Name: 生产高滴度性乙型肝炎病毒库的细胞培养模型 (视频) | JoVE Journal
Uploaded: 2020-06-26T14:30:00.000+00:00
Duration: 10 min 28 s
Description: 学习利用细胞培养技术生产高滴度戊型肝炎病毒库的方法，包括质粒线性化、体外转录和电穿孔转染等关键步骤。该技术可制备包膜和非包膜病毒颗粒，为感染多种细胞系及后续药物与疫苗研发提供重要工具。

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我们感谢Suzanne Emerson提供的戊型肝炎病毒p6克隆。HEV特异性兔高免血清由德国弗里德里希·勒夫勒研究所的Rainer Ulrich慷慨提供。此外，我们感谢波鸿鲁尔大学分子与医学病毒学系所有成员给予的支持与讨论。图1-7使用BioRender.com生成。

作者无任何利益冲突需要披露。

从质粒制备开始，DNA 产量应超过 150 ng/µL，以便能够从同一质粒储备中进行&#160;多次线性化，从而最大限度地降低细菌诱导关键基因组序列突变的风险。此外，必须通过凝胶电泳检测限制性酶切是否实现了质粒的完全线性化（图 8b）。若缺乏线性化的质粒 DNA，将引发滚环扩增，导致体外转录效率降低。另外，应确认 RNA 的完整性，以评估样品中 RNase 的含量（图 8c）。只有在完成上述步骤后，才可考虑对靶细胞进行电穿孔。需要注意的是，在开始 HepG2 细胞制备前，务必确保所有物品均已准备就绪，避免出现长时间等待。特别是，细胞和 RNA 在电穿孔前应短暂保存于 Cytomix 中。为防止电穿孔过程中细胞受热，必须提前将缓冲液置于冰上预冷。电脉冲持续时间不应超过 20–25 ms，电压为 270 V。电穿孔后，细胞需迅速转移至新鲜培养基中，以确保细胞存活率。在感染靶细胞前，应检测转染细胞（TC）中 ORF2 阳性细胞的比例。如果转染细胞中未检测到 ORF2 阳性细胞，则很可能是电穿孔失败或染色未成功，此时应重复实验...

戊型肝炎是一种相对常见的&#160;患病率在全球范围内被低估的疾病。每年约有2000万例感染，导致超过70,000人死亡1. 其致病因子戊型肝炎病毒（HEV） recently 被重新分类，现归属于科 Hepeviridae 包括正肝炎病毒属（Orthohepevirus）和鱼肝炎病毒属（Piscihepevirus）。来源于不同宿主的HEV被归类于正肝炎病毒属A至D种，包括来自人类、猪、兔、大鼠、鸟类及其他哺乳动物的分离株。2目前，已鉴定出八种不同的正链单股RNA病毒基因型（GT）。2尽管它们在序列同源性、传播途径和地理分布上存在差异，但其基因组结构高度保守。具体而言，7.2 kbp的HEV基因组分为三个主要的开放阅读框（ORF1-3）。其中，ORF1编码宿主细胞内成功复制所需的所有酶，ORF2编码衣壳蛋白，而ORF3蛋白则作为功能性离子通道，参与感染性病毒颗粒的组装与释放。3一旦释放到基底侧或顶侧腔隙中，HEV会以准包膜型和无包膜（裸露）型两种形式存在，具体形式取决于病毒来源于血液还是粪便。4,5.
虽然GT1和GT2主要存在于发展中国家，仅通过粪-口途径感染人类6，但GT3、GT4和GT7则主要出现在发达国家1,7，多种动物可作为其储存宿主，例如猪8、大鼠9、鸡10,11、鹿12、獴13、蝙蝠14、兔子15,16、野猪17等众多物种7,18,19，表明存在人畜共患传播的证据7,20,21,22。除了卫生条件不良23和受污染的食品12,24,25,26外，HEV还可通过输血和器官移植传播27,28。HEV是导致肝硬化和肝功能衰竭的常见原因29，尤其在已有肝病的患者、免疫功能低下者（基因型3、4和7）以及孕妇（基因型1）中更为严重。值得注意的是，HEV还可引起肝外表现，如造血系统疾病30,31,32、神经系统疾病33和肾脏损伤34。
迄今为止，超说明书用药利巴韦林（ribavirin, RBV）仍是许多感染患者的首选治疗方案35,36。然而，已有治疗失败及临床长期预后不佳的病例报道。治疗失败与慢性感染患者体内病毒的诱变作用及病毒异质性增加相关37,38,39。相反，最近一项欧洲回顾性多中心研究未能将聚合酶突变与RBV治疗失败相关联40。在临床观察和体外实验中，干扰素41,42,43、索非布韦44,45、锌盐46以及银莲花素（silvestrol）47,48也显示出抗病毒作用。尽管如此，由于对戊型肝炎病毒（HEV）生命周期及其致病机制的认识仍不足，特异性HEV治疗方案的开发仍受到阻碍。因此，迫切需要建立一个稳定的细胞培养系统，用于病毒学研究及新型抗病毒药物的开发49。
遗憾的是，与其他肝炎病毒类似，戊型肝炎病毒（HEV）在常规细胞系中难以增殖，通常进展非常缓慢，导致病毒载量较低。尽管如此，一些研究团队通过建立细胞系亚克隆50或调整培养基添加剂51，成功提高了病毒载量。最近，cDNA克隆的构建52以及通过连续传代适应细胞培养的原代患者分离株53,54进一步改善了HEV在体外细胞培养中的增殖能力55。在本实验方案中，我们使用了适应细胞培养的Kernow-C1株基因组（称为p6_WT）54&#160;，以及携带复制增强突变的突变株（称为p6_G1634R）37。Kernow-C1是HEV体外培养中最常用的毒株，能够产生较高的病毒载量。通过检测病毒RNA拷贝数，可在体外监测HEV的复制情况。然而，这些技术无法评估所产生的具有感染性病毒颗粒的数量。因此，我们建立了免疫荧光染色法以测定焦点形成单位（FFU/mL）。
本文所述方法56可用于产生全长的感染性病毒颗粒，这些病毒颗粒能够感染多种来源的细胞类型，包括原代细胞和哺乳动物细胞系。这是解析HEV感染机制和嗜性特征的重要前提。该方法无需依赖通常数量有限的患者分离株进行接种。通过质粒生产感染性HEV颗粒可提供无限的病毒来源，使本实验方案具有较高的效率。此外，该系统可用于反向遗传学研究，从而分析在体内发现的基因组变异及其对HEV复制能力和适应性的影响。该技术克服了诸多限制，可为药物开发、诱变研究以及病毒与宿主相互作用（如限制因子或病毒进入因子）的评估开辟新途径。

<table><tbody><tr><td>0.45 &amp;micro;m 网格</td><td>Sarstedt</td><td>83.1826</td><td>收集细胞外病毒</td></tr><tr><td>4 % Histofix</td><td>CarlRoth</td><td>P087.4</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>乙酸</td><td>CarlRoth</td><td>6755.1</td><td>胶原工作液</td></tr><tr><td>Amicon Ultra-15</td><td>Merck Millipore</td><td>UFC910024</td><td>病毒收获</td></tr><tr><td>氨苄青霉素</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>A1593</td><td>转化细菌筛选</td></tr><tr><td>ATP</td><td>Roche</td><td>11140965001</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录与电穿孔</td></tr><tr><td>BioRender</td><td>BioRender</td><td></td><td>图像生成</td></tr><tr><td>CaCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>5239.2</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>0.4 % 无菌胶原R溶液</td><td>Serva</td><td>47256.01</td><td>胶原工作液</td></tr><tr><td>CTP</td><td>Roche</td><td>11140922001</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>电穿孔杯</td><td>Biorad</td><td>165-2088</td><td>电穿孔</td></tr><tr><td>DAPI</td><td>Invitrogen</td><td>D21490</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>DMEM</td><td>gibco</td><td>41965-039</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>DNA酶</td><td>Promega</td><td>M6101</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>DTT</td><td>Promega</td><td>包含于P2077中</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>EGTA</td><td>Roth</td><td>3054.3</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>&lt;em&gt;大肠杆菌&lt;/em&gt; JM109</td><td>Promega</td><td>L2005</td><td>转化</td></tr><tr><td>胎牛血清</td><td>gibco</td><td>10270106</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>Fluoromount</td><td>SouthernBiotech</td><td>0100-01</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>GenePulser Xcell 电穿孔系统</td><td>BioRad</td><td>1652660</td><td>电穿孔</td></tr><tr><td>庆大霉素</td><td>gibco</td><td>15710049</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>GTP</td><td>Roche</td><td>11140957001</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>H&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;O</td><td>Braun</td><td>184238001</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>Hepes</td><td>Invitrogen</td><td>15630-03</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>马血清</td><td>gibco</td><td>16050122</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>K&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;HPO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>P749.1</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>KCL</td><td>Roth</td><td>6781.3</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>KH&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;PO&lt;sub&gt;4&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>3904.2</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>L-谷氨酰胺</td><td>gibco</td><td>25030081</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>还原型L-谷胱甘肽</td><td>Sigma-Aldrich</td><td>G4251-5G</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>MEM</td><td>gibco</td><td>31095-029</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>MEM 非必需氨基酸（100&amp;times;）</td><td>gibco</td><td>11140-035</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>MgCl&lt;sub&gt;2&lt;/sub&gt;</td><td>Roth</td><td>2189.2</td><td>Cytomix</td></tr><tr><td>微量紫外-可见分光光度计 NanoDrop One</td><td>Thermo Fisher</td><td>ND-ONE-W</td><td>DNA/RNA 浓度测定</td></tr><tr><td>MluI 酶</td><td>NEB</td><td>R0198L</td><td>线性化</td></tr><tr><td>NEB 缓冲液</td><td>NEB</td><td>包含于 R0198L 中</td><td>线性化</td></tr><tr><td>NucleoSpin 质粒提取试剂盒</td><td>Macherey &amp; Nagel</td><td>740588.250</td><td>质粒制备</td></tr><tr><td>NucleoSpin RNA 纯化试剂盒</td><td>Macherey &amp; Nagel</td><td>740948.250</td><td>RNA 纯化</td></tr><tr><td>PBS</td><td>gibco</td><td>70011051</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>青霉素/链霉素</td><td>Thermo Fisher</td><td>15140122</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>编码全长HEV基因组的质粒（p6_G1634R）</td><td>Todt 等</td><td></td><td>病毒生产</td></tr><tr><td>编码全长HEV基因组的质粒（p6_WT）</td><td>Shukla 等</td><td>GenBank 登录号 JQ679013</td><td>病毒生产</td></tr><tr><td>一抗 1E6</td><td>LS-Bio</td><td>C67675</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>一抗 8282</td><td></td><td></td><td>德国弗里德里希-勒弗勒研究所 Rainer Ulrich</td></tr><tr><td>QIAprep Spin Miniprep 试剂盒</td><td>Qiagen</td><td>27106</td><td>DNA 提取</td></tr><tr><td>Ribo m&lt;sup&gt;7&lt;/sup&gt;G 加帽类似物</td><td>Promega</td><td>P1711</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>RNase away</td><td>CarlRoth</td><td>A998.3</td><td>RNA 纯化</td></tr><tr><td>RNasin（RNase抑制剂）</td><td>Promega</td><td>N2515</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>二抗 驴抗小鼠 488</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-21202</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>二抗 山羊抗兔 488</td><td>Thermo Fisher</td><td>A-11008</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>丙酮酸钠</td><td>gibco</td><td>11360070</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>T&lt;sub&gt;7&lt;/sub&gt; RNA 聚合酶</td><td>Promega</td><td>P2077</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>转录缓冲液</td><td>Promega</td><td>包含于 P2077 中</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr><tr><td>吐温 X-100</td><td>CarlRoth</td><td>3051.3</td><td>免疫荧光</td></tr><tr><td>胰蛋白酶-EDTA（0.5 %）</td><td>gibco</td><td>15400054</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>超低IgG</td><td>gibco</td><td>1921005PJ</td><td>细胞培养</td></tr><tr><td>UTP</td><td>Roche</td><td>11140949001</td><td>&lt;em&gt;体外&lt;/em&gt;转录</td></tr></tbody></table>

用于制备高滴度戊型肝炎病毒储备液的细胞培养模型

A Cell Culture Model for Producing High Titer Hepatitis E Virus Stocks

戊型肝炎病毒是导致肝硬化和肝功能衰竭的主要原因，其全球发病率正不断上升。这种单链RNA病毒主要通过输血、卫生条件不足以及受污染的食品传播。迄今为止，许多患者主要采用超说明书使用的抗病毒药物利巴韦林（RBV）进行治疗。然而，仍尚未确定针对戊型肝炎病毒的特异性治疗方法。由于缺乏高效的戊型肝炎病毒细胞培养系统，目前对HEV生命周期及致病机制的研究受到严重阻碍。一个稳定的细胞培养系统对于研究病毒生命周期（包括其致病过程）至关重要。通过本文所述的方法，可获得高达 3 × 106 焦点形成单位/毫升（FFU/mL）的非包膜型HEV病毒滴度，以及高达 5 × 104 FFU/mL 的包膜型HEV病毒滴度。利用这些病毒颗粒，可以感染多种来源的细胞，包括原代细胞以及人源和动物源性细胞系。通过质粒产生具有感染性的HEV颗粒，可提供无限的病毒来源，使该实验方案极为高效。

在本实验方案中，我们描述了高滴度感染性HEVcc的制备方法。第一步是分离质粒DNA（pBluescript_SK_HEVp654 和 pBluescript_SK_HEVp6-G1634R37，图8a），随后通过限制性酶切将其线性化，并纯化用于体外转录（图1）。可通过琼脂糖凝胶电泳比较未酶切与酶切后的质粒DNA，以验证线性化是否成功。除出现大小迁移外，仅应观察到一条代表线性化形式的DNA条带。当位于线性化条带上、下两侧分别代表切口环状和超螺旋形式的两条额外条带完全消失时，表明线性化已完全（图8b）。纯化所得DNA的浓度应超过150 ng/µL。只有满足上述条件的线性化DNA方可用于体外转录。体外转录所得RNA也应通过凝胶电泳进行检测，若RNase污染较少，则应呈现清晰分明的条带，而非弥散的涂抹状（图8c）。...

本文介绍了一种高效制备高滴度戊型肝炎病毒（HEV）毒种的方法，可用于有效感染肝癌细胞。利用该方法，可收获非包膜型和包膜型病毒颗粒，并用于接种多种细胞系。

戊型肝炎病毒是全球范围内导致肝硬化和肝功能衰竭的主要原因，其发病率正不断上升。该病毒为单股RNA病毒，……

由于缺乏高效的细胞培养系统，戊型肝炎病毒的研究一直受到阻碍。我们的技术克服了这些限制，为药物设计和疫苗开发铺平了道路。通过本方案，我们能够产生具有感染性的高滴度非包膜和包膜戊型肝炎病毒颗粒，从而促进多种细胞的感染。执行本方案需要进入BSA-2级设施的权限，并具备基本细胞培养技术的经验。为线性化质粒DNA，将10微克的模板DNA与10微升缓冲液及2微升的藤黄微球菌（Micrococcus luteus）限制性内切酶混合，并加水调整终体积至100微升。随后在37摄氏度孵育1小时，并根据标准方案通过琼脂糖凝胶电泳确认质粒的线性化。质粒DNA提取并线性化后，可通过琼脂糖凝胶电泳比较未酶切与酶切后的质粒DNA，以验证线性化是否成功。进行纯化的全长戊型肝炎病毒DNA的体外转录时，将两微克线性化DNA模板与适当的试剂混合，并用无核水将溶液终体积调至100微升。充分混匀后，于37摄氏度孵育两小时。两小时后，向试管中再加入 2 微升 T7 RNA 聚合酶。然后混匀反应体系，并将试管在 37 摄氏度下继续孵育 2 小时。孵育结束后，加入 7.5 微升 DNase，充分混匀以消化初始的 DNA 模板，并在 37 摄氏度下孵育 30 分钟。提取后，根据标准方案通过琼脂糖凝胶电泳仔细检测RNA的完整性和得率。在RNA丰度较低的情况下，应观察到清晰的条带，而不是模糊的弥散条带。某些步骤需要快速操作，因此必须充分准备。同时，需特别注意RNA完整性和细胞活力。为制备用于细胞培养来源的戊型肝炎病毒生产的入肝癌细胞，将细胞接种于15厘米胶原蛋白包被的培养皿中，加入20毫升完全DMEM培养基，在37°C培养至细胞融合度达到90%。培养结束时，用10毫升PBS洗涤细胞，然后在37°C下加入3毫升0.05%胰蛋白酶-EDTA溶液，使细胞从培养皿上脱离。将脱离的细胞重悬于10毫升完全DMEM培养基中，并将细胞转移至50毫升锥形管中进行计数。取5 × 10⁶个细胞转移至新的50毫升管中，每次用35毫升PBS洗涤细胞，共洗涤两次。第二次洗涤后，将细胞置于冰上，无需去除上清液。进行靶细胞电穿孔时，向384微升细胞素混合液（cytomix）中加入2毫摩尔ATP和5毫摩尔谷胱甘肽，混匀后置于冰上保存，待后续使用。小心弃去上清液，加入全部400微升上述溶液。向细胞中加入5微克纯化的病毒基因组RNA，将细胞悬液转移至4毫米电击杯中，在270伏、975微法拉条件下电击20毫秒。电穿孔后，使用巴斯德移液管尽快将细胞转移至11毫升完全DMEM培养基中，并将10毫升电穿孔后的细胞接种到经胶原蛋白包被的10厘米培养皿中。接着，将300微升培养基中含有1.3 × 10⁵个细胞的悬液均匀地接种至一个经胶原蛋白包被的24孔板中的盖玻片上，然后将培养板和培养皿放入细胞培养箱中孵育24小时。次日，将培养皿中的上清液更换为10毫升新鲜DMEM培养基，并将培养皿放回细胞培养箱中继续培养六天。根据细胞密度，在第5至第7天对转染对照进行免疫荧光染色，以计算表达目标蛋白的细胞数量占总细胞数量的比例。可通过转染对照的免疫荧光染色来监测电穿孔是否成功。转染效率应超过40%。复制缺陷型突变体可作为阴性对照，以确认染色的特异性。为了收获细胞培养上清中的戊型肝炎病毒颗粒，在第6天将上清液通过0.45微米滤膜过滤，以去除任何细胞碎片，并将收获的细胞培养上清来源的戊型肝炎病毒在4摄氏度下保存。对于细胞内来源的细胞培养戊型肝炎病毒颗粒的收获，用PBS洗涤细胞，并在37摄氏度下使用1.5毫升0.05%胰蛋白酶-EDTA溶液使细胞脱落。当细胞脱落后，加入8.5毫升DMEM终止反应，并将细胞悬液转移至50毫升离心管中进行离心。每轮电穿孔向各支2毫升反应管中加入1.6毫升DMEM完全培养基，并用其中800微升培养基重悬细胞，从而将细胞转移至管中。将细胞在液氮中迅速冷冻，随后在冰上反复冻融三次，再将所得裂解物在10,000 × g条件下高速离心10分钟。然后将上清液转移至新管中，避免扰动细胞碎片沉淀，于-80摄氏度保存。为评估新制备的细胞内和细胞外戊型肝炎病毒毒株的滴度，将每100微升MEM培养基中含2×10⁴个细胞接种至胶原蛋白包被的96孔微孔板的中央60个孔中，外周各孔每孔加入100微升PBS。在37°C培养24小时后，向第一排细胞中加入50微升细胞外病毒颗粒上清液。充分混匀后，通过将上清液从前一排孔转移50微升至下一排孔（每排设两个复孔），依次进行1:3浓度梯度的连续六次倍比稀释，直至最后一排细胞孔。为了用细胞内培养来源的戊型肝炎病毒颗粒感染细胞，将25微升细胞内病毒颗粒上清液加入到细胞最上一排，充分混匀后，用25微升稀释液以1:5比例连续六次倍比稀释，每个稀释度设两个复孔，操作如图所示。随后将培养板放入细胞培养箱中孵育7天，然后根据文中的方案进行免疫荧光染色。孵育和免疫染色完成后，可使用免疫荧光显微镜分析培养板。免疫染色后，可根据所示的适当公式计算细胞内和细胞外颗粒的最终滴度。通过连续稀释细胞培养物来源的E病毒颗粒感染靶细胞后，感染了非包膜型细胞内细胞培养物来源的戊型肝炎病毒颗粒的细胞培养物中，每毫升可预期产生1×10⁵至3×10⁶个空斑形成单位；而在感染了包膜型细胞外细胞培养物来源的戊型肝炎病毒颗粒的培养物中，每毫升可预期产生1×10²至1×10⁴个空斑形成单位。此外，基因组拷贝数与无包膜的细胞内感染性病毒颗粒之间的比例通常低于细胞外培养来源的戊型肝炎病毒颗粒感染培养物中观察到的比例，表明无包膜的戊型肝炎病毒具有更高的特异性感染能力。病毒颗粒的产生及靶细胞的感染依赖于完整的病毒生命周期，可为病毒与宿主相互作用提供新的研究视角。该实验方案可进行调整，用于开展复制动力学研究，或制备可用于感染实验的病毒颗粒。目前，我们的大多数研究依赖于感染性颗粒，包括有包膜和无包膜的HEV。使用我们技术的文章目前正在陆续发表。

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科研

JoVE Journal

Immunology and Infection

免疫学与感染

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用于裂谷热病毒 MP-12 疫苗株的反向遗传学系统是构建具有增强减毒性和免疫原性的新型 MP-12 突变株的有效工具。本文描述了生成和鉴定 NSs...

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来源： Jamieson, T. R., et al. 利用高通量荧光成像检测SARS-CoV-2中和抗体的伪病毒感染。 J. Vis. Exp.

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用于乙型肝炎病毒感染的原代肝细胞与库普弗细胞“肝脏芯片”培养

本方案描述了一种实验流程，用于制备携带两种甲型流感病毒株包膜糖蛋白的高滴度感染性病毒假颗粒（pp），并介绍如何测定其感染能力。该方案具有高度适应性，可广泛用于开发携带不同包膜糖蛋白的其他类型包膜病毒的假颗粒。...

利用高致病性H5N1和禽源H7N9病毒包膜糖蛋白制备高滴度感染性流感假病毒颗粒

本文描述了一种在新型基因工程293T细胞（293T-NE-3NRs，表达人源NTCP、HNF4α、RXRα和PPARα）以及传统肝细胞（HepG2-NE，表达人源NTCP）中进行乙型肝炎病毒（HBV）感染的详细实验方案。...

在非肝源性293T-NE-3NRs细胞中建立乙型肝炎病毒感染模型

我们介绍了一种利用等温滴定量热法检测靶向乙肝病毒（HBV）进入宿主细胞前后生命周期阶段的抗病毒化合物的方案，该方法通过测定化合物与宿主钠-牛磺胆酸共转运多肽结合亲和力（KD）来评估其作用。抗病毒效果则通过检测病毒生命周期标志物（共价闭合环状DNA形成、转录及病毒组装）的抑制情况来确定。...

一种通过钠-牛磺胆酸共转运多肽研究乙型肝炎病毒进入的高效肝细胞模型作为治疗靶点

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用于制备高滴度戊型肝炎病毒储备液的细胞培养模型

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