鼠梗死心外膜上。内容包括麻醉、开胸手术、左前降支冠状动脉永久性结扎以及将生物打印贴片应用于心脏梗死区域的详细操作步骤。...

在小鼠心肌梗死模型中移植三维生物打印补片

本研究的总体目标是介绍在闭胸成年哥廷根小型猪中诱导心肌梗死（MI）以及心肌梗死后心力衰竭（post-MI...

闭胸冠状动脉闭塞/再灌注模型中哥廷根小型猪与长白猪心肌梗死后心力衰竭研究

心肌基因治疗在缺血性心脏病的未来治疗中具有广阔前景。本文介绍了一种用于评估基因治疗在缺血性心脏中疗效的大动物模型。...

用于评估缺血性心脏病基因治疗疗效的大动物模型

在小鼠心肌梗死部位周围进行超声引导下的细胞递送是一种安全、有效且便捷的细胞移植方法。...

超声引导下诱导多能干细胞来源的心肌细胞在心肌梗死小鼠中的移植

本方案描述了在猪模型中给予心脏活性治疗药物的三种方法。雌性长白猪通过以下任一途径接受治疗：（1）开胸经心外膜注射，（2）导管介导的经心内膜注射，或（3）静脉输注 通过...

在猪心肌梗死模型中递送心脏活性治疗药物

了解利用左回旋支动脉阻塞与快速起搏建立猪心力衰竭模型，并通过心肌内注射干细胞评估心脏再生效果与安全性的方法。该模型为心血管疾病细胞治疗研究提供稳定平台。

建立用于干细胞治疗的猪心肌梗死后心力衰竭模型

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