Name: 使用啮齿动物综合低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-07-09T13:00:00.000+00:00
Duration: 6 min 57 s
Description: 学习使用集成低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统为小鼠实施安全有效的吸入麻醉。该方法可减少气体浪费并降低人员暴露风险，适用于空间有限的实验室环境。

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作者无致谢。

所有动物实验均经普渡大学动物护理与使用委员会批准。
1. 低流量蒸发器的设置
<ol>
	<li>异氟烷或七氟烷给药
	<ol>
		<li>选择载气源。若使用内置空气泵，请取下系统背面进气口上的红色帽盖，使系统吸入室内空气。若使用压缩气体，请将压力调节器或减压阀设定为15 PSI，并连接至系统背面的压缩气体接口。</li>
		<li>将活性炭罐连接至排气口。</li>
		<li>将附件连接器连接至系统前方的吸气口和呼气口。使用蓝色夹子将诱导室连接至支路，使用白色夹子将鼻锥连接至支路（图1).</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用于机械通气
	<ol>
		<li>将插管连接管连接至黄色编码夹（图2).</li>
		<li>通过执行死腔校准来校准呼吸机。从 通风运行测试，接触 设置，然后 Calib &amp;#38; 检测选择 死腔校准 并按压 拨号 B.</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用于脉搏血氧测定
	<ol>
		<li>将传感器连接到系统背面标有 MouseSTAT 的端口上。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>用于加热
	<ol>
		<li>将加热垫连接到系统前面板的“Pad Power”端口。</li>
		<li>将一个传感器连接到“Body Sensor”端口，另一个连接到“Pad Sensor”端口。将Pad Sensor固定在加热垫上。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
2. 配置设置
<ol>
	<li>麻醉相关操作
	<ol>
		<li>启动麻醉系统。在 麻醉运行界面 上，触摸 设置。</li>
		<li>选择麻醉剂。触摸 麻醉剂类型，然后旋转 B 旋钮以选择 异氟烷 或 七氟烷。</li>
		<li>设置注射器容量。触摸 注射器大小，然后旋转 B 旋钮以选择合适的容量。</li>
		<li>触摸“返回”以回到 麻醉运行界面。</li>
		<li>使用瓶口适配器将麻醉剂注入注射器中。</li>
		<li>将注射器连接至麻醉系统。如有需要，触摸 移除 以使推块向后移动。</li>
		<li>预充注射器。触摸并按住 预充 按钮，使推块向前移动，直至推块接触注射器活塞顶部。按住 预充 按钮的同时旋转 B 旋钮可调节推块移动速度。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>机械通气相关操作
	<ol>
		<li>触摸 通气运行界面 标签，然后选择 设置。</li>
		<li>触摸 动物体重 并输入动物体重。</li>
		<li>触摸 优先模式 以选择容量控制或压力控制通气模式。动物体重设置将自动推荐合适的呼吸频率和潮气量。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>脉搏血氧饱和度监测相关操作
	<ol>
		<li>触摸 血氧运行界面 标签，然后选择 设置。</li>
		<li>触摸 心率 并旋转 B 旋钮以设置允许的最低心率读数。系统提供预设值选项。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>保温相关操作
	<ol>
		<li>在 保温运行界面 上，触摸 设置。选择保温方式及目标温度设定值。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
3. 开始麻醉给药
<ol>
	<li>麻醉小鼠
	<ol>
		<li>在 麻醉运行界面 上，点击 开始诱导 以启动气流。默认诱导流速为 500 mL/min。旋转旋钮 A 可根据需要调节流速。</li>
		<li>将小鼠放入诱导室中，并紧密关闭盖子。将 麻醉剂浓度 旋钮调节至异氟烷 3%。</li>
		<li>持续监测，直至小鼠达到所需的麻醉深度，判断依据为呼吸频率下降，以及倾斜诱导室时失去翻正反射。根据需要调节 麻醉剂浓度 旋钮。</li>
		<li>当动物失去翻正反射且麻醉充分后，点击 停止诱导。</li>
		<li>如需要，点击 冲洗室 以清除诱导室内残留的麻醉气体。</li>
		<li>打开通向鼻罩的夹子，并关闭通向诱导室的夹子。</li>
		<li>点击 开始鼻罩。鼻罩气流速率由体重设定值决定，但也可通过旋转旋钮 A 手动调节。</li>
		<li>立即佩戴鼻罩，并将动物置于红外加热垫中央。</li>
		<li>将动物传感器作为直肠探针插入。</li>
	</ol>
	</li>
</ol>
4. 开始机械通气
<ol>
	<li>对动物进行插管。
	<ol>
		<li>在保持动物麻醉状态的同时，将其转移至插管操作台。</li>
		<li>使用固定在垂直插管台上的细线将动物的上门齿悬挂固定（图3）。</li>
		<li>轻柔地将动物舌头向一侧推移，利用插管工具包中提供的光源观察气管位置。</li>
		<li>小心插入气管插管，并通过连接小型气囊至插管末端，观察肺部是否膨胀，以确认插管位置正确。</li>
	</ol>
	</li>
	<li>将气管插管连接至呼吸机管路。</li>
	<li>点击停止鼻罩，然后点击启动呼吸机。 
	注意：体重设置将自动确定合适的呼吸频率和潮气量。若需进行压力控制通气，请将目标吸气压力设定在15–18 cm H2O之间，并根据手术操作规程按需调整呼吸机参数。</li>
</ol>
5. 开始生理监测
<ol>
	<li>将传感器放置在动物的后爪上（图4）。脉搏血氧仪将自动开始读取心率（HR）和血氧饱和度（SpO2）。点击Oxi Run 屏幕标签以查看脉搏血氧测定数据。</li>
</ol>

<ol><li>El-Attar, A. M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Guided+isoflurane+injection+in+a+totally+closed+circuit%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Guided isoflurane injection in a totally closed circuit.</a> Anaesthesia. 46 (12), 1059-1063 (1991).</li>
<li>Lockwood, G., Chakrabarti, M. K., Whitwam, J. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+computer-controller+closed+anaesthetic+breathing+system%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A computer-controller closed anaesthetic breathing system.</a> Anaesthesia. 48 (8), 690-693 (1993).</li>
<li>Lowe, H. J., Cupic, M. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Dose-regulated+automated+anesthesia+%28Abstract%29%5BTitle%5D)+AND+%22British+Journal+of+Clinical+Pharmacologyl%22%5BJournal%5D)">Dose-regulated automated anesthesia (Abstract).</a> British Journal of Clinical Pharmacologyl. 12 (2), 281-282 (1971).</li>
<li>Walker, T. J., Chackrabarti, M. K., Lockwood, G. G. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Uptake+of+desflurane+during+anaesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">Uptake of desflurane during anaesthesia.</a> Anaesthesia. 51 (1), 33-36 (1996).</li>
<li>Weingarten, M., Lowe, H. J. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+circuit+injection+technic+for+syringe-measured+administration+of+methoxyflurane%3A+a+new+dimension+in+anesthesia%5BTitle%5D)+AND+%22Anesthesia+%26+Analgesia%22%5BJournal%5D)">A new circuit injection technic for syringe-measured administration of methoxyflurane: a new dimension in anesthesia.</a> Anesthesia & Analgesia. 52 (4), 634-642 (1973).</li>
<li>Enlund, M., Wiklund, L., Lambert, H. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((A+new+device+to+reduce+the+consumption+of+a+halogenated+anaesthetic+agent%5BTitle%5D)+AND+%22Anaesthesia%22%5BJournal%5D)">A new device to reduce the consumption of a halogenated anaesthetic agent.</a> Anaesthesia. 56 (5), 429-432 (2001).</li>
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<li>Matsuda, Y., et al. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((NARCOBIT+-+A+newly+developed+inhalational+anesthesia+system+for+mice%5BTitle%5D)+AND+%22Experimental+Animals%22%5BJournal%5D)">NARCOBIT - A newly developed inhalational anesthesia system for mice.</a> Experimental Animals. 56 (2), 131-137 (2007).</li>
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<li>Thomas, J., Lerche, P. <a target="_blank" href="http://scholar.google.com/scholar?hl=en&safe=off&q=author%3aThomas%2C+J+%22Anesthesia+and+Analgesia+for+Veterinary+Technicians%2C+4th+ed%22">Anesthesia and Analgesia for Veterinary Technicians, 4th ed</a>. 335, Mosby. St. Louis, MI. (2011).</li>
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<li>Wolforth, J., Dyson, M. C. <a target="_blank" href="http://www.ncbi.nlm.nih.gov/pubmed?term=((Flushing+induction+chambers+used+for+rodent+anesthesia+to+reduce+waste+anesthetic+gas%5BTitle%5D)+AND+%22Lab+Animal%22%5BJournal%5D)">Flushing induction chambers used for rodent anesthesia to reduce waste anesthetic gas.</a> Lab Animal. 40 (3), 76-83 (2011).</li>
</ol>

本项目由肯特科学公司提供设备和资金支持。作者 Krista Bigiarelli 和 Dave FitzMiller 为肯特科学公司员工，该公司生产本文所用的部分设备。本文的开放获取出版由肯特科学公司赞助。

该数字低流量麻醉系统将麻醉、通气、保温和生理监测系统集成于一台设备中。此外，系统内置泵可吸入环境空气作为载气，无需压缩气源。
在此操作中，该系统作为唯一的设备，用于替代麻醉蒸发器、机械呼吸机、脉搏血氧仪和加热垫。我们此前已证实，可在100 mL/min的流速下进行麻醉给药2。流速设置对于该麻醉给药技术至关重要，因为流速直接控制所用液态麻醉剂的体积。我们此前还证明，使用低流速可节约液态麻醉剂1,2。当传统蒸发器连接至机械呼吸机时，呼吸机进气口需从气流中采样，此时蒸发器必须持续运行。而对于集成呼吸机的数字蒸发器，呼吸机仅输出通气所需的气体，从而降低了液态麻醉剂、载气和活性炭过滤器相关的成本。
尽管使用低流量数字蒸发器有许多优点，但也存在一些局限性。该系统设计用于适合啮齿类动物和其他小型哺乳动物的低流量操作，但在流量超过1000 mL/min时无法输送麻醉气体。因此，此特定系统仅适用于小型动物物种。集成的脉搏血氧仪仅配备适用于足垫的传感器，不建议将该传感器用于尾巴，这可能对某些外科手术构成限制。此外，虽然可通过足垫传感器监测呼吸频率，但在较长时间内获得稳定的呼吸记录可能较为困难。最后，与传统蒸发器不同，该数字系统需要电力供应。在无电源或停电的情况下，可使用电池供电，电池可支持系统运行数小时。
该装置和方案展示了如何安全有效地使用集成呼吸机和生理监测模块的数字低流量麻醉系统。对于实验台空间有限，或无法在手术区域附近放置多台设备和管路的实验室，该装置将非常实用。一体式系统具有多种优势，包括无需压缩气体钢瓶以及独立的生理监测设备。总体而言，对于不宜使用传统蒸发器的实验团队，可考虑采用这种集成化系统。

涉及动物模型的研究通常需要专用的数据采集设备。用于小型动物手术的麻醉挥发罐主要有两种常见类型。传统的麻醉挥发罐依赖大气压力和气体流量对挥发性麻醉剂进行被动汽化1,2,3,4,5,6,7,8,9,10。这类挥发罐设计用于0.5 L/min至10 L/min的流量范围，因此非常适合大型动物模型11。
我们近期证实了低流量数字蒸发器与传统蒸发器相比的效果12,13。低流量数字麻醉系统可用于通过鼻罩以极低的气流维持动物麻醉，气流速率为动物每分钟通气量的1.5–2.2倍14,15,16。
使用数字化麻醉系统具有多种优势。该系统内置泵可吸入环境空气作为载气，使操作者无需使用压缩气体即可实施麻醉。近期研究17,18表明，在许多手术中以空气替代氧气作为载气可能更具益处。
生理监测和加热功能也可集成到数字低流量麻醉系统中。在大多数机构中，机构动物护理和使用委员会要求进行动物加热和生理监测19,20,21,22。比较麻醉剂生理效应的研究表明，麻醉会导致体温、心脏功能和呼吸功能显著下降23,24,25。通常需要将动物放置在加热垫上，以监测并维持其正常体温。目前有多种动物加热方法可供选择，例如热水加热器、电加热垫和加热灯，但这些方法均存在明显缺陷。在比较不同动物加热方法的研究中，远红外加热被证明是最有益的方法26。该数字蒸发器内置恒温远红外加热功能，可维持动物特定的体温，从而无需额外的加热垫控制器。
除了监测体温外，脉搏血氧测定法也是监测动物心率和血氧饱和度的常用方法。这种无创方法操作简便、结果准确，可全面评估动物调节血液氧合水平的能力。脉搏血氧测定的足垫传感器可连接至麻醉系统，我们此前已对此进行过演示2。
当动物需要长时间麻醉，或需要控制其呼吸模式时，通常需要进行机械通气。低流量数字蒸发器能够在压力控制或容量控制模式下输送可控的呼吸。集成式呼吸机消除了对外部呼吸机和额外管路装置的需求。
由于所有这些常用的监测设备和功能都集成在一台仪器中，管路设置因此大大简化。本实验方案的目的是演示一体化数字麻醉系统的安装和使用方法。

<table><tbody><tr><td>插管套件</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>ETM-MSE</td><td>包含插管支架、插管导管、LED光源</td></tr><tr><td>异氟烷液体吸入剂 99.9%</td><td>Henry Schein, Inc.</td><td>1182097</td><td>250 mL 玻璃瓶装</td></tr><tr><td>小鼠STAT脉搏血氧仪</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-03</td><td>集成于SomnoSuite系统中</td></tr><tr><td>氧气罐</td><td>Indiana Oxygen Company</td><td>23-160246</td><td>医用级O&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt; 99%</td></tr><tr><td>RoVent自动呼吸机</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-04</td><td>集成于SomnoSuite系统中</td></tr><tr><td>SomnoSuite低流量数字麻醉系统</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SS-01</td><td>包含RightTemp恒温加热控制系统、加热垫及温度传感器</td></tr><tr><td>SomnoSuite小鼠基础套件</td><td>Kent Scientific Corporation</td><td>SOMNO-MSEKIT</td><td>包含鼻罩、注射器、诱导室及活性炭过滤罐</td></tr></tbody></table>

用于啮齿类动物的集成低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统

Use of an Integrated Low-Flow Anesthetic Vaporizer, Ventilator, and Physiological Monitoring System for Rodents

低流量数字蒸发器通常使用注射泵将挥发性麻醉剂直接注入载气流中。根据动物福利建议，在需要麻醉的操作过程中，应保持动物体温并进行监测。常用的麻醉和生理监测设备包括气体钢瓶、麻醉蒸发器及支架、温控仪和加热垫、机械呼吸机以及脉搏血氧仪。此外，还需要计算机用于数据采集和运行设备软件。在空间较小或进行野外工作时，可能难以在有限空间内合理安置所有这些设备。
本实验方案旨在展示如何使用低流量数字蒸发器，结合压缩氧气和室内空气，以及集成的机械呼吸机、脉搏血氧仪和远红外加热装置，构成一套完整的麻醉与生理监测系统，特别适用于啮齿类动物。

使用10周龄雄性野生型C57Bl6j小鼠，体重为25.41 ± 0.8 g。小鼠通过鼻罩麻醉，或进行气管插管后使用集成机械呼吸机维持，异氟烷浓度为1.5–2.5%，同时监测心率和血氧饱和度。动物饲养于微隔离笼具中，可自由饮用瓶装水并自由摄食标准啮齿类动物饲料。
心率和 SpO2 通过脉搏血氧仪在维持期间进行监测（图5, 图6，以及 图7，）。体温维持在36.5-37.5 °C 通过红外加热垫和热灯进行保温。在插管过程中，通过带有集成鼻罩的插管架持续输送异氟烷，以维持通气动物的麻醉状态。每只小鼠均成功接受通气或通过鼻罩维持，所用室温空气（RA）或氧气（O₂）的低流量均未超过141 mL/min。2）15 分钟。各组动物的心率和血氧饱和度均保持稳定，两种测量指标均无明显显著变化。SpO2 在所有组别中均保持在82-99%之间，而体温维持在36.5-37.5 °C我们观察到，脉搏血氧仪的放置位置和体温均会影响SpO₂。2 测量。若观察到脉搏血氧仪读数无效，则调整传感器位置和加热水平，以维持核心体温稳定。
采用双因素方差分析（ANOVA）结合Bonferroni校正对图5、图6和图7中的数据显著性进行检验。以p值小于0.05为差异具有统计学意义。
<img alt="麻醉示意图，啮齿类动物装置，SomnoSuite 系统，吸入式研究的气体流动回路。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig01.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 1"> 
图1：麻醉诱导和鼻罩维持的管路装置示意图。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig01large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="啮齿类动物麻醉系统示意图；医疗设备，吸入麻醉给药过程。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig02.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图2"> 
图2：麻醉诱导、插管和通气过程中管路设置的示意图。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig02large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="实验室环境中动物实验操作及拭子样本采集。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig03.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图3"> 
图3：小鼠在插管过程中，通过带有集成鼻罩的插管架持续接受异氟烷麻醉。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig03large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="麻醉实验设置中的小鼠；动物实验；连接的手术导管和传感器。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig04.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图 4"> 
图 4：后肢足垫上集成式脉搏血氧仪传感器的放置位置。 <a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig04large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="平均心率柱状图；面罩吸入室气（RA）和氧气（O₂）与经气管插管通气的比较；数据对比；bpm分析。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig05.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图5"> 
图5：通过鼻罩或经气管插管给予室气（RA）或100%氧气（O2）后15分钟内的平均心率（±标准差），每组n=5。各组之间未观察到显著差异。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig05large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="心率分析；随时间变化的bpm图；RA/O2鼻罩，通气状态；数据对比。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig06.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="Figure 6"> 
图6：使用低流量麻醉系统进行初始麻醉诱导后记录的心率值（bpm）。心率平均值基于15分钟内每30秒时间间隔的数据计算得出。每个数据点代表各组动物的均值 ± 标准差（n=5）。在15分钟观察期间，各组动物的心率均未出现显著变化。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig06large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>
<img alt="血氧饱和度图表；RA/O2鼻锥和通气随时间（分钟）的比较。" class="xfigimg" src="/files/ftp_upload/61311/61311fig07.jpg" data-altupdatedat="1788250015000" data-alt="图7"> 
图7：使用低流量麻醉系统进行初始麻醉诱导后的组织氧饱和度水平（%）。在15分钟内，每30秒时间间隔计算出的平均SpO2值。每个数据点代表每组所有动物的均值±标准差（n=5）。在任何组中，15分钟期间SpO2均未观察到显著变化。<a href="https://www.jove.com/files/ftp_upload/61311/61311fig07large.jpg" target="_blank">请点击此处查看该图的放大版本。</a>

本文介绍了一种使用集成呼吸机和生理监测模块的数字化低流量麻醉系统，安全有效地对小鼠实施麻醉气体给药的实验方案。

低流量数字蒸发器通常采用注射泵将挥发性麻醉剂直接注入载气流中。根据动物福利……

本方案重点介绍了一种集成式麻醉与生理监测系统的最佳使用方法，该系统包含低流量电子蒸发器、集成呼吸机、脉搏血氧仪和远红外加热垫。此方法适用于任何实验台或实验室空间有限的机构。一体化系统还消除了对压缩气体钢瓶以及独立生理监测设备的需求。进行该操作演示的是普渡大学生物医学工程专业的博士研究生 Luke Schepers。在设置低流量蒸发器时，首先选择一种载气源，然后取下系统背面进气口上的红色保护帽，以使系统能够吸入室内空气。如果使用压缩气体源，则需配备压力调节器和减压阀，并将压力设定为 15 磅/平方英寸（psi）。将设备连接至系统背面的压缩机气体接口。将活性炭罐连接至排气口。将附件连接器连接至系统前面的吸气口和呼气口。使用蓝色夹子将诱导室连接到分支管路，使用白色夹子将鼻锥连接到分支管路。设置集成呼吸机时，使用黄色夹子将气管插管连接管路连接到分支管路。在 Vent Run 屏幕上校准呼吸机死腔时，触摸“Setup and Calibration and Tests”（设置、校准与测试），然后选择“Measure dead space”（测量死腔）并按下旋钮 B。设置集成脉搏血氧仪时，将传感器连接至系统背面的小鼠 stat 端口。设置远红外加热垫时，将加热垫连接至系统前面板上的垫子电源接口。然后将一个传感器连接至身体传感器接口，另一个传感器连接至垫子传感器接口，并将垫子传感器固定在加热垫上。要在“麻醉运行”界面中配置麻醉输送系统参数，请触摸“设置”并选择麻醉剂。触摸“类型”并旋转旋钮B以选择异氟烷或七氟烷。要设置此注射器尺寸，请触摸“注射器尺寸”并旋转旋钮B以选择合适尺寸。触摸“返回”以回到麻醉运行界面，并使用瓶顶适配器将麻醉剂注入注射器。将注射器连接至麻醉系统，必要时点击“移除”以向后移动推块。为预充注射器，按住“预充”键，使推块向前移动，直至其顶端刚好接触注射器推杆顶部。设置机械通气时，打开“通气运行界面”选项卡，然后按“设置”键。按“体重”，输入动物的体重。然后按“优先级”以选择容量控制通气或压力控制通气。相应的呼吸频率和潮气量将自动设置。设置脉搏血氧仪参数时，打开 Oxy run 界面选项卡并按下 Setup。按下 Minimum HR，然后旋转旋钮 B 以设定允许的最低心率读数。在 warm run 界面中设置加热参数时，按下 Setup，选择一种加热方法和目标温度设定值。从麻醉运行界面使小鼠麻醉时，触摸“诱导”以启动气流。默认的诱导流速为 500 毫升每分钟。根据需要旋转旋钮 A 以调节流速。将小鼠放入诱导室并紧密关闭盖子。将麻醉剂浓度调节旋钮调至异氟烷3%。默认诱导流速为每分钟500毫升。根据需要调节旋钮 A 以调整流速。按下“输送”按钮开始麻醉剂输送。当动物达到充分麻醉状态后，再次触碰“诱导”，然后触碰“冲洗腔室”以减少腔室中残留的麻醉气体。打开通向鼻锥的夹子，并关闭通向舱室的夹子。触碰鼻锥以启动气流，并立即将鼻锥安装到动物身上。将动物置于红外加热垫中央，然后将动物传感器作为直肠探针插入，以控制体温。启动机械通气时，将麻醉后的动物置于插管台上，并使用固定在垂直插管台上的细线悬挂动物的上门齿。轻柔地将动物的舌头偏向一侧，利用创新套件中提供的光源观察气管，然后小心插入气管插管。可通过将一个小的气囊连接到管子上并检查肺部是否膨胀来验证放置位置是否正确。触摸“停止”鼻锥以停止气流，关闭通向鼻锥的夹子，并打开通向通气管路的夹子。将气管插管连接到通气管路上，然后触摸“启动呼吸机”以开始通气。开始生理监测时，将传感器轻轻夹在动物的一只后肢脚掌上，脉搏血氧仪将自动开始读取心率和血氧饱和度。触摸“Oxy run”屏幕标签以查看脉搏血氧测定数据。在维持过程中，可通过脉搏血氧测定法持续监测心率和血氧饱和度。在此代表性分析中，所有组别的动物心率和血氧饱和度均保持稳定，两种测量指标均未观察到显著变化。血氧饱和度维持在82%至99%之间。该技术使研究人员能够以较低的气体流速进行麻醉，且无需使用压缩气体。较低的流速可减少气体浪费，同时降低科研人员的暴露风险。

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Medicine

医学

使用啮齿动物综合低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统

重复测量啮齿类动物呼吸生理参数并采集气道炎症细胞是理想的研究手段，但通常难以实现。本文介绍一种可重复的小鼠经口插管方法，该方法允许对气道高反应性进行多次测量，并可重复采集气道炎症细胞。...

一种可逆、非侵入性的小鼠气道阻力测量与支气管肺泡灌洗液采集方法

本方案详细描述了使用强迫振荡技术（flexiVent；SCIREQ...

使用强制振荡技术评估小鼠呼吸系统力学

丧失翻正反射长期以来被用作实验室动物无意识状态（也称为催眠）的标准行为替代指标。通过精心控制的高通量评估系统，可以检测药理学干预引起的挥发性麻醉剂敏感性的改变，该系统也可适用于任何吸入性治疗药物的递送。...

评估局部或全身药物干预后小鼠对挥发性全身麻醉药敏感性的变化

离体肺灌注（EVLP）通过实现对器官的评估并扩大供体来源，使人类肺移植变得更加可行。本文中，我们描述了大鼠EVLP模型的建立过程以及相关优化，这些改进为未来的进一步拓展提供了可重复的实验模型。...

分离方法 离体 大鼠模型中的肺灌注：建立大鼠离体肺灌注（EVLP）项目的经验总结

本文描述了一种从小鼠采集压力-容积数据的详细方案。...

测量小鼠的压力-容积环

本文介绍一种使用数字控制的低流量麻醉系统通过注射器驱动直接注入式蒸发器，更安全、高效地向小鼠施用麻醉气体的实验方案。...

小鼠和大鼠低流量数字化麻醉系统应用

我们描述了一种通过吸入式重症监护镇静装置使用卤化剂异氟烷和七氟烷对仔猪进行镇静后，由盐酸诱导的急性呼吸窘迫综合征（ARDS）模型。该模型可用于研究卤化剂在肺损伤与修复中的生物学机制。...

通过重症监护室类型设备在猪急性呼吸窘迫综合征模型中输送卤化麻醉剂

目标是开发一种新的 离体 大鼠离体肺灌注（EVLP）模型，可在4小时内维持稳定的肺功能，并为行业提供具体实施细节，从而为将EVLP技术应用于啮齿类动物模型建立一种可靠的方法。...

建立一种用于循环死亡后大鼠肺脏的新型离体肺灌注系统

该方案可实现对小鼠和大鼠胸腔三维运动的可控机械通气及磁共振成像。我们已利用此装置研究机械通气所致呼吸肌功能障碍的病理生理机制。...

机械通气小鼠和大鼠呼吸运动的三维电影磁共振成像

本研究提出了一种针对机械通气（MV）大鼠模型的结构化拔管方案。该方案有助于从机械通气平稳过渡到自主呼吸，同时最大限度地减少与拔管相关的并发症。通过标准化撤机、气道管理和拔管后护理，可提高实验研究的可靠性和可重复性。...

机械通气大鼠拔管的结构化方法

学习使用集成低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统为小鼠实施安全有效的吸入麻醉。该方法可减少气体浪费并降低人员暴露风险，适用于空间有限的实验室环境。

用于啮齿类动物的集成低流量麻醉蒸发器、呼吸机和生理监测系统

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